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Thèse de doctorat/ PhD Thesis Citation APA:

Wilkin, P. (1965). Contribution à l'étude anatomo-clinique du placenta humain (Unpublished doctoral dissertation). Université libre de Bruxelles, Faculté de Médecine – Médecine, Bruxelles.

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UNIVERSITÉ LIBRE DE BRUXELLES

LABORATOIRE DE GYNÉCOLOGIE EXPÉRIMENTALE ET CLINIQUE DE GYNÉCOLOGIE ET D’OBSTÉTRIQUE

(PROFESSEUR ]. SNOECK)

HÔPITAL UNIVERSITAIRE SAINT-PIERRE, BRUXELLES (BELGIQUE)

CONTRIBUTION

A L’ÉTUDE ANATOMO-CLINIQUE

DU

PLACENTA HUMAIN

THÈSE

1. La rareté des anastomoses artério-veineuses de l’endomètre humain rend improbable leur intervention dans le déclenche­ ment local de l’hémorragie menstruelle.

2. La représentation graphique de l’évolution de la dilatation cervicale au cours de l’accouchement permet de reconnaître plus rapidement et de traiter plus efficacement les dyscinésies utérines.

CONTRIBUTION A L’ÉTUDE ANATOMO-CLINIQUE

DU

UNIVERSITÉ LIBRE DE BRUXELLES

LABORATOIRE DE GYNÉCOLOGIE EXPÉRIMENTALE ET CLINIQUE DE GYNÉCOLOGIE ET D’OBSTÉTRIQUE

(PROFESSEUR J. SNOECK)

HÔPITAL UNIVERSITAIRE SAINT-PIERRE, BRUXELLES (BELGIQUE)

CONTRIBUTION

A L’ÉTUDE ANATOMO-CLINIQUE

DU

PLACENTA HUMAIN

par P. WILKIN THÈSE

î

JP PRÉSENT TRAVAIL Constitue, dans le domaine de la pathologie, le complément de l’ouvrage que le Professeur Jean Snoeck a consacré, il y a sept années déjà, aux aspects morphologiques et fonctionnels du placenta normal (‘). Il m’est en conséquence particulièrement agréable de pouvoir exprimer ici mes sentiments de profonde gratitude et de respectueuse admira­ tion à celui qui, par son dynamisme inébranlable et son constant intérêt pour la recherche clinique, a permis l’éclosion et le développement des investiga­ tions relatées dans cette monographie.

Mes remerciements s’adressent également au Professeur R. Vokaer, au Chargé de cours P. O. Hubinont, aux Chefs de travaux R. Parmentier et

M. Asielet à plusieurs Assistants du Service de Gynécologie et d’Obstétrique

de l’Hôpital Universitaire Saint-Pierre qui, à des titres divers, m’ont apporté leur collaboration dévouée et éclairée.

Je tiens en outre à exprimer ma reconnaissance au Professeur R. Bourg

et aux nombreux confrères qui m’ont procuré des placentas intéressants provenant de leur clientèle privée ou hospitalière.

MM. M. Demeiret R. Fauconnier, respectivement photographe et dessi­ nateur à la Faculté de Médecine de l’Université Libre de Bruxelles. M"' S. Casteels, technicienne au Laboratoire de Gynécologie expérimentale et M”® P. Verbaandert, secrétaire, m’ont apporté leur aide précieuse et compétente. Qu’ils reçoivent ici le témoignage de ma reconnaissance.

Enfin, je désire remercier tout particulièrement le Fonds National de la Recherche scientifique qui m’a octroyé un « Crédit aux chercheurs » et la Fondation Médicale Reine Elisabeth qui a également subsidié mes recherches.

P. WiLKIN.

INTRODUCTION

Le placenta humain est un des organes dont l’histologie normale et, à plus forte raison, pathologique est encore imparfaitement connue. Actuelle­ ment les pathologistes, en dépit des progrès substantiels réalisés au cours de ces dernières années, éprouvent de grandes difficultés pour intégrer les rensei­ gnements tirés de l’analyse morphologique de cet organe dans le cadre général de la pathologie gravidique.

Cet état de fait s’explique par les raisons suivantes ;

I “ Le placenta est un organe dont l’évolution morphogénétique est stricte­ ment limitée dans le temps. Les différentes phases de cette évolution se déroulent à un rythme caractéristique de l’espèce animale considérée. La durée de la gestation est, de toute évidence, étroitement liée à la période d’activité du placenta. Celui-ci, au cours de la phase terminale de sa période d’état, présente normalement des modifications macro- et microscopiques qui, surve­ nant dans tout autre organe, seraient considérées comme le témoin d’un processus pathologique évident. Or de telles modifications, qualifiées par certains d’« altérations » ou de « lésions » placentaires, ne possèdent aucune signification pathologique. Pour pouvoir interpréter correctement les divers aspects de la pathologie du placenta humain, il est donc indispensable de connaître l’aspect normal du tissu placentaire aux différents stades de son développement et de distinguer des altérations véritablement pathologiques, les modifications normales, qualitatives ou quantitatives, du placenta arrivé à son terme.

2° Le placenta est un organe essentiellement hétérogène. Dans les cas normaux, les proportions relatives de ses constituants varient en fonction de la localisation du fragment tissulaire considéré. Par ailleurs, certaines modifi­ cations tissulaires, à caractère pathologique, se produisent de préférence dans certaines régions du placenta. Il en résulte que l’analyse d’un fragment isolé ne reflète qu’exceptionnellement l’aspect morphologique et la valeur fonction­ nelle de l’entièreté du placenta.

d’aspects pathologiques dus à des modifications quantitatives dans les propor­ tions relatives des différents constituants tissulaires. L’établissement d’histo­ grammes des placentas pathologiques nous paraît indispensable pour l’étude objective des modifications généralisées du tissu placentaire. Il n’a encore jamais été réalisé à notre connaissance.

4" La technique de prélèvement des biopsies placentaires est habituelle­ ment inadéquate. La majorité des auteurs qui se sont intéressés à l’étude morphologique du placenta humain n’ont pas tenu compte de nombreux facteurs susceptibles d’en modifier considérablement l’aspect histologique. Signalons, à titre d’exemple, le degré variable de réplétion de l’arbre vasculaire fœtal en fonction des conditions hémodynamiques contemporaines de la déli­ vrance et de la ligature du cordon ombilical. Rappelons également que l’hété­ rogénéité du tissu placentaire impose non seulement l’étude macroscopique de l’entièreté de l’organe afin d’y déceler d’éventuelles lésions localisées, mais encore la systématisation rigoureuse des prélèvements en tenant compte de leurs relations spatiales. Toutes ces conditions rendent obligatoire une tech­ nique de prélèvement et de fixation particulière qui sera détaillée plus loin. 5° L’origine embryologique de certains éléments cellulaires du placenta normal est restée obscure jusqu’à ce jour, ce qui rend discutable l’interpréta­ tion pathogénique de nombreuses altérations placentaires.

6° La méconnaissance des aspects histologiques normaux a occasionné d’innombrables erreurs d’interprétation et a, le plus souvent, empêché l’établis­ sement de corrélations entre l’aspect morphologique du placenta et le résultat des épreuves destinées à estimer, d’une manière quantitative, le fonctionne­ ment de cet organe.

INTRODUCTION 3 d’éventuelles expériences réalisées chez ces animaux. Seule l’hyène (Amoroso, 1958) et les singes supérieurs (Colobus caudatus, Maccacus rhésus) possèdent un placenta hémochorial suffisamment voisin de celui de l’homme pour pou­ voir être à l’origine d’études expérimentales. C’est d’ailleurs sur les études radio-cinématographiques de la circulation placentaire du macaque (Ramsey

et al., 1960 et 1963) que reposent nos connaissances de la circulation placen­

taire maternelle dans l’espèce humaine. Des raisons pratiques évidentes empê­ chent la plupart des chercheurs d’utiliser ce matériel animal.

