La voie de biosynthèse des précurseurs

La voie de biosynthèse des caroténoïdes peut être divisée en trois phases. La phase I inclut la formation de l’isopentényle pyrophosphate (IPP) et du diméthyallyle pyrophosphate (DMAPP). Chez les plantes, deux voies distinctes sont utilisées pour la synthèse de ces intermédiaires en C5 : la voie cytosolique du mévalonate (MVA) et la voie plastidiale du méthylérythritol phosphate (MEP). Les deux voies métaboliques sont séparées par leur localisation et fournissent de l’IPP et du DMAPP pour la biosynthèse de leurs propres isoprénoïdes. Cependant des échanges d’une faible fraction de ces précurseurs entre les deux voies ont été observées (Laule et al., 2003). Seule la voie plastidiale du MEP permet la biosynthèse des caroténoïdes. La phase II commence avec l’isomérisation de l’IPP en DMAPP. Les deux composés, IPP et DMAPP, serviront de précurseurs pour les réactions de condensation afin de former le géranyle pyrophosphate (GPP, C10), le géranyle-géranyle pyrophosphate (GGPP, C20), puis le phytoène (C40). Dans la phase III, le phytoène subit une série de réactions afin de produire différents caroténoïdes.

24 III.2.1.1. La biosynthèse des précurseurs : le diméthyallyle et le

pyrophosphate et l’isopentényle pyrophosphate

La voie cytosolique du mévalonate (MVA) fournit les précurseurs pour la synthèse de certains séquisterpènes, des stérols et pour la chaine latérale de l’ubiquinone (Cheng et al., 2007; Enfissi et al., 2005; Laule et al., 2003) (Figure 12). La voie plastidiale du méthylérythritol phosphate (MEP) est utilisée pour la synthèse des précurseurs de la biosynthèse des isoprènes, des mono-terpènes, de certains séquisterpènes, des di-terpènes, des caroténoïdes, et de la chaine latérale des tocophérols, des phylloquinones et des chlorophylles (Cheng et al., 2007; Lange et Ghassemian, 2003) (Figure 12).

Figure 12: Biosynthèse des précurseurs d'après Cheng et al. (2007), Enfissi et al. (2005), et Rodriguez-Concepcion et Boronat (2002).

DMAPP : diméthyallyle pyrophosphate ; DX5P : 1-deoxy-D-xylulose-5-phosphate ; FPP : farnésyle pyrophosphate ; IPP : isopentényle pyrophosphate ; GPP : géranyle pyrophosphate ; GGPP : géranyle-géranyle pyrophosphate ; HMG-CoA : 3-hydroxy-3-méthylglutaryl-CoA ; 3-PGA : glycéraldéhyde-3-phosphate. La flèche orange représente une possibilité d’échanges entre les précurseurs des deux voies.

Partie I : Introduction bibliographique

25 III.2.1.1.1. La voie du mévalonate

La voie du mévalonate a été caractérisée dans les années 1950 (Fraser et Bramley, 2004) (Figure 13).

Elle débute par la condensation de deux molécules d’acétyl-CoA pour produire l’acétoacétyl-CoA. Cette réaction est catalysée par la thiolase (Goldstein et Brown, 1990;

McGarvey et Croteau, 1995). Un troisième acétyl-CoA est condensé, par l’action de la hydroxy-méthylglutaryl-CoA synthase (HMGS) à l’acétoacétyl-CoA pour former le 3-hydroxy-3-méthylglutaryl-CoA (HMG-CoA) (Hunter, 2007). Ce dernier est ensuite convertit par l’enzyme HMG-CoA réductase (HMGR) en mévalonate (Hunter, 2007). Le mévalonate est phosphorylé en diphosphate (MVPP) par l’intermédiaire du mévalonate-5-phosphate (MVP) (Hunter, 2007). Cette étape est ATP dépendante et requiert deux enzymes : la mévalonate kinase (MVK) et la diphospho-mévalonate kinase (PMK) (Hunter, 2007). Le MVPP est décarboxylé par la mévalonate diphosphate (PMD) pour former un réservoir d’isopentényle pyrophosphate (IPP) (Hunter, 2007).

