TRAORE S.
1, AUBRY L.
1, GATELLIER P.
1, PRZYBYLSKI W.
2, JAWORSKA D.
2, KAJAK-
SIEMASZKO K.
2, SANTE-LHOUTELLIER V.
11
INRA, UR370 QuaPA, 63122 Saint-Genès-Champanelle, France
2Warsaw Agricultural University, 02-776 Warsaw, Poland
Introduction
Dans nos sociétés, les viandes sont généralement cuites avant d’être consommées. En favorisant la production des radicaux libres, les traitements thermiques peuvent avoir des effets négatifs sur la qualité sensorielle et nutritionnelle des viandes et produits carnés, notamment en oxydant les protéines et les lipides. Par ailleurs, les traitements thermiques entraînent une dénaturation protéique rapide qui se traduit par des changements de conformation (Yongsawatdigul 2003) et une augmentation de l’hydrophobie de surface (Promeyrat 2010). La formation de carbonyles et de ponts disulfures génèrent des interactions protéines-proteines (Stadtman 1990 ; Liu 2000 ; Gatellier 2009) qui modifient le profil électrophorétique, et notamment l’intensité de la bande de myosine (Santé-Lhoutellier 2007). Cependant, d’autres auteurs ont démontré un phénomène de fragmentation protéique au cours du chauffage de viande bovine (Tajima 2001) et une quasi absence de modifications de profil électrophorètique dans la viande de volaille qui s’expliquerait par un changement des propriétés de solubilité des protéines (Wattanachant 2005). L’objectif de cette étude est de caractériser les profils électrophorétiques des muscles Longissimus dorsi de porc chauffés présentant des teneurs en sucre variable.
Matériel et méthodes
Animaux & échantillons : cette étude est réalisée sur 46 porcs femelles (Galia, n=24 et Redone, n=22). A 24h post
mortem, les échantillons des muscles longissimus dorsi sont congelés à -80°C. Les teneurs moyennes en glycogène sont
de 9 µmol/ g et 3µmol/g pour les Galia et Redone, respectivement. Cinq g de muscle sont chauffés à 100°C pendant 10 et 30 min dans un bain à sec.
Extraction des protéines myofibrillaires: elle est réalisée avant et après cuisson selon la méthode de Pietrzak (1997). La concentration en protéines est déterminée par la méthode RCDC protein Assay (Biorad).
Electrophorèse et analyse d’images: 10µg d’extrait myofibrillaire (cru, cuisson 10 et 30 min) sont déposés sur un gel SDS-PAGE à 8%. Après migration, les gels sont scannés (GS-800 Calibrated Densitometer) et l’analyse d’image est
réalisée avec le logiciel Quantity One (Biorad). L’intensité des bandes est exprimée en densité optique (DO/mm2).
Analyse statistique: Les valeurs sont exprimées en moyenne ± SEM. Une analyse de variance à deux facteurs (race, traitement, race x interaction) est réalisée utilisant le logiciel SAS. Quand un effet significatif est observé, un test de comparaison de moyenne (test t) est effectué.
Résultats et discussion
Les profils électrophorètiques des muscles LD crus et après cuisson (Galia et Redone) sont présentés sur la Figure 1. Des différences de profil entre les muscles crus et cuit 10 min et 30 min sont observées dans chacune des races. Nous avons réalisé la quantification de 22 bandes protéiques présentes sur les gels d’électrophorèse (B1 à B22). Nos résultats montrent une diminution significative de l’intensité des bandes de myosine (B1) dès 10 min de chauffage à 100°C (33%) et jusqu’à près de 50% après 30 min. De manière similaire, l’intensité de la bande d’actine (B13) diminue de 30 à 40% avec l’allongement de la durée de chauffage. Les bandes B2, B3 et B4, dont les poids moléculaires sont compris entre 92 et 150kDa, présentent également une diminution de leur intensité au chauffage. Au total, 6 bandes sont absentes du profil électrophorètique des muscles crus. Il s’agit des bandes B6, B9, B11, B12 et B14 dont les poids moléculaires sont compris entre 37 et 75kDa et de la bande B20 dont le poids moléculaire est compris entre 20 et 25kDa. L’apparition de ces nouvelles bandes de poids moléculaires inférieurs à la myosine (B6 ~ 70kDa et B9~ 60kDa) pourrait être due à la dégradation de la myosine. En effet, Tajima (2001) ont montré, avec des anticorps spécifiques de la myosine, que des bandes à 70 kDa et 58 kDa apparaissaient au chauffage, bandes correspondant à des produits de dégradation de la myosine. L’intensité des bandes B5, B8 et B18 présentent un effet traitement et une interaction race*traitement. Cette interaction peut s’expliquer par le fait que l’intensité de ces bandes diminue après 10 min de chauffage et augmente ensuite pour une durée plus longue de chauffage. Une dégradation de ces protéines semble s’opérer pour un temps court de chauffage, et par la suite l’augmentation de l’intensité pourrait traduire un phénomène de changement de solubilité qui se superpose à la dégradation de protéines de poids moléculaire supérieur. Wattanachant (2005) ont souligné la perte de solubilité des protéines myofibrillaires avec l’augmentation de la température de chauffage. Dans nos conditions, l’effet race reste modeste. Certes les différences sont significatives mais les variations observées sont faibles. La bande B9 présente une intensité inférieure dans les muscles de race Galia où le taux de glycogène est 3 fois supérieur à celui des muscles Redone, et à ce jour nous n’avons pas d’hypothèse pour expliquer ce résultat.
Figure 1: Profil d’électrophorèse des muscles LD de porc Galia et Redone, crus et après chauffage à 100°C pendant 10 et 30 minutes.