8° Mis à part les tentatives de synthèse de Hinselmann (1925 et 1958) et de Macciota (1947) et quelques articles parus dans des revues spécialisées (Potter, 1952 et 1962 ; Hellman, 1952 ; Thomsen, 1954, 1955, 1956 ; Thomsen

et al., 1958 et 1960 ; Hôrmann, 1958 ; Hertig, 1960 ; Clavero, 1961 ;

Benirschke, 1961 et 1962 ; Becker, 1963 et Merrill, 1963), la pathologie du placenta humain n’a pas fait, jusqu’à présent, l’objet d’une étude d’ensemble suffisamment complète et détaillée pour servir de référence à l’anatomo­ pathologiste.

Plan général — Dans le présent travail, basé sur l’étude morphologique

macroscopique, microscopique et accessoirement histochimique de plus de mille placentas (') provenant de gestations de durée variable, normales et pathologiques, nous avons tenté de remédier aux difficultés qui viennent d’être exposées et essayé de combler en partie les lacunes que nous avons signalées.

Le PREMIER CHAPITRE Comporte la description succincte de notre concep­ tion de la genèse et de l’évolution normale de l’architecture générale du placenta humain (Wilkin, in Snoeck, 1958). Cette étude nous facilitera ulté­ rieurement une prise de position dans les problèmes pathogéniques soulevés par de nombreuses altérations placentaires dont l’origine vasculaire, fœtale ou maternelle, a été suggérée. L’établissement du schéma général de la circula­ tion placentaire nous conduira ensuite à en déduire d’importantes consé­ quences fonctionnelles et à résumer les conclusions auxquelles ont abouti les études mathématiques d’un a modèle » physique présentant toutes les carac­ téristiques circulatoires du placenta humain.

Le DEUXIÈME CHAPITRE décrit notre technique de prélèvement des annexes fœtales. Nous y indiquons les méthodes de coloration et les méthodes histo- chimiques incidemment utilisées ainsi que les méthodes quantitatives

ration de l’histologie placentaire auxquelles nous avons eu recours (curvi- métrie et histométrie à l’aide de la platine intégratrice).

Le TROISIÈME CHAPITRE est consacré à l’étude des lésions, anomalies et particularités histologiques observées dans les placentas provenant de gros­ sesses normales (376 placentas « normaux » à terme, 90 placentas provenant de grossesses sans symptomatologie clinique autre qu’une interruption préma­ turée de la gestation avec fœtus vivant et viable et 92 placentas ou vésicules chorioniques provenant de grossesses interrompues spontanément ou artificiel­ lement avant la viabilité du fœtus). Cette étude nous permet de clarifier la terminologie, actuellement très confuse, de ces lésions, en nous référant aux notions fondamentales de l’histologie et de l’anatomo-pathologie générales. Nous établissons ensuite les fréquences relatives de ces diverses lésions dans nos échantillons sélectionnés. Nous obtenons ainsi des groupes de référence qui nous permettront, au cours du chapitre suivant, d’établir le caractère véritablement pathologique (au sens clinique du terme) de quelques-unes de ces lésions.

L’étude microscopique des placentas provenant de grossesses normales nous conduit enfin à établir les critères histologiques de la maturation placen­ taire et à préciser la localisation et le mode de formation de la substance fibrinoide.

Le QUATRIÈME CHAPITRE Comprend l’étude des lésions, anomalies et particularités histologiques observées dans les placentas provenant de gros­ sesses pathologiques.

Nous y étudions d’abord les lésions macroscopiques localisées, décou­ vertes quasi exclusivement dans les placentas « pathologiques », nous étudions la signification clinique de l’ensemble des lésions macroscopiques découvertes tant dans les placentas « normaux » que dans les placentas « pathologiques » et nous déterminons leur fréquence dans diverses circonstances cliniques à caractère pathologique.

Ensuite, nous portons notre attention sur les lésions et particularités microscopiques observées dans les placentas provenant de grossesses patholo­ giques, en dehors des lésions macroscopiques. Après avoir décrit les modifica­ tions du tissu placentaire consécutives à la mort fœtale in utero, nous préci­ sons, quantitativement et qualitativement, les caractéristiques microscopiques du placenta dans diverses conditions pathologiques (dysgravidie éclamptogène, hypertension isolée, diabète, iso-immunisation maternelle avec maladie hémo­ lytique du nouveau-né, hydrops placentaire et insuffisance pondérale du fœtus).

INTRODUCTION 5 notions établies dans les chapitres précédents, les modalités réactionnelles des différents constituants du tissu placentaire.

Nous terminons enfin cette étude en rassemblant dans les conclusions GÉNÉRALES les données nouvelles que nous avons pu établir et les observations originales que nous avons réalisées.

CHAPITRE PREMIER

ORGANOGENÈSE

ET VASCULARISATION PLACENTAIRES

L’architecture générale du placenta humain est avant tout conditionnée par la morphologie de sa circulation fœtale.

Pour comprendre le développement de ce système vasculaire particulière­ ment complexe et son intrication avec la circulation placentaire maternelle, il convient de rappeler les différentes phases de l’organogenèse placentaire telles que nous les avons décrites à la suite des travaux de Hertig (1935 et 1945), de Hertig et Rock (1941, 1944, 1945 et 1946), de Hamilton et Boyd (1951 et 1960), de Hamilton, Boyd et Mossman (1952) et de nos propres observations (Wilkin in Snoeck, 1958 a).

Fig. 1. — Schéma de l'évolution du placenta du 9'' au 2P jour.

L’organogenèse placentaire peut se subdiviser, d’une façon quelque peu arbitraire mais didactique, en deux périodes : la période prévilleuse (du 6” au 13® jour) et la période villeuse (du 13® jour au terme) (fig. 1). La période prévilleuse comprend elle-même une période prélacunaire (du 6“ au 9® jour)

et une période lacunaire (du 9’’ au 13" jour). La période villeuse comprend une période d’élaboration (du 13° jour à la fin du 4° mois environ) et une période d’état (du 5° mois au terme).

I. — PÉRIODE PRÉVILLEUSE-STADE PRÉLACENAIRE (6°, 7° au 9° jour)

Du 6°, 7" au 9" jour du développement (période prélacunaire) l’œuf implanté est composé par un bouton embryonnaire bilaminaire se projetant dans une cavité, le lécithocœle. Cette cavité est limitée par le trophoblaste en pleine prolifération au pôle embryonnaire et réduit à une mince membrane au pôle abembryonnaire. Dès ce stade, le trophoblaste est constitué par deux éléments morphologiquement différents : le cytotrophoblaste primitif formé de grandes cellules claires, polyédriques, situées à proximité de la cavité lécithocœlienne et le syncytiotrophoblaste primitif, périphérique, beaucoup plus abondant, formé d’une masse cytoplasmique sombre sans limites cellu­ laires. Si ces deux espèces de trophoblaste proviennent évidemment toutes deux des éléments trophoblastiques déjà différenciés dans le blastocyste, il

Fig. 2. — Cellules multinucléées, intermédiaires (?) entre les cellules cytotro­ phoblastiques de Langhans et le syncytiotrophoblaste. Placenta de 3 mois, provenant d’une fausse couche spontanée. La coupe donne le détail d’une zone de prolifération trophoblastique autour d’un axe villositaire sclérosé et dépourvu

de capillaires fœtaux.

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D'ÉLABORATION 9 semble bien démontré qu’à cette période de la morphogenèse placentaire, le syncytiotrophoblaste se différencie aux dépens de cellules trophoblastiques mononucléées, identiques morphologiquement aux cellules cytotrophoblas­ tiques primitives. Nous avons pu observer (fig. 2) à un stade plus tardif (3 mois) l’existence de cellules multinucléées, formes de transition entre les cellules cytotrophoblastiques mononucléées et la masse indivise. L’accroisse­ ment ultérieur du syncytiotrophoblaste paraît cependant dû à la fois à la continuation du processus de différenciation aux dépens du cytotrophoblaste primitif et à un processus de division amitotique des noyaux syncytiaux (Boyd et Hamilton, 1960). Le trophoblaste périphérique serait donc originelle­ ment un syncytium et non un plasmode et dès lors il est plus logique de le dénommer syncytiotrophoblaste et d’abandonner l’ancien terme plasmoditro- phoblaste. Notons que les préparations réalisées par Wislocki et Dempsey (1955) et Bargmann et Knoop (1959) à l’aide du microscope électronique n’ont jamais mis en évidence de cloison intercellulaire au niveau du syncytio­ trophoblaste.