Figure 13: Voie du mévalonate d’après Rodriguez-Conception et Boronat (2002).

HMGS : hydroxy-méthylglutaryl-CoA synthase ; HMG-CoA Réductase : 3-hydroxy-3-méthylglutaryl-CoA réductase ; MVK : mévalonate kinase ; PMK : diphospho-mévalonate kinase ; PMD : mévalonate diphosphate.

26 III.2.1.1.2. La voie du méthylérythritol phosphate

Dans les années 1990, une voie alternative a été décrite (Fraser et Bramley, 2004) : la voie du méthylérithritol phosphate. Cette voie se déroule dans les plastes (Rodriguez-Concepcion et Boronat, 2002; Rohdich et al., 2001; Rohmer, 1999) (Figure 14).

Elle débute avec la condensation du pyruvate et du glycéraldéhyde-3-phosphate pour produire le xylulose-5-phosphate (DX5P) qui est catalysée par la 1-désoxy-D-xylulose-5-phosphate synthase (DXS) en utilisant la thiamine pyrophosphate comme co- facteur (Hunter, 2007). La 1-désoxy-D-xylulose-5-phosphate réductase (DXR) convertit le DX5P en 2-C-méthyl-D-érythritol-4-phosphate (MEP) (Hunter, 2007). Le MEP est converti en IPP et DMAPP via quatre intermédiaires (Hunter, 2007).

Figure 14: Voie du méthylérythritol phosphate d'après Rodriguez-Conception et Boronat (2002).

CMK : 4-(cytidine-5’-diphospho)-2-C-méthyl-D-érythritol kinase ; CMT : 2-C-méthyl-D-érythritol-4-phosphate-cytidyl-transférase ; CTP : cytidine triphosphate ; DXPS : 1-désoxy-D-xylulose-5-phosphate synthase ; DXR : 1-désoxy-D-xylulose-5-phosphate réductase ; HDR : 1-hydroxy-2-méthyl-2-(E)-butényl-4-phosphate réductase ; HDS : 1-hydroxy-2-méthyl-2-(E)-1-hydroxy-2-méthyl-2-(E)-butényl-4-phosphate synthase ; IDS : isopentényle pyrophosphate isomérase ; MCS : 2-C-méthyl-D-érythritol-2,4-cyclodiphosphate ; TPP : thiamine pyrophosphate ;.

27

<

Figure 15: Voie de biosynthèse des caroténoïdes

28 La conversion du 1-hydroxy-2-méthyl-2-(E)-butényl-4-phosphate (HMBPP) en un mélange 5:1 d’IPP et de DMAPP est catalysée par l’isopentényle-pyrophosphate (IDS), également appelée IPP/DMAPP synthase. L’IPP isomérase catalyse l’isomérisation réversible de l’IPP en DMAPP, son isomère allélique (Cunningham et Gantt, 1998; Fraser et Bramley, 2004).

III.2.1.2. La biosynthèse du phytoène

La formation de la molécule de géranyle-géranyle pyrophosphate (GGPP ; C20), précurseur intermédiaire de la biosynthèse des caroténoïdes, est obtenue par l’addition linéaire de trois molécules d’IPP à une molécule de DMAPP (Cunningham et Gantt, 1998) par la GGPP synthase (GGPS) (Fraser et Bramley, 2004; McGarvey et Croteau, 1995). La formation du phytoène, molécule symétrique en C40, est la première réaction spécifique de la voie de biosynthèse des caroténoïdes (Cunningham et Gantt, 1998). C’est une réaction qui est catalysée par la phytoène synthase (PSY) (Cunningham et Gantt, 1998).

III.2.2. La biosynthèse des caroténoïdes

Les caroténoïdes sont synthétisés dans les plastes mais les gènes codant pour les enzymes sont nucléaires (Taylor et Ramsay, 2005). Les enzymes impliquées dans la voie de biosynthèse sont intégrées ou associées à la membrane (Sandmann, 2001). La voie de biosynthèse des caroténoïdes peut être divisée (Figure 15) en trois grands groupes de réactions : la formation du lycopène par des réactions de déshydrogénation, la cyclisation des caroténoïdes et la formation des xanthophylles.