Tableau 1: quantification des bandes protéiques des gels d’électrophorèse des muscles LD de porc Galia et Redone,
crus et chauffés à 100°C pendant 10 et 30 minutes
Bandes Race Traitement Race
p
Traitement p
Interaction p
Galia Redone Cru Cuisson 10 min Cuisson 30 min
B1 20,67a ± 1,22 19,33b± 1,27 27,64a ± 0,65 18,40b± 0,44 13,96c± 0,36 0,023 0,0001 NS B2 5,91 ± 0,15 5,64 ± 0,12 6,41a ± 0,16 5,69b± 0,12 5,23c± 0,08 NS 0,0001 NS B3 4,67 ± 0,22 4,47 ± 0,21 5,64a ± 0,24 4,41b± 0,15 3,67c± 0,09 NS 0,0001 NS B4 4,06 ± 0,12 3,86 ± 0,12 4,55a ± 0,08 3,69b± 0,16 3,65b± 0,06 NS 0,0001 NS B5 4,68 ± 0,18 4,50 ± 0,12 3,84a ± 0,13 5,31b± 0,16 4,62c± 0,05 NS 0,0001 0,004 B6 2,12 ± 0,07 2,13 ± 0,09 ND 1,84a± 0,05 2,41b± 0,03 NS 0,0001 NS B7 2,09b ± 0,10 2,28a ± 0,12 2,56a ±0,08 1,49b± 0,04 2,52a± 0,06 0,011 0,0001 NS B8 1,84b ± 0,07 2,02a ± 0,09 2,13a ± 0,11 1,50b± 0,04 2,16a± 0,05 0,035 0,0001 0,027 B9 2,45b ± 0,06 2,75a ± 0,07 ND 2,43a± 0,06 2,77b± 0,07 0,0007 0,0002 NS B10 3,14b ± 0,13 3,48a ± 0,14 2,52a ± 0,10 3,70b± 0,14 3,71b ± 0,05 0,004 0,0001 NS B11 2,09b ± 0,06 2,27a ± 0,05 ND 2,11± 0,06 2,26 ± 0,05 0,031 NS NS B12 3,63 ± 0,13 3,86 ± 0,12 ND 3,88 ± 0,12 3,61 ± 0,13 NS NS NS B13 13,94b ±0,75 15,01a± 0,81 19,20a ± 0,54 12,97b± 0,43 11,25c± 0,26 0,026 0,0001 NS B14 4,51 ± 0,16 4,78 ± 0,16 ND 4,17a ± 0,13 5,13b± 0,08 NS 0,0001 NS B15 7,43 ± 0,23 7,28 ± 0,27 6,28a ± 0,29 8,34b± 0,21 7,45c± 0,15 NS 0,0001 NS B16 5,99 ± 0,15 5,88 ± 0,18 5,17a ± 0,22 6,38b± 0,12 6,26b± 0,10 NS 0,0001 NS B17 4,88 ± 0,16 5,05 ± 0,12 4,41a ± 0,20 5,11b± 0,14 5,37b± 0,09 NS 0,0002 NS B18 1,41b ± 0,05 1,74a ± 0,08 1,84a ± 0,09 1,34b± 0,05 1,55b± 0,06 0,0001 0,0001 0,033 B19 3,52 ± 0,29 3,55 ± 0,25 1,89a ± 0,07 4,28b± 0,23 4,43b± 0,14 NS 0,0001 NS B20 2,03 ± 0,14 1,92 ± 0,07 ND 1,71a± 0,05 2,24b± 0,09 NS 0,0007 NS B21 2,86 ± 0,14 2,84 ± 0,12 3,30a ± 0,09 2,14b± 0,06 3,11a± 0,12 NS 0,0001 NS B22 3,03 ± 0,13 3,21 ± 0,15 3,03 ± 0,15 2,85 ± 0,17 3,47 ± 0,16 NS NS NS
a,b,c Les moyennes présentant les lettres différentes dans une même ligne sont significativement différentes. P<0,05
Conclusion
L’application d’un traitement thermique affecte les protéines de la viande, non seulement par la formation de protéines oxydées comme nous l’avions montré précédemment (Santé-Lhoutellier 2007) mais aussi par des réactions d’hydrolyse des protéines. En effet les profils électrophorètiques des viandes chauffées se distinguent de leurs homologues non chauffés. Par contre l’effet race reste modeste. Des travaux complémentaires sont prévus pour identifier par spectrométrie de masse les bandes nouvellement formées.
Références Bibliographiques
Gatellier P., Santé-Lhoutellier V., Portanguen S. and Kondjoyan A. 2009. Meat Sci., 83, 651-656 Liu.G and Xiong Y.L, 2000. J. Agric. Food Chem., 48, 624-630
Pietrzak M., Greaser M. L., Sosnicki A. A., 1997. J. Anim. Sci., 75, 2106–2116.
Promeyrat A., Gatellier P., Lebret B., Kajak-Siemaszko., Aubry L., Santé-Lhoutellier V., 2010. Food Chem., 121, 412-417 Santé-Lhoutellier V., Aubry L., Gatellier P., 2007. J. Agric. Food Chem., 55, 5343-5348
Stadtman E.R., 1990. Free Rad. Biol. Med., 8, 315-325
Tajima T., Ito T., Arakawa N., Parrish JR F.C., 2001. J. Food Sci., 66, 223-237 Wattanachant S., Benjakul S., Ledward D.A., 2005. Food Chem., 93, 337-348 Yongsawatdigul J and Patk J.W., 2003. Food Chem., 83, 409-416