Régulation de l’activité Caspase-2

La difficulté à détecter l’activation de CASP-2 semble indiquer qu’elle est soumise à un contrôle très fin. En effet, en absence de stress cellulaire, son activation semble être restreinte par de nombreux mécanismes.

8.1. Régulation de l’expression du gène CASP-2

Le niveau d’expression ainsi que le ratio des isoformes de CASP-2 sont sous le contrôle de nombreux facteurs. Par exemple, la transcription de Casp-2 est réprimée par le Brain

Derived Neurotrophic Factor. Dans une variété de lignées cellulaires, l’expression de la

CASP-2 est induite par la fixation d’agents hypocholestérolémiants dont le but est de diminuer les taux de cholestérol sanguin. Ces derniers viennent se fixer sur des séquences régulatrices, SREBP (Sterol regulatory element-binding proteins) localisées dans la région 5’ non codante (Logette E. et al., 2005). L’inclusion de l’exon 9, en faveur de l’expression de CASP-2S survient surtout au cours de la phase S du cycle cellulaire et peut être déclenchée par un traitement avec de l’étoposide, un inhibiteur des topoisomérases. De manière intéressante, le premier exon 1 classiquement identifié dans l’ARNm codant CASP-2L est présent dans la séquence de l’ARNm codant CASP-2S qui est généré suite à un traitement à l’étoposide. Cette observation indique que l’épissage des exons 1 et 9 peuvent être contrôlé séparément. Le facteur

Heterogeneous nuclear ribonucleoprotein A1, hnRNP A1 classiquement impliqué dans le

l’épissage du pré-ARNm ainsi que le transport et le métabolisme des ARNm, stimule la conservation de l’exon 9 en faveur de la synthèse de l’isoforme court. La PKC-x induit la même

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réponse, certainement en phosphorylant hnRNP A1. RBM5, une protéine potentiellement suppresseur de tumeur pourrait se fixer sur une séquence riche en U/C en amont d’In100 et agir de concert avec cette dernière pour stimuler l’épissage entre les exons 8 et 10, pour stimuler l’expression de CASP-2L (Fushimi K. et al., 2008). Enfin, l’expression de l’ARNm de CASP-2L semble dominer l’expression de l’ARNm codant CASP-2S, conséquence d’un promoteur plus fort pour l’expression de CASP-2L (Logette E et al., 2003).

En 2008, Baptiste-Okoh N. et al., ont démontré que l’expression de CASP-2 est négativement régulée par p53 en absence ou en présence de dommage à l’ADN. P53 est un suppresseur de tumeur, régulateur crucial de destin cellulaire. En fonction du contexte cellulaire, p53 déclenche une variété de réponses antiprolifératives. Pour cela il fonctionne comme un activateur transcriptionnel qui agit grâce à un domaine de trans-activation bipartite (TAD) qui consiste en TAD I et TAD II. La répression de CASP-2 se fait par le biais de deux interactions, l’une directe avec domaine de trans-activation de p53 et une autre indirecte par p53 au travers du cyclin-dependent kinase inhibitor p21, un inhibiteur du cycle cellulaire. Au-delà d’une certaine concentration, p21 induit l’hypophosphorylation de Rb, (retinoblastoma protein) qui va convertir le facteur de transcription E2F-1 en répresseur qui va empêcher l’expression de CASP-2 (Bartek J. et al., 2001). Cette répression du taux de CASP-2 par p53 pourrait participer à la détermination du devenir de la cellule en prévenant de la mort cellulaire lorsque ce n’est pas nécessaire.

8.2. Régulation post-traductionnelles

La phosphorylation est l’un des mécanismes régissant la régulation de l’activation de CASP-2. En effet, comme il a pu être montré dans les lignées cellulaires cancéreuses, la protéine Kinase CK2 (PKCK2) peut phosphoryler pc-2 au niveau de la Ser-157 pour prévenir de son activation par dimérisation.