II. — PÉRIODE PRÉVILLEUSE-STADE LACUNAIRE (9'" au 13® jour)

Du 9" au 13® jour du développement apparaissent des lacunes au sein du syncytiotrophoblaste (période lacunaire).

III. — PÉRIODE VILLEUSE-STADE D’ÉLABORATION (13® au 18® jour)

Du 13® au 18" jour, les lacunes confluent et donnent ainsi naissance à une cavité unique, limitée presque partout par du syncytiotrophoblaste. Cette cavité est appelée chambre intervilleuse parce que son élaboration est con­ temporaine de celle des villosités. Ces dernières se créent par la prolifération d’éléments cytotrophoblastiques au sein des travées syncytiales séparant primitivement les lacunes trophoblastiques (villosités primaires).

IV. — PÉRIODE VILLEUSE-STADE D’ÉLABORATION (18® au 21® jour)

se transforment en villosités secondaires par l’apparition, au milieu de l’axe cytotrophoblastique, d’une travée mésoblastique en continuité avec le méso­ blaste primaire extra-embryonnaire. La formation d’îlots sanguiformateurs et d’ébauches vasculaires à l’intérieur des travées conjonctives villositaires (18° au 21° jour) transforme ensuite les villosités secondaires en villosités tertiaires.

Au cours de ces modifications structurelles fondamentales, le cytotro­ phoblaste villositaire continue à proliférer à la partie distale des villosités de manière à constituer des colonnes cellulaires pleines, recouvertes de syncytium vers la chambre intervilleuse : les colonnes cytotrophoblastiques. Les éléments cytotrophoblastiques distaux des colonnes, arrivés à proximité des tissus maternels, se propagent alors latéralement dans toutes les directions de manière à constituer bientôt, tout autour de l’œuf, une coque cytotrophoblas­ tique plus ou moins continue.

La coque cytotrophoblastique sépare ainsi le syncytiotrophoblaste primitif en un syncytium définitif situé du côté embryonnaire de la coque et en un

syncytium périphérique, beaucoup moins abondant, situé entre la coque et les

caduques maternelles, basale et réfléchie (fig. 3).

Fig. 3. — Coque cytotrophoblastique et syncytium définitif et périphérique d’un placenta de 4 semaines. Noter l’abondance des bourgeons syncytiaux et la présence, dans la caduque, de cellules

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D'ÉLABORATION 11

Le syncytium définitif limite partout la chambre intervilleuse. Il recouvre le chorion (cytotrophoblaste chorial plus pariétopleure extra-embryonnaire), les villosités tertiaires et la face embryonnaire de la coque cytotrophoblastique. Les villosités tertiaires sont, en majorité, attachées à la coque cytotrophoblas­ tique et sont appelées de ce fait villosités-crampons, les quelques villosités dont l’extrémité distale flotte librement dans la chambre intervilleuse étant appelées villosités libres. Le syncytium définitif, dès ce moment, émet à la surface des villosités des bourgeonnements (les bourgeons syncytiaux) qui tantôt s’accompagnent d’une prolifération cytotrophoblastique et conjonctive et sont alors à l’origine de villosités-filles, tantôt se pédiculisent pour former des amas syncytiaux libres, destinés à être entraînés par le courant sanguin maternel qui s’est créé entre-temps dans la chambre intervilleuse (Douglas

étal, 1959) (').

Le syncytium périphérique produit également des bourgeons multinucléés qui traversent la couche fibrinoide discontinue de Nitabuch (15® jour — œuf de Johnstone, 1914), ligne de démarcation entre les éléments fœtaux et les cellules déciduales maternelles. De nombreux éléments multinucléés, les cellules géantes (« placental site giant cells »), provenant de ces bourgeons ou directement du cytotrophoblaste de la coque, envahissent la caduque dès le 13® jour. Ultérieurement les cellules géantes s’infiltrent dans le myomètre situé à proximité de la caduque basale.

La circulation placentaire fœtale s’établit vers le 21® jour lorsque le système vasculaire villositaire entre en communication avec le cœur embryon­ naire par l’intermédiaire des vaisseaux allanto-choriaux. D’autre part, l’érosion des capillaires et des sinus veineux superficiels si caractéristiques de l’endo­ mètre en phase lutéale (Wilkin, 1955 et 1960) permet l’irruption d’éléments sanguins maternels dans les lacunes trophoblastiques dès le 11®-12' jour. Ce n’est cependant que vers le 14®-15° jour que la circulation placentaire mater­ nelle se trouve définitivement établie par suite de l’ouverture des artères spira­ lées, qui s’appellent dès lors artères utéro-placentaires et subissent d’impor­ tantes modifications que nous décrirons plus loin (envahissement par des éléments cytotrophoblastiques — Boyd, 1956 ; McKay, 1956 et Wilkin, 1960 — et dégénérescence de leur paroi au cours de leur trajet intradécidual).

V. — PÉRIODE VILLEUSE-STADE D’ÉLABORATION (21° jour à la fin du 4° mois)

Du 21° jour à la fin du 4° mois (environ), diverses modifications impor­ tantes s’accomplissent encore et donnent naissance à la structure générale du placenta définitif.

Ce sont :

a) La dégénérescence des villosités orientées vers la caduque réfléchie.

Il en résulte la formation d’un chorion lisse et avasculaire, le chorion laeve, par opposition au chorion frondosum recouvert de villosités en pleine crois­ sance et orienté vers la caduque basale ;

b) L’arborisation des villosités et la constitution des cotylédons

« fœtaux » avec leur arbre vasculaire caractéristique ;

c) Les remaniements intervenant au niveau du cytotrophoblaste et con­ duisant d’une part à la régression du cytotrophoblaste villositaire (couche de Langhans), du cytotrophoblaste du chorion (^), des colonnes et de la coque cytotrophoblastique, d’autre part à l’apparition d’amas ou d’îlots cytotro­ phoblastiques et des septa intercotylédonaires (formation des cotylédons « maternels »).

a) La dégénérescence des villosités orientées vers la caduque

réfléchie et Vohlitération de la cavité utérine

Pour des raisons encore mal connues, mais qui à première vue résident dans des conditions circulatoires maternelles défavorables, les villosités choriales, orientées vers la caduque réfléchie, dégénèrent dès la fin du 2° mois, laissant lisse et avasculaire le chorion apposé à cette caduque. Le chorion lisse (« laeve ») est constitué de la pariétopleure extra-embryonnaire et d’une couche de cellules cytotrophoblastiques représentant le cytotrophoblaste pri­ mitif, couche cellulaire où l’on peut encore reconnaître les axes conjonctifs hyalinisés et avasculaires des villosités choriales dégénérées.

Les villosités orientées vers la caduque basale poursuivent au contraire leur croissance. La partie du chorion qui leur donne naissance, de forme discoïde, est appelée chorion « frondosum » (chevelu) et correspond au placenta proprement dit (fig. 4).

Lorsque le blastocyste s’implante dans l’endomètre de telle sorte que son

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D’ÉLABORATION 11 Le syncytium définitif limite partout la chambre intervilleuse. Il recouvre le chorion (cytotrophoblaste chorial plus pariétopleure extra-embryonnaire), les villosités tertiaires et la face embryonnaire de la coque cytotrophoblastique. Les villosités tertiaires sont, en majorité, attachées à la coque cytotrophoblas­ tique et sont appelées de ce fait villosités-crampons, les quelques villosités dont l’extrémité distale flotte librement dans la chambre intervilleuse étant appelées villosités libres. Le syncytium définitif, dès ce moment, émet à la surface des villosités des bourgeonnements (les bourgeons syncytiaux) qui tantôt s’accompagnent d’une prolifération cytotrophoblastique et conjonctive et sont alors à l’origine de villosités-filles, tantôt se pédiculisent pour former des amas syncytiaux libres, destinés à être entraînés par le courant sanguin maternel qui s’est créé entre-temps dans la chambre intervilleuse (Douglas

étal, 1959)0.