III.2.2.1. Les réactions de déshydrogénation

Chez les plantes supérieures, le phytoène existe de façon prédominante sous la forme cis (Fraser et Bramley, 2004). Le phytoène subit une série de quatre réactions de désaturation, qui permettent la formation du phytofluène, du ζ-carotène, du neurosporène et du lycopène (Cunningham et Gantt, 1998). Ces réactions de désaturation servent à allonger la série de double liaisons qui constitue le chromophore des caroténoïdes, et qui transforme le phytoène non coloré au lycopène de couleur rouge (Cunningham et Gantt, 1998). Les quatre réactions de désaturation sont catalysées par deux enzymes : la phytoène

Partie I : Introduction bibliographique

29 désaturase (PDS) et la ζ-carotène désaturase (ZDS) (Cunningham et Gantt, 1998). La PDS et la ZDS requièrent du FAD (flavine adénine diphosphate) et des plastoquinones oxydées pour transférer les électrons (Fraser et Bramley, 2004; Lopez et al., 2008).

Les plastoquinones sont ensuite réoxydées par une plastoquinone oxydase (PTOX), en utilisant une molécule d’oxygène comme accepteur final d’électrons (Barr et al., 2004; Carol et Kuntz, 2001; Josse et al., 2000; Scolnik et al., 1987). Les plastoquinones sont sous forme oxydées pour pouvoir accepter l’électron produit lors de la synthèse du ζ-carotène et du lycopène. La plastoquinone réduite (PQH2) peut être réoxydée par le photosystème I ou la plastoquinone oxydase plastidiale (PTOX) qui est co-exprimée avec la PDS et la ZDS (Joet et al., 2002; Josse et al., 2000).

III.2.2.2. Les réactions de cyclisation

Le lycopène est majoritairement présent sous la forme trans chez les plantes (Fraser et Bramley, 2004). La formation de cycles terminaux est initiée par l’attaque d’un proton au niveau de la double liaison en position C1-C2 (C1’-C2’) (Fraser et Bramley, 2004).

A partir du lycopène, deux voies distinctes conduisent à la formation de carotènes bi-cycliques : l’une produisant du β-carotène et l’autre l’α-carotène. Dans la première voie, la lycopène β-cyclase (LCY-β) catalyse la formation du β-carotène bi-cyclique à partir du lycopène. L’ajout des deux cycles se réalise en deux étapes, et par l’intermédiaire du γ-carotène (Cunningham et Gantt, 1998). Les cycles ε, sont également commun chez les plantes (Cunningham et Gantt, 1998). Dans la seconde voie, l’addition d’un cycle ε à la molécule de lycopène, catalysée par la lycopène ε-cyclase (LCY-ε), forme le δ-carotène. Puis,

30 l’addition d’un cycle β forme l’α-carotène. Cette étape est catalysée par la lycopène β-cyclase (LCY-β) (Cunningham et Gantt, 1998).

III.2.2.3. La formation des xanthophylles

Les xanthophylles (caroténoïdes oxygénés) comprennent la plupart des caroténoïdes présents dans la membrane des thylakoïdes (Cunningham et Gantt, 1998). Chez les plantes supérieures, les xanthophylles sont formés par hydroxylation réalisée dans les cycles ε et β en position C3 et C3’, de l’ α-carotène et du β-carotène respectivement (Cunningham et Gantt, 1998; Fraser et Bramley, 2004).

Dans la première voie, la lutéine est formée par l’introduction de groupements hydroxyles dans les cycles β et ε au cours de réactions catalysées par la β-carotène hydroxylase (β-HY) et la ε-carotène hydroxylase (ε-HY), respectivement. L’intermédiaire formé est la zéinoxanthine (Fraser et Bramley, 2004).

Dans la deuxième voie, l’introduction de groupement hydroxyle dans les cycles β est catalysée par la β-carotène hydroxylase (β-HY). Deux réactions d’hydroxylation sont nécessaires pour former la zéaxanthine avec la β-cryptoxanthine comme intermédiaire (Fraser et Bramley, 2004). La violaxanthine est formée à partir de la zéaxanthine par l’introduction de groupes époxy en position 5,6 dans les cycles β (Fraser et Bramley, 2004).