Dans les ovocytes de Xénope il a été montré que la phosphorylation de pc-2 au niveau de son pro-domaine au site Ser-135 par la calcium/calmodulin-dependent protein kinase II (CaMKII) est sous contrôle métabolique. En effet, un niveau élevé de NADH, issu de la voie des pentose phosphate, active la kinase qui va alors phosphoryler pc-2 entraînant l’arrivée d’une

phosphoserine/phosphothreonine binding protein, 14-3-3 pour prévenir d’une

déphosphorylation. Cette phosphorylation prévient de l’activation de la protéase en empêchant l’interaction de CASP-2 avec RAIDD via son domaine CARD. En absence de

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nutriments, 14-3-3 se détache de CASP-2 qui peut alors être déphosphorylée par la protéine phosphatase 1 (PP1). Pour expliquer le contrôle de l’activité CASP-2 par 14-3-3 des études structurales ont été menées. Un mode d’action a pu être proposé sur la base de ces études. La CASP-2 phosphorylée pourrait former un complexe avec 14-3-3 dans lequel les domaines p19 et p12 du monomère de CASP-2 sont positionnés dans à l’interface du dimère que forme 14-3-3. À ce niveau les extrémités terminales de chaque protomère de 14-3-3 viennent stabiliser le complexe, empêchant ainsi l’activation de CASP-2. De plus, il semble également que 14-3-3 puisse réguler l’activation de la CASP-2 en masquant la séquence de localisation nucléaire. Plus précisément, la NLS de la pc-2 est enfouis à l’interface de dimérisation de 14-3-3, contenue au fond du canal que forme cette interface et la petite sous-unité p12 du monomère de la pro-Caspase (Smidova A. et al., 2018).

Un autre site de phosphorylation se trouve au niveau de Ser-340, dans la région linker entre la grande et la petite sous-unité. La phosphorylation à ce site par le complexe cdk1-cyclineB1 empêche l’activation de la CASP-2 au cours du cycle cellulaire et empêcher ainsi une catastrophe mitotique.

Enfin, des expériences de surexpression laissent penser que la CASP-2 pourrait être SUMOylée au niveau de son domaine CARD sur la Lys-60, cependant l’importance de cette modification pour l’activation où la localisation de CASP-2 n’est pas encore très claire (Kitevska T. et al., 2009).

8.3. Régulation de la formation du PIDDosome par BubR1

Des études biochimiques ont révélé que l’interaction PIDD-RAIDD plutôt que l’interaction RAIDD-CASP-2 était limitante pour l’assemblage du PIDDosome. En plus d’initier le recrutement de RAIDD par libération de PIDD-CC, les lésions de l’ADN entraîne également la limitation de l’activité du PIDDosome. Ce contrôle est exercé en partie par la signalisation de la Checkpoint kinase 1 (Chk1). Thompson R. et al., en 2016 ont mis en évidence que BubR1 (Budding uninhibited by benzyimidazole-related 1), une Ser/Thr Kinase qui est sert de point de contrôle mitotique, constituait également un inhibiteur du PIDDosome en réponse à des dommages à l’IDN induit par des rayonnements ionisants lors de la mise en place du fuseau mitotique. Dans la cellule, BubR1 est un composant du Complexe de Checkpoint Mitotique ou MCC. Le MCC est composé de Mad-2, Bub3-Cdc20 et BUbR1 et forme un tétramère qui retarde l’anaphase en inhibant l’Anaphase-promoting complex/cyclosome (APC/C) en réponse à une

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dysfonctionnement de l’attachement des microtubules au niveau du kinétochore (KT). Cette structure constitue un assemblage de protéines au niveau des régions centromériques des chromosomes mitotiques. Dans son rôle d’inhibiteur du PIDDosome, BubR1 agit au niveau du KT mais indépendamment du complexe MCC. En termes de mécanisme d’action, suite à des dommages par radiation au niveau de l’ADN, BubR1 est recruté pour former le MCC (voie canonique) mais il entre également en compétition avec RAIDD pour la fixation au niveau des DDs de PIDD-CC, permettant ainsi de prévenir l’assemblage du PIDDosome et par conséquent l’induction de l’apoptose jusqu’à l’achèvement de la mitose (Figure 36).