Le syncytium périphérique produit également des bourgeons multinucléés qui traversent la couche fibrinoide discontinue de Nitabuch (15” jour — œuf de Johnstone, 1914), ligne de démarcation entre les éléments fœtaux et les cellules déciduales maternelles. De nombreux éléments multinucléés, les cellules géantes (« placental site giant cells »), provenant de ces bourgeons ou directement du cytotrophoblaste de la coque, envahissent la caduque dès le 13” jour. Ultérieurement les cellules géantes s’infiltrent dans le myomètre situé à proximité de la caduque basale.

La circulation placentaire fœtale s’établit vers le 21” jour lorsque le système vasculaire villositaire entre en communication avec le cœur embryon­ naire par l’intermédiaire des vaisseaux allanto-choriaux. D’autre part, l’érosion des capillaires et des sinus veineux superficiels si caractéristiques de l’endo­ mètre en phase lutéale (Wilkin, 1955 et 1960) permet l’irruption d’éléments sanguins maternels dans les lacunes trophoblastiques dès le 11”-12' jour. Ce n’est cependant que vers le 14”-15” jour que la circulation placentaire mater­ nelle se trouve définitivement établie par suite de l’ouverture des artères spira­ lées, qui s’appellent dès lors artères utéro-placentaires et subissent d’impor­ tantes modifications que nous décrirons plus loin (envahissement par des éléments cytotrophoblastiques — Boyd, 1956 ; McKay, 1956 et Wilkin, 1960 — et dégénérescence de leur paroi au cours de leur trajet intradécidual).

V. — PÉRIODE VILLEUSE-STADE D’ÉLABORATION (21® jour à la fin du 4® mois)

Du 21® jour à la fin du 4® mois (environ), diverses modifications impor­ tantes s’accomplissent encore et donnent naissance à la structure générale du placenta définitif.

Ce sont :

a) La dégénérescence des villosités orientées vers la caduque réfléchie.

11 en résulte la formation d’un chorion lisse et avasculaire, le chorion laeve, par opposition au chorion frondosum recouvert de villosités en pleine crois­ sance et orienté vers la caduque basale ;

b) L’arborisation des villosités et la constitution des cotylédons

« fœtaux » avec leur arbre vasculaire caractéristique ;

c) Les remaniements intervenant au niveau du cytotrophoblaste et con­

duisant d’une part à la régression du cytotrophoblaste villositaire (couche de Langhans), du cytotrophoblaste du chorion C“), des colonnes et de la coque cytotrophoblastique, d’autre part à l’apparition d’amas ou d’îlots cytotro­ phoblastiques et des septa intercotylédonaires (formation des cotylédons

« maternels »).

a) La dégénérescence des villosités orientées vers la caduque

réfléchie et l’oblitération de la cavité utérine

Pour des raisons encore mal connues, mais qui à première vue résident dans des conditions circulatoires maternelles défavorables, les villosités choriales, orientées vers la caduque réfléchie, dégénèrent dès la fin du 2® mois, laissant lisse et avasculaire le chorion apposé à cette caduque. Le chorion lisse (« laeve ») est constitué de la pariétopleure extra-embryonnaire et d’une couche de cellules cytotrophoblastiques représentant le cytotrophoblaste pri­ mitif, couche cellulaire où l’on peut encore reconnaître les axes conjonctifs hyalinisés et avasculaires des villosités choriales dégénérées.

Les villosités orientées vers la caduque basale poursuivent au contraire leur croissance. La partie du chorion qui leur donne naissance, de forme discoïde, est appelée chorion « frondosum » (chevelu) et correspond au placenta proprement dit (fig. 4).

Lorsque le blastocyste s’implante dans l’endomètre de telle sorte que son

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D’ÉLABORATION 13 pôle embryonnaire entre le premier au contact de l’épithélium de surface, le ligament suspenseur de l’amnios (ou pédicule ventral) relie ultérieurement la vésicule amniotique, le disque embryonnaire et la vésicule ombilicale primaire à la face interne du chorion frondosum. Dans ce cas, l’insertion

CHORION FRONDOSUM VES. OMBILIC. PRIMAIRE CAO. COELOME EXTRA­ EMBRYON. CAD.PARIET. CAV.UTERINE CAD. basale COEL.EXTRA- EMBRYON SPLANCHN EXTRA­ EMBRYON CHORIONLAEVE emBRYON PARIETOPL. EXTRA-EMBRYON. PEDIC.VENTRAL /Ligom. suspens.) Ide l'omnios } DIVERTIC. ALLANTOÏDIEN CAV.AMNIOT. CAV. UTER. CAV.AMNIOT. CAD.PARIET. CAV. UTER. CHORION LAEVE COEL. EXTRA EMBR. PARIE! EXTRA- EMBR. AMNIOS DIVER! ALLAN! CORDON OMBILIC. VE5.0MBILIC. DEFINITIVE AMNIOS CAD. BASALE J CAV. CAV.AMNIOT. CHAMBRE INTERVILL PARIETOPL. EXTRA­ EMBRYON CORD. OMBILIC. VES. OMBILIC. DEFINIT. CHAMBRE INTERVILL. CHORION LAEVE CAD.PARIET. CAO.REFLECH.

Fig. 4. — Formation du chorion taeve et frondosum et oblitération de la cavité utérine (WiLKiN, 1958, in Snoeck).

laeve, c’est-à-dire en dehors de la surface fœtale du placenta proprement dit (insertion vélamenteuse du cordon).

Une implantation très profonde du blastocyste au sein de l’endomètre permettrait, selon certains auteurs, la persistance des villosités orientées vers la caduque réfléchie et pourrait ainsi conduire à la formation de placentas anormalement étendus, encore appelés diffus ou membranacea. Quelque séduisante que soit cette conception, elle n’en demeure pas moins hypothétique et il ne paraît pas exclu, a priori, que des facteurs génétiques puissent en partie déterminer la configuration du placenta de même qu’ils déterminent l’essentiel des caractères fœtaux.

D’aucuns (Hertig, 1960) suggèrent qu’une implantation anormalement superficielle du blastocyste entraînerait au contraire l’impossibilité d’un déve­ loppement suffisant de la superficie de la face fœtale du placenta par le processus de croissance habituel. Il se produirait alors une prolifération villo- sitaire compensatrice en profondeur à la périphérie du placenta, conduisant à la création des placentas marginata et circumvallata. Il faut toutefois remarquer qu’à notre connaissance, de telles anomalies n’ont pas été observées au niveau du placenta des macaques chez lesquels cependant l’implantation du blastocyste est toujours superficielle.

A la fin du 3° mois, par suite de l’important développement de la cavité amniotique (concomitant de la disparition du cœlome extra-embryonnaire), la caduque réfléchie entre au contact de la caduque vraie ou pariétale et la cavité utérine se trouve de ce fait oblitérée.

Le placenta se présente, dès ce moment, comme un gâteau (‘) plus ou moins discoïde, attaché à la paroi utérine par sa face maternelle ou « plaque basale ». Sa face fœtale ou « plaque choriale », recouverte par l’épithélium amniotique, se continue, à partir de la circonférence placentaire (endroit de jonction des trois caduques) par les « membranes », c’est-à-dire, en allant de la cavité amniotique vers le myomètre, l’amnios, la splanchnopleure et la pariétopleure extra-embryonnaires accolées, le cytotrophoblaste chorial avec ses axes villositaires dégénérés et la fusion des caduques réfléchie et pariétale.

b) L’arborisation des villosités et la constitution

des cotylédons fœtaux

Il semble bien, à la suite des travaux de Crawford (1959) et de nos propres constatations, qu’il ne subsiste, après la formation du chorion laeve, qu’un nombre désormais constant de pédicules villositaires au niveau du chorion frondosum (20 à 40 selon nous — Wilkin, 1954). Ces pédicules