La formation de la violaxanthine, est catalysée par la zéaxanthine époxydase (ZEP) (Hieber et al., 2000), via l’anthéraxanthine. Cette réaction est réversible chez les feuilles (Hirschberg, 2001). La dernière étape de la voie de biosynthèse des caroténoïdes est la formation de la néoxanthine à partir de la violaxanthine. Cette réaction est catalysée par la néoxanthine synthase (NSY) (Fraser et Bramley, 2004).

III.2.3. La dégradation des caroténoïdes

Les dioxygénases constituent une famille d’enzymes répandues qui permettent le clivage des doubles liaisons pour former des molécules qui possèdent le même squelette carboné que les caroténoïdes (Schwartz et al., 2001). Chez les plantes, ces enzymes

Partie I : Introduction bibliographique

31 appartiennent à deux familles, les dioxygénases clivant les 9-cis-époxycaroténoïdes (NCED) et les dioxygénases clivant les caroténoïdes (CDD) (Schwartz et al., 2001).

III.2.3.1. Formation de l’acide abscissique

L’acide abscissique (ABA) est une phytohormone impliquée dans différents processus physiologiques chez les plantes. Elle joue également un rôle important dans le développement végétatif en réponse à divers stress environnementaux tels que les conditions de sécheresse et de forte salinité (Seo et Koshiba, 2002).

Le clivage de la 9-cis-violaxanthine ou de la 9’-cis-néoxanthine, par les NCEDs, se fait au niveau de la double liaison C11-C12 (Rodrigo et al., 2006), pour former un époxy-apocaroténale en C25 et la xanthoxine en C15 (Figure 16) (Kato et al., 2006). La xanthoxine est convertie en un aldéhyde d’acide abscissique par une série de trois modifications au niveau du cycle (Liotenberg et al., 1999).

Figure 16: Voie de biosynthèse de l'acide abscissique d'après Han et al. (2004).

NCED : dioxygénase clivant les 9-cis-époxycaroténoïdes ; NSY : néoxanthine synthase ; ZEP : zéaxanthine époxydase.

32 Les NCED ont été identifiées chez de nombreuses espèces, telles que le maïs (Schwartz et al., 1997), le haricot (Qin et Zeevaart, 1999), l’avocat (Chernys et Zeevaart, 2000), Arabidopsis thaliana (Iuchi et al., 2001; Tan et al., 2003), et les agrumes (Kato et al., 2006).

III.2.3.2. Formation des autres apocaroténoïdes

Chez les plantes, les apocaroténoïdes se situent en grande partie dans la membrane des thylakoïdes (Kloer et Schulz, 2006) et peuvent jouer des fonctions biologiques importantes dans la croissance et le développement des plantes ainsi que dans la couleur, la saveur et les arômes des fruits et légumes et des plantes ornementales (Ohmiya, 2009).

Les apocaroténoïdes sont issus du clivage d’une grande variété de carotènes et de xanthophylles par les enzymes appartenant à la famille des CDD. Il existe 4 sous-familles : CDD1, CDD4, CDD7, et CDD8.

Les CDD1 clivent de nombreux substrats, tous les carotènes sous forme trans (β-carotène, zéaxanthine et lycopène) (Auldridge et al., 2006; Bouvier et al., 2005a; Giuliano et al., 2003), les apocaroténales (Schmidt et al., 2006; Vogel et al., 2008) et les apolycopénales (Ilg et al., 2009), en position C9-C10 (C9’-C10’) pour former deux cétones (C13) et un dialdéhyde (C14). Les produits formés dépendent du substrat (Schwartz et al., 2001). Les CDD1 peuvent également cliver, en position C5-C6 (C5’-C6’) du lycopène, chez Arabidopsis thaliana, pour former un composé volatile (Vogel et al., 2008), et en position C7-C8, chez le riz, pour former du géraniale (Ilg et al., 2009).