Le PIDDosome constitue un nouveau point de contrôle mitotique pour déterminer le destin de la cellule qui entre en division. Lors de lésions de l’ADN, ATM phosphoryle PIDD à proximité du site de lésion au cours de l’interphase, à ce niveau Chk1 pourrait relayer le signal de dommage à l’ADN à BubR1 bien que BubR1 seul soit suffisant pour l’inhibition de la formation du PIDDosome. Par conséquent BubR1 se lie à PIDD au cours de la prophase et le complexe se dirige ensuite au niveau du KT à l’aide d’autres protéines telles qu’Aurora B et Bub1. Ce recrutement au KT est indispensable pour l’inhibition totale de la formation du PIDDosome. En effet, bien que l’interaction de PIDD:BubR1 soit nécessaire elle est néanmoins insuffisante pour l’inhibition du PIDDosome. À niveau du KT, les protéines agissent en stabilisant l’interaction entre PIDD et BubR1 d’une part et empêchent la fixation de RAIDD au niveau du complexe PIDD:BubR1, d’autre part. De plus, le complexe de contrôle mitotique Cyclin-dependent kinase 1 ou Cdk1/CyclineB1 au cours de la mitose, peut phosphoryler pc-2 au niveau de la Ser-340, qui est localisée dans la région linker qui sépare la grande et la petite sous-unité et ce, jusqu’au passage du point de contrôle par la cellule. Ainsi, les points de contrôle mitotiques agissent à deux niveaux pour contrôler l’assemblage du PIDDosome. D’une part, en amont de l’anaphase, régit par APC/C, et en réponse à des lésions à l’ADN, BubR1 agit en compétiteur de RAIDD pour la fixation à PIDD au niveau du KT. D’autre part, en aval de APC/C en prévenant du recrutement de la CASP-2 au niveau du PIDDosome ou en empêchant l’activation de l’enzyme (Shah R.B. et al., 2016).

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Figure 36. Connexion entre la machinerie de checkpoint mitotique et l’activation du PIDDosome.

En présence de BubR1, BubR1 est mobilisé à deux niveaux, d’une part au niveau du complexe MCC (fonction canonique) et au niveau de PIDD. Bubr1 permet donc de prévenir l’activation des caspases initiatrices et notamment de la CASP-2 en permettant la phosphorylation des Caspases par cdk1/cyclineB1 suite à l’inhibition du complexe APC/C. Suite à des lésions de l’ADN BubR1 peut entrer en compétition avec RAIDD pour la liaison à PIDD au niveau du kinétochore, afin d’éviter l’activation du PIDDosome et par conséquent empêcher l’activation de CASP2. La voie Cdk1 est constitutive dans la cellule tandis que la voie d’inhibition de PIDD n’est enclenchée que suite à des dommages à l’ADN. En absence de BubR1, suite à un stress génotoxique par exemple, les zymogènes de Caspases ne sont plus inhibés et peuvent être activées au sein de leurs plateformes d’activation. MCC : Complexe de Checkpoint Mitotique ; Cdk1 : cyclin-dependent

kinase 1 ; APC/C : Anaphase-promoting complex/cyclosome ; BubR1 : Budding uninhibited by benzyimidazole-related 1 ; RAIDD : RIP-associated Ich-1/CED homologous protein with Death Domain) ;

PIDD1 : p53-induced protein with a death domain 1 ; KT : kinétochore. D’après Shah R.B. et al., 2016 et Thompson et al., en 2016.

8.3.1. Inhibiteurs naturels de Caspase-2

Les CASP-3, -7 et -9 sont la cible des inhibiteurs de la famille des IAPs. En revanche, in

vitro l’activité de CASP-2 vis-à-vis de son substrat

z-VDVAD-7-Amino-4-trifluoromethylcoumarin (AFC) n’est pas impactée par la présence de XIAP ainsi que par la présence des domaines BIRs exprimés de manière individuelle. De plus cIAP-1 et -2 semblent également incapables d’inhiber la CASP-2. Cependant, comme la majorité des membres de cette famille, CASP-2 est inhibée par les protéines de baculovirus p35 et p49, tandis que l’inhibiteur CrmA est inefficace vis-à-vis de CASP-2 (Ho P-k. et al., 2005 ; Kitevska T. et al., 2009).

Un stress lié à la température induit l’apoptose mais active également le facteur de protection HSF-1 (Heat shock factor 1). Il s’agit d’un facteur de transcription qui induit l’expression d’un grand nombre de heath shock proteins et dont Hsp-90a. HSF-1 semble empêcher l’activation de CASP-2 après un choc de température par le biais de Hsp-90a. Cette dernière agit en augmentation le seuil d’activation de CASP-2 au cours de l’apoptose induite par un choc de température (Bouchier-Hayes L. 2010).

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