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D'ÉLABORATION 15 villositaires, naissant de la plaque choriale et se dirigeant vers la plaque basale du placenta, représentent selon toute probabilité les villosités tertiaires-cram­ pons primitives que nous avons décrites plus haut. Les villosités-filles, libres et crampons, qui sont à ce stade de l’organogenèse placentaire, au nombre d’un millier (soit 25 à 50 environ par villosité-mère), se développent radiairement dans toutes les directions au voisinage de l’extrémité choriale des villosités-crampons primitives. La plupart se dirigent vers la plaque basale (plancher de la chambre intervilleuse), se recourbent tout en y prenant attache par leur revêtement trophoblastique et retournent ensuite dans la chambre intervilleuse où elles se terminent après un court trajet. La portion de la villosité tertiaire primitive, située entre la plaque choriale (plafond de la chambre intervilleuse) et l’endroit où la plupart des villosités-filles prennent naissance, s’hypertrophie et devient le pédicule villositaire ou tronc villositaire de premier ordre (selon notre terminologie) ou encore « truncus chorii » (selon B0e). Les portions proximales des villosités-filles, avant leur propre subdivision dichotomique, deviennent les troncs villositaires de deuxième

Fig. 5. A. Schéma simplifié d'un cotylédon simple (Wilkin, 1958). — B. Schéma extrait du travail de Arts, 1961. — C. Schéma d'un «. subcotylédon n selon

ordre (« rami chorii » de B0e). Les portions distales des villosités-filles, s’atta­ chant pour la plupart au cytotrophoblaste de la plaque basale, deviennent enfin les troncs villositaires de troisième ordre. L’ensemble du pédicule villo- sitaire et des troncs qui en dépendent constitue le cotylédon fœtal (fig. 5 a) (‘).

11 existe donc primitivement 20 à 40 de ces cotylédons. Ce nombre reste inchangé jusqu’à la fin de la grossesse. La croissance placentaire ne peut donc s’effectuer, dès que la différenciation du chorion en ses deux variétés est terminée, que par l’hypertrophie et la croissance de ces cotylédons. Cette situation, à première vue défavorable pour une éventuelle régénérescence compensatrice, s’explique si on se rappelle que la croissance placentaire doit nécessairement être synchrone de la croissance utérine. Au cours de cette dernière, la superficie d’insertion du placenta s’accroît dans de notables pro­ portions. Il en résulte un éloignement progressif dans toutes les directions, des points d’implantation des troncs villositaires de troisième ordre. Ces troncs, s’éloignant les uns des autres, ne tardent pas à former ce que nous avons appelé dès 1954 des « systèmes tambours », c’est-à-dire une disposition symétrique des troncs crampons autour d’un axe médian (Wilkin, 1954). La réalité des « systèmes tambours » a été confirmée par tous les auteurs qui se sont intéressés à la structure générale du placenta (Mayer, Panigel et Leclerc-Polyak, 1956 ; Palliez, Delecour, Fovet et Depreux, 1956 ; Thoyer- Rozat et Martin, 1956 ; Nold, 1958 et 1960 ; Vartapetova, 1960 ; Arts, 1961 ; Crawford, 1962 et Smart, 1962) (fig. 5 b, c).

L’ensemble des insertions des troncs de troisième ordre au niveau de la plaque basale constitue les « couronnes d’implantation » (Wilkin, 1954). La genèse de ces couronnes s’explique évidemment par les mêmes raisons que celles qui déterminent la formation des systèmes tambours (fig. 6 et 7).

Il résulte de la description que nous venons de faire des cotylédons fœtaux que leur partie centrale, dénuée de troncs villositaires, doit être également relativement pauvre en villosités terminales. C’est, en effet, ce qui apparaît bîen souvent lorsqu’on effectue des coupes macroscopiques dans des plans soit perpendiculaires soit parallèles aux plaques placentaires. Les régions centrales des cotylédons fœtaux se présentent assez fréquemment sous forme de « cavernes » (fig. 8) (“).

La forme « globuleuse », en « tambours », des cotylédons fœtaux se trouve également confirmée par l’aspect macroscopique des coupes de

pla-("‘) Au sein des troncs de premier, deuxième et troisième ordre, les vaisseaux sont engainés par une manchette de collagène dense, jouant probablement un rôle de soutien (Tenzer, 1962).

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D'ÉLABORATION 17

Fig. 6. — Coupe verticale d'un cotylédon simple, constitué par un seul système « tambour », dont le système veineux a été injecté de « plexène »

à 7 % (WiLKiN. 1954).

Fig. 7. Face basale d'un

cotylédon simple, montrant

la II couronne d'implantation ». Plexène 10 %. Injection arté­

rielle et veineuse (Wilkin,

1954).

centas provenant de grossesses avec mort fœtale in utero de cause extra­ placentaire. De telles coupes placentaires montrent nettement, par suite de l’ischémie des cotylédons fœtaux, des zones blanchâtres, arrondies, au contact de la plaque basale et n’atteignant pas la plaque choriale, dont la pâleur contraste fortement sur la teinte sombre de la région subchoriale de la chambre intervilleuse, gorgée de sang maternel (fig. 9).

Fig. 8. — Cavernes placentaires, simple et double, correspondant aux parties centrales d'un cotylédon fœtal à un et à deux systèmes

« tambours ».

PÉRIODE VILLEÜSE-STADE D'ÉLABORATION 19 et ultérieurement au cours de la période d’état, par un accroissement de la superficie des faces placentaires (plaques basale et choriale) et par une aug­ mentation de l’épaisseur du placenta. Les déterminations de ces valeurs, aux différents stades de la grossesse, sont sujettes à de multiples causes d’erreur (')

Fio. 10. —-A: Schéma d'un cotylédon à trois systèmes « tambours y>.

B : Face basale (ou maternelle) d'un cotylédon de grande taille, à deux systèmes « tambours » et par conséquent deux « couronnes

d'implantation ». Plexène 10 % (Wilkin, 1954).

C ; Cotylédon fœtal à trois systèmes « tambours » vu par sa face

maternelle. Système artériel injecté de plexène à 18 % (Wilkin,

1954).

D; Face latérale d'un cotylédon à deux systèmes « tambours y>, de

la périphérie du placenta, montrant une « couronne d'implanta­ tion » à situation latérale.

et fournissent, selon les auteurs (Grosser, 1927 ; Arey, 1933 ; Spanner, 1935 ; Stieve, 1940 a ; Hamilton et Boyd, 1951), des résultats eontradictoires. Nous croyons pouvoir admettre, cependant, à la suite de Hamilton et Boyd, que si la superficie des plaques s’élève progressivement au cours de la gestation, l’épaisseur du placenta augmente continuellement au cours de la grossesse, mais d’une façon particulièrement rapide entre le 4° et le T mois.

Le phénomène de croissance placentaire se réalise par le développement des cotylédons fœtaux. Crawford (1962) a calculé qu’entre la 12” et la 40° semaine, chaque cotylédon fœtal augmente environ 500 fois de volume. D’après nos observations, il semble que ce développement cotylédonaire s’effectue d’une part grâce à l’élongation des troncs villositaires déjà existants et à la prolifération de nouveaux troncs de deuxième et de troisième ordre à partir des troncs primitifs et d’autre part grâce à la formation de nouveaux systèmes tambours à partir du pédicule villositaire cotylédonaire initial. Il en découle, ainsi que nous le décrivions déjà dans notre article princeps (Wilkin, 1954), que les cotylédons de petite taille (surtout périphériques) sont constitués par un seul système tambour tandis que les cotylédons de grande taille (surtout centraux) comprennent parfois jusqu’à 5 de ces systèmes (fig. 10 a,

b, c, d).

La description de la croissance cotylédonaire telle que nous venons de la faire, explique les divergences importantes entre les estimations du nombre des cotylédons suivant les auteurs. Si on estime que chaque pédicule ou tronc de premier ordre est à l’origine d’un seul cotylédon fœtal, que celui-ci soit simple (un seul système tambour) ou multiple (2 à 5 systèmes tambours), le nombre des cotylédons est évidemment égal au nombre de pédicules (20 à 40), nombre immuable dès la constitution du chorion frondosum. Si, par contre, on estime que chaque système tambour (« subcotylédon » de Smart,

1962) constitue à lui seul un cotylédon fœtal, le nombre de ces cotylédons s’accroît au cours de la gestation pour atteindre près du terme la valeur de 80 à 90 environ.