L’enzyme CDD4 permet le clivage du β-carotène, chez E. coli en position C9-C10 (C9’-C10’), pour former la β-ionone (Huang et al., 2009; Rubio et al., 2008). Elle peut également cliver la zéaxanthine en position C7-C8 (C7’-C8’) chez le crocus (Bouvier et al., 2003), et le lycopène en position C5-C6 (C5’-C6’) chez Bixa orellana (Ohmiya, 2009).

Les enzymes CDD7 catalysent le clivage du β-carotène, en position C9-C10, pour produire un aldéhyde (C27), le 10’-apo-β-caroténale et la β-ionone. L’aldéhyde formé est clivé par la CDD8, en position C13-C14 pour donner le 13-apo-β-caroténone (Schwartz et al., 2004).

33

Figure 17: La régulation de la voie de biosynthèse des précurseurs.

Les flèches rouges représentent les enzymes flux-déterminantes et flux-limitantes, les flèches jaunes une régulation par la lumière, les flèches vertes le rétrocontrôle négatif et les flèches rouges le rétrocontrôle positif.

34 III.2.4. La régulation de la voie de biosynthèse

La régulation de la voie de biosynthèse des caroténoïdes est complexe et se produit à différents niveaux (Taylor et Ramsay, 2005) (Figure 17).

III.2.4.1. Régulation transcriptionnelle

Plusieurs étapes de la voie du méthylérythritol-phosphate (MEP) et de la voie de biosynthèse des caroténoïdes sont connues pour être des étapes régulant l’accumulation des caroténoïdes.

III.2.4.1.1. Régulation au niveau de la voie du méthylérythritol phosphate

Dans la voie du MEP, deux enzymes permettent la régulation de la synthèse des précurseurs, IPP et DMAPP, nécessaires à la biosynthèse des caroténoïdes : la 1-déoxy-D-xylulose-5-phosphate synthase (DXPS), et la 1-déoxy-D-1-déoxy-D-xylulose-5-phosphate synthase (DXR) (Botella-Pavia et al., 2004; Carretero-Paulet et al., 2006) (Figure 17).

La DXPS qui contrôle la première réaction dans la voie de biosynthèse de MEP est une enzyme flux-déterminante, c’est-à-dire qu’elle module plus ou moins le flux de la voie de biosynthèse. L’analyse de l’expression de DXPS, chez plusieurs espèces, lors de l’accumulation des isoprénoïdes terminaux suggère que l’augmentation des niveaux en DXPS est indispensable pour fournir les précurseurs nécessaires (Botella-Pavia et al., 2004; Bouvier et al., 1998; Chahed et al., 2000; Estevez et al., 2001; Lois et al., 2000; Veau et al., 2000).

La DXR est une enzyme flux-limitante, c’est-à-dire qu’elle peut stopper le flux de la voie de biosynthèse. Chez Arabidopsis thaliana, l’augmentation de l’expression de la DXR entraîne une augmentation de l’accumulation de chlorophylles et de caroténoïdes (Carretero-Paulet et al., 2006). Par contre, il n’existe pas de corrélation entre les niveaux de DXR et l’accumulation des caroténoïdes dans les chromoplastes lors de la maturation chez la

35

Figure 18: La régulation de la voie de biosynthèse des caroténoïdes.

Les flèches rouges représentent les enzymes flux-déterminantes et flux-limitantes, les flèches jaunes une régulation par la lumière, et les flèches vertes un rétrocontrôle négatif. Les enzymes notées en vert indiquent qu’elles requièrent un rapport PQ/PQH2 élevé.

36 tomate (Rodriguez-Concepcion et Boronat, 2002). Ces observations suggèrent que la DXR ne serait plus une étape limitante après la transformation des chloroplastes en chromoplastes.

Lois et al. (2000) ont montré qu’il existe une corrélation entre l’expression des gènes Psy et Dxps dans les fruits de tomate. L’augmentation des niveaux d’expression de Dxps induit une augmentation de l’expression de la Psy et une augmentation de la quantité de caroténoïdes.

III.2.4.1.2. Les étapes clés de la voie de biosynthèse des caroténoïdes

Plusieurs étapes de la voie de biosynthèse des caroténoïdes sont connues pour être des étapes régulatrices (Figure 18).