L’arborisation des systèmes tambours se réalise par l’apparition d’em­ branchements multiples partant le plus souvent à angle aigu des troncs villositaires de troisième ordre et se dirigeant principalement vers la péri­ phérie. Les branches les plus importantes peuvent suivre un trajet parallèle à celui des troncs de troisième ordre dont elles sont issues, soit en direction de la plaque choriale, soit en direction de la plaque basale, à proximité de

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D'ÉLABORATION 19 et ultérieurement au cours de la période d’état, par un accroissement de la superficie des faces placentaires (plaques basale et choriale) et par une aug­ mentation de l’épaisseur du placenta. Les déterminations de ces valeurs, aux différents stades de la grossesse, sont sujettes à de multiples causes d’erreur (')

Fig. 10. — A ; Schéma d'un cotylédon à trois systèmes « tambours ».

B : Face basale (ou maternelle) d'un cotylédon de grande taille, à deux systèmes « tambours » et par conséquent deux « couronnes

d’implantation VI. Plexène 10 % (Wilkin, 1954).

C : Cotylédon fœtal ci trois systèmes « tambours » vu par sa face

maternelle. Système artériel injecté de plexène à 18 % (Wilkin,

1954).

D: Face latérale d'un cotylédon à deux systèmes a tambours n, de

la périphérie du placenta, montrant une « couronne d'implanta­ tion » à situation latérale.

et fournissent, selon les auteurs (Grosser, 1927 ; Arey, 1933 ; Spanner, 1935 ; Stieve, 1940 a; Hamilton et Boyd, 1951), des résultats contradictoires. Nous croyons pouvoir admettre, cependant, à la suite de Hamilton et Boyd, que si la superficie des plaques s’élève progressivement au cours de la gestation, l’épaisseur du placenta augmente continuellement au cours de la grossesse, mais d’une façon particulièrement rapide entre le 4“ et le T mois.

Le phénomène de croissance placentaire se réalise par le développement des cotylédons fœtaux. Crawford (1962) a calculé qu’entre la 12® et la 40“ semaine, chaque cotylédon fœtal augmente environ 500 fois de volume. D’après nos observations, il semble que ce développement cotylédonaire s’effectue d’une part grâce à l’élongation des troncs villositaires déjà existants et à la prolifération de nouveaux troncs de deuxième et de troisième ordre à partir des troncs primitifs et d’autre part grâce à la formation de nouveaux systèmes tambours à partir du pédicule villositaire cotylédonaire initial. Il en découle, ainsi que nous le décrivions déjà dans notre article princeps (Wilkin, 1954), que les cotylédons de petite taille (surtout périphériques) sont constitués par un seul système tambour tandis que les cotylédons de grande taille (surtout centraux) comprennent parfois jusqu’à 5 de ces systèmes (fig. 10 a,

b, c, d).

La description de la croissance cotylédonaire telle que nous venons de la faire, explique les divergences importantes entre les estimations du nombre des cotylédons suivant les auteurs. Si on estime que chaque pédicule ou tronc de premier ordre est à l’origine d’un seul cotylédon fœtal, que celui-ci soit simple (un seul système tambour) ou multiple (2 à 5 systèmes tambours), le nombre des cotylédons est évidemment égal au nombre de pédicules (20 à 40), nombre immuable dès la constitution du chorion frondosum. Si, par contre, on estime que chaque système tambour (« subcotylédon » de Smart, 1962) constitue à lui seul un cotylédon fœtal, le nombre de ces cotylédons s’accroît au cours de la gestation pour atteindre près du terme la valeur de 80 à 90 environ.

L’arborisation des systèmes tambours se réalise par l’apparition d’em­ branchements multiples partant le plus souvent à angle aigu des troncs villositaires de troisième ordre et se dirigeant principalement vers la péri­ phérie. Les branches les plus importantes peuvent suivre un trajet parallèle à celui des troncs de troisième ordre dont elles sont issues, soit en direction de la plaque choriale, soit en direction de la plaque basale, à proximité de

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D’ÉLABORATION 21

laquelle elles peuvent — tout comme les troncs de troisième ordre — présenter une courbe terminale. Les branches de plus petit calibre donnent naissance, tout au long de leur trajet, à de multiples collatérales dirigées vers la péri­ phérie du système tambour. Finalement, les deux espèces de branches

préter-Fig. 11. — Bourgeons villositaires. Préparation «à trais» d'une touffe villositaire isolée provenant d’un placenta hydropique.

minales que nous venons de décrire, issues des troncs de deuxième et de troisième ordre et à direction générale centrifuge, se terminent par l’émission de très nombreuses touffes, formées chacune de plusieurs dizaines de villosités.

Ces villosités naissent sous forme de bourgeons (fig. 11) (« growing ends » de Crawford) et ne reçoivent tout d’abord leur vascularisation qu’aux dépens du réseau capillaire « en voilette » engainant les branches préterminales (fig. 12, B0e, 1953). Elles se différencient ensuite en deux variétés principales en fonction de leur localisation et de leur moment d’apparition au cours de l’organogenèse. Les villosités, situées principalement dans la région subcho­ riale, se présentent comme des expansions digitiformes, longues et grêles (les futures villosités digitiformes). Par contre les villosités localisées dans la région juxtabasale de la chambre intervilleuse, plus grosses et généralement plus courtes, donnent naissance à de nombreuses circonvolutions (les futures villosités « en massue »).

c) Les remaniements cytotrophoblastiques

Au cours de la phase d’élaboration du placenta (2 P jour à la fin du 4'’ mois), les différentes variétés cytotrophoblastiques subissent de profonds remaniements.

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D’ÉLABORATION 23 Le cytotrophoblaste chorial cesse de proliférer et présente fréquemment des signes de dégénérescence.

Le cytotrophoblaste, constituant au début, au niveau des villosités, une couche unistratifiée, continue, de cellules dites de Langhans, se raréfie peu à peu pour ne plus laisser subsister sous le syncytium qu’un nombre de plus en plus réduit de cellules langhansiennes isolées.

Les colonnes cytotrophoblastiques disparaissent progressivement dès la fin du 2° mois et sont remplacées par du tissu conjonctif provenant de l’axe des troncs villositaires. De même, la coque cytotrophoblastique s’amenuise et il n’en subsiste, après le 4" mois, que certains éléments, encore aisément reconnaissables, mêlés aux cellules déciduales maternelles (fig. 13).

Contrastant avec la régression du cytotrophoblaste chorial, langhansien et basal (colonnes et coque cytotrophoblastiques), on observe, au cours de la phase d’élaboration du placenta, l’apparition d’éléments cytotrophoblastiques nouveaux : les îlots cytotrophoblastiques (fig. 14). Ces amas cellulaires arron­ dis, dont la nature, la genèse et la signification sont encore fort discutées, présentent, d’après nos observations, une caractéristique très importante ;

Fig. 14. -- Ilot cytotrophoblastique d’un placenta de 5 mois. Noter la présence, au milieu de l’amas cellulaire, de plusieurs axes villositaires de petite taille, avascu­

laires (VoKAER, 1958, in Snoeck, prép. D'' Wilkin).

l’existence, dans les îlots de cellules cytotrophoblastiques, d’axes conjonctifs villositaires, de petit diamètre, sclérosés et avasculaires. On observe aussi fréquemment, à la périphérie de ces îlots, la présence d’une substance hyaline, homogène, prenant l’éosîne et fortement PAS positive, dite substance fibri- noïde.

Les îlots cytotrophoblastiques se localisent de préférence à la périphérie des systèmes tambours cotylédonaires. Nous pensons, pour de multiples raisons qui seront exposées ultérieurement, que ces îlots — dont l’origine maternelle doit être rejetée formellement étant donné leur apparition au sein

Fig. 15. — Détail d’un septum d’un placenta de 5 mois et demi. Présence d’un axe villositaire avasculaire au milieu du septum. Les cellules cytotrophoblastiques septales proviennent de la prolifération des cellules de Langhans villositaires.

même d’une chambre intervilleuse entourée de toute part de tissu fœtal — proviennent de la prolifération du cytotrophoblaste langhansien de certaines villosités terminales situées à la périphérie des systèmes tambours (fig. 15). Nous pensons également, en accord avec Stieve (1936 b ; 1940 b) et Stieve et von Der Heide (1941 et 1952), qu’ils confluent progressivement de manière à former, à partir du 4“ mois, des cloisons cellulaires d’ailleurs incomplètes, alentour des cotylédons fœtaux ; les septa intercotylédonaires (fig. 16, 17, 18 et 19).

morpholo-PÉRIODE VILLEUSE-STADE D'ÉLABORATION 23 Le cytotrophoblaste chorial cesse de proliférer et présente fréquemment des signes de dégénérescence.

Le cytotrophoblaste, constituant au début, au niveau des villosités, une couche unistratifiée, continue, de cellules dites de Langhans, se raréfie peu à peu pour ne plus laisser subsister sous le syncytium qu’un nombre de plus en plus réduit de cellules langhansiennes isolées.

Les colonnes cytotrophoblastiques disparaissent progressivement dès la fin du 2" mois et sont remplacées par du tissu conjonctif provenant de l’axe des troncs villositaires.- De même, la coque cytotrophoblastique s’amenuise et il n’en subsiste, après le 4“ mois, que certains éléments, encore aisément reconnaissables, mêlés aux cellules déciduales maternelles (fig. 13).

Contrastant avec la régression du cytotrophoblaste chorial, langhansien et basal (colonnes et coque cytotrophoblastiques), on observe, au cours de la phase d’élaboration du placenta, l’apparition d’éléments cytotrophoblastiques nouveaux : les îlots cytotrophoblastiques (fig. 14). Ces amas cellulaires arron­ dis, dont la nature, la genèse et la signification sont encore fort discutées, présentent, d’après nos observations, une caractéristique très importante :

Fig. 14. Ilot cytotrophoblastique d'un placenta de 5 mois. Noter la présence, au milieu de l'amas cellulaire, de plusieurs axes villositaires de petite taille, avascu­

laires (VoKAF.R. 1958, in Snoeck, prép, D'' Wilkin).

l'existence, dans les îlots de cellules cytotrophoblastiques, d’axes conjonctifs villositaires, de petit diamètre, sclérosés et avasculaires. On observe aussi fréquemment, à la périphérie de ces îlots, la présence d’une substance hyaline, homogène, prenant l’éosine et fortement PAS positive, dite substance fibri­ noide.

Les îlots cytotrophoblastiques se localisent de préférence à la périphérie des systèmes tambours cotylédonaires. Nous pensons, pour de multiples raisons qui seront exposées ultérieurement, que ces îlots — dont l’origine maternelle doit être rejetée formellement étant donné leur apparition au sein

Fig. 15. — Détail d'un septum d’un placenta de 5 mois et demi. Présence d’un axe villositaire avasculaire au milieu du septum. Les cellules cytotrophoblastiques septales proviennent de la prolifération des cellules de Langhans villositaires.

même d’une chambre intervilleuse entourée de toute part de tissu fœtal — proviennent de la prolifération du cytotrophoblaste langhansien de certaines villosités terminales situées à la périphérie des systèmes tambours (fig. 15). Nous pensons également, en accord avec Stieve (1936 b ; 1940 b) et Stieve et von Der Heide (1941 et 1952), qu’ils confluent progressivement de manière à former, à partir du 4” mois, des cloisons cellulaires d’ailleurs incomplètes, alentour des cotylédons fœtaux : les septa intercotylédonaires (fig. 16, 17, 18 et 19).

morpholo-PÉRIODE VILLEUSE-STADE D’ÉLABORATION 25

Fig. 16. — Schéma montrant la localisation préférentielle des îlots cytotrophoblastiques à la périphérie des systèmes tam­

bours cotylédonaires.

4 MOIS A TERME

Fig. 18. - Formation des septa. Trois amas cytotrophoblastiques d’un placenta de trois mois et demi.

PÉRIODE VILLEUSE-STADE D'ÉLABORATION 27 giques : 1“ leur apparition tardive au cours de l’organogenèse placentaire à un moment où la chambre intervilleuse s’est depuis longtemps constituée et dans laquelle on ne peut admettre, comme l’ont prétendu certains auteurs (Grosser, 1927, etc.), la persistance de travées de cellules déciduales ; 2" leur caractère discontinu et incomplet (Becker et Jipp, 1963) ; 3" leur absence habi­ tuelle dans la partie subchoriale de la chambre intervilleuse (nous avons vu en effet que les villosités terminales naissent en grande majorité au départ des troncs de troisième ordre alors que les troncs de premier et deuxième ordre sont dépourvus de collatérales terminales).

Les septa fusionnent avec le cytotrophoblaste de la plaque basale au moment où disparaît le syncytium définitif du plancher de la chambre inter­ villeuse. Les extrémités basales des septa sont donc primitivement composées exclusivement de cellules cytotrophoblastiques. Entre le 4" et le 7' mois, par suite de l’épaississement notable du placenta et, par conséquent, de l’éloigne­ ment du plancher et du plafond de la chambre intervilleuse, une partie de la plaque basale, comprenant à la fois sa couche cytotrophoblastique en régres­ sion et sa caduque basale (maternelle), peut se trouver incorporée à la base des septa (fig. 17). L’abouchement, dans la chambre intervilleuse, des veines

Fig. 20. — Partie juxta-hasale (« pied ») d’un septum d'un placenta à terme. Noter, en bas et à gauche. la présence de quelques cellules trophoblastiques (sombres) et, au milieu du septum, l’existence d’une veine utéro-placentaire maternelle. Les

utéro-placentaires situées à l’origine au niveau de la plaque basale, peut ainsi ultérieurement se trouver parfois reporté sur l’une ou l’autre face d’un pied septal (fig. 20 et 91). On comprend ainsi que l’incorporation secondaire d’élé­ ments maternels (cellules déciduales et vaisseaux maternels) à la base des septa ait pu faire attribuer à ces derniers une origine exclusivement maternelle et que les recherches de la chromatine sexuelle effectuées dans les cellules situées à la base des septa aient mis en évidence des corpuscule de Barr dans les cas où le fœtus était de sexe masculin (Sadovsky et ai, 1957 ; Klinger et al., 1957 et 1959). Il est toutefois aisé de distinguer histologiquement, au sein des septa, les éléments déciduaux à cytoplasme clair, des cellules trophoblastiques, à cytoplasme foncé, fortement basophile (fig. 20).

Les septa subdivisent, très imparfaitement il est vrai, le lac sanguin primitif de la chambre intervilleuse en un nombre variable de cavités cotylé- donaires ou même subcotylédonaires communiquant entre elles par un lac sanguin subchorial indivis. Le clivage de certains de ces septa, au cours de la délivrance, fait apparaître à la face maternelle (ou utérine) du placenta plu­ sieurs (12 ou plus) champs polygonaux, de tailles très inégales, les cotylédons maternels. Le nombre des cotylédons maternels ne correspond pas exactement au nombre des cotylédons fœtaux, puisque la disposition des septa n’est pas d’une constance absolue et que certains septa, restés intacts après la déli­ vrance, n’apparaissent pas à la surface maternelle du placenta.

VI. — PÉRIODE D’ÉTAT (fin du 4' mois au terme)

De la fin du 4° mois au terme (période d’état), le placenta conserve la structure générale qui s’est élaborée de la manière décrite plus haut et qui se trouve schématisée par la figure 21. Cette représentation, qui n’apporte que quelques modifications au schéma que nous avons proposé en 1954, diffère considérablement des conceptions de Bumm (1893), Stieve (1935) et Spanner (1935 b) (fig. 22). Il comporte par contre des analogies avec les schémas postérieurs au nôtre : ceux de Nold (1960) et surtout de Smart (1962) (fig. 5) pour ce qui concerne la structure du réseau villositaire et celui de Ramsey (1962) pour ce qui a trait à la circulation maternelle dans la chambre inter­ villeuse.

PÉRIODE D'ÉTAT 29 La disposition « en chandelier » de l’arbre cotylédonaire fœtal (Spanner, 1935) est par ailleurs rejetée unanimement de même que la disposition laby­ rinthique décrite par Stieve (1935) pour le système vasculaire fœtal et que les anastomoses artério-veineuses observées par Danesino (1950).