La PSY est une enzyme flux-déterminante (Cazzonelli et Pogson, 2010; Romer et al., 2000; Shewmaker et al., 1999; Stalberg et al., 2003) et le principal contrôle de la voie en aval de la GGPP (coefficient de contrôle du flux = 0,36) (Fraser et al., 2002). L’augmentation de l’expression de la Psy chez les bactéries et les plantules transgéniques d’Arabidopsis thaliana a montré une augmentation de la concentration en caroténoïdes (Shewmaker et al., 1999;

Stalberg et al., 2003). De plus elle réagit aux facteurs environnementaux (Cazzonelli et Pogson, 2010).

De même, de nombreuses études indiquent que les étapes de biosynthèse des caroténoïdes catalysées par la PDS (coefficient de contrôle du flux = 0,1), LCY-β ou HY-β peuvent être des étapes limitantes. L’augmentation de l’expression de Pds, par addition de copie du gène chez E. coli induit une augmentation de l’accumulation de caroténoïdes (Kajiwara et al., 1997). L’augmentation de l’expression de la Lcy-β résulte également en une augmentation des niveaux en caroténoïdes totaux (Ronen et al., 2000; Rosati et al., 2000).

L’enzyme HY-β joue également un rôle crucial dans la régulation. Chez Arabidopsis thaliana, trois gènes sont impliqués, Chy1, Chy2 et P450. Un mutant chy1chy2, inhibant l’expression de ces gènes, montre une augmentation en caroténoïdes totaux, en β-carotène, en

Partie I : Introduction bibliographique

37 violaxanthine et en phytoène mais une diminution en zéaxanthine (Fiore et al., 2006). De la même façon, l’augmentation de l’expression de la Hy-β chez Arabidopsis thaliana résulte en la conversion de β-carotène en xanthophylles (Du et al., 2010). Chez les tubercules de pomme de terre, l’augmentation de l’expression de la Psy, de la Pds, de la Zds, de la Crtiso et de la Lcy- β ou l’étude des mutants chy1, chy2, lut5 (β-HY) et lcy-β amènent à l’accumulation de β-carotène (Diretto et al., 2010; Diretto et al., 2006).

III.2.4.2. Rôle de la lumière

La lumière a un rôle régulateur dans la biosynthèse des caroténoïdes chez les plantes (Giuliano et al., 2003; Von Lintig et al., 1997; Welsch et al., 2000; Welsch et al., 2003;

Woitsch et Romer, 2003). Alba et al. (2000) ont montré que les phytochromes transmettent le signal lumineux requis pour la pigmentation des fruits lors de la maturation. Chez la tomate, les mutants hp1 et hp2 caractérisés par une augmentation de la concentration en caroténoïdes, sont hypersensibles à la lumière (Peters et al., 1989). De même les niveaux d’ARNm du gène Psy sont plus élevés dans les feuilles de tomate (Giuliano et al., 2003) et d’Arabidopsis thaliana (Von Lintig et al., 1997) lorsqu’elles sont exposées à la lumière. Les résultats obtenus par Liu et al. (2004), sur les fruits de tomate, par l’étude mutant hp1 qui présente une mutation au niveau d’un gène codant pour une protéine impliquée dans la transmission du signal lumineux, suggèrent que la lumière est également impliquée dans la synthèse des caroténoïdes au niveau des chromoplastes.

L’expression des gènes de la voie du MEP peut également être régulée par la lumière (Carretero-Paulet et al., 2002; Estevez et al., 2001; Rodriguez-Concepcion et al., 2004). Chez Arabidopsis thaliana, l’étude de mutants hypo-sensibles à la lumière montre que les voies de perception et de transduction du signal lumineux régulent la voie du MEP au niveau de la DXPS et de la DXR (Rodriguez-Concepcion et al., 2004).

III.2.4.3. Rôle du statut redox des plastoquinones

Le contrôle redox est connu pour être un mécanisme régulateur majeur de la voie de biosynthèse des caroténoïdes (Pfannschmidt et al., 2001).