Par contre, le recourbement des troncs de troisième ordre au niveau de la plaque basale et la formation des couronnes d’implantation que nous avons été le premier à décrire, ne sont pas encore admis par tous les auteurs. Crawford, cependant, qui, dans ses premières publications (1956 a, b et c), rejetait l’existence de ces particularités anatomiques, déclare dans son dernier article sur la question (1962), « ...there is little doubt that a proportion of

Fig. 21. — Schéma de la structure placentaire.

En haut : Plaque choriale (épithélium amniotique, tissu conjonctif sous-chorial, vais­ seaux allanto-choriaux avec anastomose entre les deux artères ombilicales, cytotrophoblaste chorial (en hachuré) et couche fibrinoide de Langhans (en pointillé).

En bas : Plaque basale (cytotrophoblaste basal avec septa dont la partie basale est souvent envahie par des éléments déciduaux, fibrinoide de Rohr, couche de Nitabuch (en traits interrompus), caduque basale avec artères utéro-placen- taires (traits gras) et veines utéro-placentaires (traits fins).

La chambre intervilleuse est comprise entre les deux plaques. On y a schématisé à gauche un cotylédon fœtal dont deux systèmes tambours sont représentés ; à droite, un cotylédon fœtal unique avec flèches indiquant le sens de la circulation placentaire

maternelle.

1. Vaisseaux ombilicaux. — 2. Amnios. — 3. Plaque choriale. — 4. Sinus marginal. — 5. Septum placentaire. — 6. Veine en communication avec la chambre inter- villeuse. — 7. Réseau villositaire. — 8. Tronc villositaire. — 9. Paroi utérine. — 10. Caduque utérine.

K

I. Artères ombilicales. — 2. Veine ombilicale. — 3. Tronc villositaire (villo.sité crampon). — 4. Arbre villositaire. — 5. Trophoblaste basal. — 6. Caduque. — 7. Musculature utérine. — 8. Septum placentaire. — 9. Amnios. — 10. Plaque choriale. — 11. Chambre intervilleuse. — 12. Sinus marginal. — 13. Veines de la périphérie du placenta drainant le sang de la chambre intervilleuse. — 14. Artère utéro-placentaire.

PÉRIODE D'ÉTAT 31 crampons, atteints d’endartérite (?) n’ont pas été remplis sur nos moulages et que cet artéfact est à l’origine des couronnes d’implantation. Cette diver­ gence de vues nous semble simplement résulter d’une erreur de traduction et de l’absence d’observations histologiques de la part des auteurs en question. Smart (1962), reprenant nos méthodes d’injection, confirme d’ailleurs notre schéma en tous points : « The subcotyledon (notre système tambour) takes the form of a hollow globe... The primary villous arteries, at the maternai pôle... turn sharply back in the same plane. Their many branches form a dense cortex around a central, irregular core which communicates with the exterior through a small hole at the maternai pôle, which is ringed by the récurrent vessels. »

a) Description du réseau capillaire fœtal

Il convient de décrire maintenant la structure du réseau capillaire fœtal dont il n’a été question jusqu’à présent qu’incidemment. Nous référant tou­ jours à notre étude parue en 1954. signalons que les troncs villositaires de premier, deuxième et troisième ordre possèdent un réseau capillaire dont la disposition rappelle celle d’une « voilette », qui se situe immédiatement sous le revêtement trophoblastique et qui contracte de nombreuses anastomoses avec les vaisseaux principaux, artériels et veineux, circulant dans la partie médiane des troncs (fig. 23). La signification physiologique de ce réseau « en voilette » (ou « plexus paravasculaire » de Bpe, 1953 et 1954) est encore inconnue ; rappelons toutefois qu’il donne naissance au réseau capillaire primitif des bourgeons villositaires en voie de croissance.

Quand les villosités proprement dites sont arrivées à maturité, elles présentent un réseau capillaire plus complexe ; celui-ci, formé de capillaires s’anastomosant entre eux par de courtes communications transversales, est relié à la fois par une branche artérielle et une branche veineuse provenant des collatérales préterminales des troncs aux vaisseaux principaux des troncs villositaires et aussi au réseau capillaire « en voilette ».

caractéristiques. Chaque villosité possède deux à huit capillaires suivant son diamètre ; la longueur du réseau capillaire villositaire varie entre deux dixièmes à huit dixièmes de millimètre.

Certains auteurs (Crawford, 1962 ; Mayer et ai, 1956) ont observé, sur leurs préparations d’injection intravasculaire d’encre de Chine, d’importantes variations dans le calibre des capillaires du réseau villositaire. Ces variations, qui n’apparaissent pas dans nos moulages personnels réalisés à l’aide de substances plastiques relativement peu fluides, sont probablement la résul­ tante de la vaso-motricité de ces vaisseaux, phénomène qui a pu être observé directement et cinématographié par ten Berge (1956).

b) Description de la circulation placentaire maternelle

Ainsi que nous l’avons rapporté précédemment, la circulation placentaire maternelle s’établit lors de l’ouverture des artères spiralées dans la chambre intervilleuse, aux environs des M* et 15° jours de la gestation ; les capillaires et les sinus veineux superficiels de l’endomètre ont été précédemment (9° au

13° jour) érodés par le trophoblaste.

Les artères spiralées, appelées dès lors utéro-placentaires, subissent des

Fig. 23. — Le réseau capillaire fœtal.

PÉRIODE D’ÉTAT 33 Fig. 23. Réseau capillaire fœtal (suite)

B: Réseau capillaire «en voilette» (Wilkin, 1954).

B

Fig. 24. — En haut : Touffe villositaire juxta-basale. Moulage en résine polyester (Gr. 80 X). — En bas : Détail de 24 A. Villosité en «massue»

PÉRIODE D'ÉTAT 35 modifications très importantes pendant leur trajet au sein de la plaque basale du placenta. Au niveau de la jonction déciduo-myométriale, leur diamètre n’est que de 20 microns et elles possèdent encore leur paroi musculaire. Dans la plaque basale, elles perdent en partie leur musculature et leur diamètre s’accroît notablement pour atteindre des valeurs de l’ordre de 200 microns.

Fio. 25. — En haut : Touffe villositaire subchoriale. Moulage en résine polyester (Gr. 60X). — En bas : Détail de 25 A. Villosité digitiforme

ARTÈRE UTÉRO-PLACENTAIRE

Fig. 26. — Schéma de la structure et des caractéristiques de l'artère utéro-placentaire

PÉRIODE D’ÉTAT 37

Fig. 28. — Artère utéro-placentaire obstruée par des cellules cytotro­ phoblastiques (Gr. 150 X) (WiLKiN, 1960).

Leur endothélium dégénère également et leur paroi n’est finalement constituée que par une couche de substance fibrinoide renfermant encore quelques cellules en nécrose (fig. 26 et 27).

Au cours de la première moitié de la grossesse et certainement dès le 2" mois, les artères utéro-placentaires sont envahies, tout au long de leur parcours au travers de la plaque basale, par de très nombreuses cellules dont les caractères cytologiques doivent faire admettre la nature

cytotrophoblas-Fio. 30. — Cône de projection d’une artère utéro-placentaire (placenta de 5 mois) : injection d'encre de Chine (Wilkin, 1958).

tique (fig. 28 et 29). Ces cellules, qui, à ce moment de la morphogenèse placen­ taire, envahissent également toute la caduque basale en s’infiltrant parmi les cellules déciduales (maternelles), pénètrent dans les artères utéro-placentaires de dehors en dedans, c’est-à-dire de la caduque vers les lumières artérielles (Boyd, 1956 ; Boyd et Hamilton, 1956 ; Wilkin, 1960) (’).

Boyd et Hamilton suggèrent que le rétrécissement artériel ainsi produit protège la chambre intervilleuse contre des à-coups tensionnels trop violents. Progressivement, les cellules cytotrophoblastiques intra-artérielles disparais­ sent. Entraînées par le courant circulatoire vers la chambre intervilleuse, elles participent probablement à la formation des « cônes de projection » que nous