38 La désaturation du phytoène par la phytoène désaturase et celle du carotène par la ζ-carotène désaturase, est une réaction complexe nécessitant des co-facteurs et une étape d’oxydation, durant laquelle un électron est transféré du phytoène à la plastoquinone (Voir réaction p.29). Chez le tabac, lorsque le transport d’électrons photosynthétiques et la réduction de la plastoquinone ont été inhibés par le 3-(3,4-dichlorophényle)-1,1 diméthylurée (DCMU), une augmentation des niveaux de transcrits de la β-carotène hydroxylase et de la zéaxanthine époxydase, est observée ainsi qu’une augmentation de la quantité de pigments photosynthétiques. Les niveaux de transcrits des gènes Hy-β et Zep sont également régulés par le statut redox des plastoquinones (Woitsch et Romer, 2003). En effet ils nécessitent, tout comme PDS et ZDS, un rapport PQ/PQH2 élevé (Steinbrenner et Linden, 2003).

III.2.4.4. Rôle des produits finaux

L’expression de la Dxs peut être inhibée par des intermédiaires de la voie du MEP tels que le déoxyxylulose, chez la tomate (Lois et al., 2000; Rodriguez-Concepcion et al., 2001).

Chez des tomates surexprimant de façon constitutive le gène Pds, une diminution de la quantité de caroténoïdes totaux a été observée (Giuliano et al., 2000). La surexpression de la désaturase d’origine bactérienne, qui transforme le phytoène en lycopène, dans des plants de tomates est responsable de l’obtention de fruits présentant des teneurs accrues en β-carotène mais, avec des concentrations en caroténoïdes totaux 2,5 fois plus faibles par rapport aux fruits des plants non transformés. Ce phénotype est dû à l’augmentation de l’expression de la lycopène β-cyclase, à la diminution de l’expression du gène codant pour la phytoène synthase, et à l’augmentation des teneurs en β-carotène (Botella-Pavia et Rodriguez-Concepcion, 2006). Ces études suggèrent un rétrocontrôle négatif sur l’expression des gènes Psy et Pds par le β-carotène ou l’un de ses métabolites.

Cazzonelli et Pogson (2010) soulignent l’existence d’une interaction entre la voie de biosynthèse des caroténoïdes et la voie du méthylérythritol phosphate dans la régulation de DXPS. En effet, la DXPS peut être rétrocontrôlée par une accumulation de caroténoïdes chez la tomate (Lois et al., 2000; Rodriguez-Concepcion et al., 2001). L’augmentation de

Partie I : Introduction bibliographique

39 l’expression de la Psy chez un transgène d’Arabidopsis thaliana, induit une augmentation des ARNm de la Dxps, ce qui révèle un mécanisme de rétrocontrôle initié par la PSY qui stimule les substrats de le voie du MEP (Rodriguez-Villalon et al., 2009a, b).

III.2.4.5. Rôle du stockage des caroténoïdes

La biogenèse des organites, tels que les chloroplastes, est déterminante dans la taille et le nombre des compartiments de stockage des plastes et peut affecter l’accumulation des caroténoïdes (Cazzonelli et Pogson, 2010).

Chez le chou-fleur, le mutant or, dont le niveau de transcrit des gènes impliqués dans la biosynthèse des caroténoïdes est identique à celui des plantes témoins, présente une augmentation de la concentration en β-carotène. Cette accumulation de β-carotène dans les chromoplastes révèle que la différenciation des plastes est un mécanisme important dans le contrôle de l’accumulation des caroténoïdes dans les plantes (Li et al., 2001). Chez la tomate, le mutant hp1 montre une augmentation des niveaux en caroténoïdes dus à l’augmentation

Chez le chou-fleur, le mutant or, dont le niveau de transcrit des gènes impliqués dans la biosynthèse des caroténoïdes est identique à celui des plantes témoins, présente une augmentation de la concentration en β-carotène. Cette accumulation de β-carotène dans les chromoplastes révèle que la différenciation des plastes est un mécanisme important dans le contrôle de l’accumulation des caroténoïdes dans les plantes (Li et al., 2001). Chez la tomate, le mutant hp1 montre une augmentation des niveaux en caroténoïdes dus à l’augmentation