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Thèse de doctorat/ PhD Thesis Citation APA:

Coremans, J. (1972). Biologie des champignons du genre Basidiobolus Eidam 1886. Saprophytisme et pouvoir pathogène (Unpublished doctoral dissertation). Université libre de Bruxelles, Faculté des sciences, Bruxelles.

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PROFESSEUR R. VANBREUSEGHEM.

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B iologie des C hampignons

DU GENRE B a S i DIOBOLUS EIDAM 1886 S aprophytisme et P ouvoir P athogène

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J. COREMANS

DE L’OBTENTION DU GRADE ÉPOUSE PELSENEER

DE D

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1972

TITRE DE LA THESE ANNEXE: La lutte biologique ne peut actuellement être envisagée comme seul moyen de

suppression de l'anophélisme.

J.CQRENANS épouse PELSENEER 1 972

F

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B iologie des C hampignons

DU GENRE B a S i DIOBOLUS EIDAM 1886 S aprophytisme et P ouvoir P athogène

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J. COREMANS

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DU GRADE ÉPOUSE PELSENEER

DE D

S

1972

Iionsieur le Professeur Ro Vanbreusegheri; est le haître qui nous a enaâgné et guidé dans l'étude de la i.ycologieo Nous nous sommes efforcés de suivre ses critiques et ses conseils, Nous espérons qu'il trouvera dans ce travail, que nous lui dédions, l'expression cl.e notre gratitude.

Nos remerciements s'adressent au personnel de 1' Institut de Médecine tropicale à Anvers, à son

Directeur Monsieur le Professeur P.G. Janssens, aux mem.bres du laboratoire de Mycologie et plus particu­

lièrement à fionsieur le Docteur Ch. De Vroey qui nous a aidœ par ses avis cordiaux.

Nous remercions les collaborateurs scientifiques du Jai’din Zoologique d'Anvers : Monsieur le Professeur Mortelmans, Monsieur le Docteur P. Kageruka et Monsieur Van de Sande pour leur coopération aim.able et efficace.

Nous remercions les Professeurs et les membres du Département de Biologie animale qui nous ont toujours accueillis dans leurs laboratoires.

Le développement des documents photographiques a été particulièrement soigné, il est dû à Madame H. Diserens et à Messieurs A, De Meire et VJ. Baeten.

Enfin, nous remercions les membres du laboratoire

de Parasitologie pour leur collaboration.

PLAN

BIOLOGIE DES CHAI-iPIGNONS DU GENRE BASIDIOBOLUS EIDA^'i 1886 SAPROPHYTISME ET POUVOIR PATHOGENE.

I. INTRODUCTION p. 1

saprophytisme - parasitisme

II. POSITION SYSTEMATIQUE DU GENRE BASIDIOBOLUS p. 3 1. Morphologie du genre Basidiobolus p. 5 2. Les espèces appartenant au genre p. 18

Basidiobolus

III. ISOLEMENTS EFPECTUES A PARTIR DE MATERIEL

PRELEVE DANS LA NATUPE p. 25

- Introduction p. 23.

- Techniques p. 2^

- Résultats expérimentaux p. 51 1. Isolements de Basidiobolus à

partir de prélèvements effectués en Belgique p. 51 1° Amphibiens et Reptiles p. 31

2° Proies d'Amphibiens et de p. 47

Reptiles O

5° Sol p. 56

2. Isolements de Basidiobolus à

partir de prélèvements effectués à Kinshasa p. 60 (Zaïre)

1° Am.phibiens et Reptiles p. 60

2° Insectes et sol p. 68

IV. ETUDE DE DIVERSES SOUCHES D'ORIGINES

DIFFERENTES P. 75•

1 "In vitro" p. 76

1° Influence du substrat p. 76 2° Influence de la tempéra- p» 83

ture

3° Influence de la lumière p. 86 4° Influence de l'oxygéna­

tion, de l'humidité et du pH p, 89 - Révision du genre et des

espèces p» 83

2, Pouvoir pathogène expéri­

mental p. 100'

1° La basidiobolomycose p. 101 humaine

2° Inoculation expérimentale aux

animaux de laboratoire p. 112

a) A la souris blanche

(Mus musculus L) p. 112

b) Au rat blanc (Rattus

«orvep;3fUs BEREENHOUT) p. 136 c) Au hamster (hesocrici-

tus auratus v;ATEPdiOUSE) p» 139 V. SAPROPHYTISME ET PARASITISME p» 152

1. Basidiobolus est un

saprophyte p. 152

2 O Basidiobolus est un

commensal p. 161

3. Pouvoir pathogène

expérimental p. 166

ho Epidémiologie de la

basidiobolomycose p» 169

- Résumé de notre apport personnel p» 175 - Liste des souches de Basidiobolus

utilisées. p. 176

- Milieux de culture cités dans le texte p» 180

- Références bibliographiques p. 185.

1, I. INTRODUCTION O

- SAPROPHYTISME ET PARASITISME,,

Le genre Basidiobolus est connu depuis i886; E»

EIDAIi le décrit en même temps que l'espèce Basidio­

bolus ranarum o II isole le champignon du contenu intestinal de grenouilles ( Rana esculenta et Rana oxyrhina) . Par la suite, Basidiobolus a été isolé à diverses reprises à partir du tube digestif ou de fientes d'Amphibiens et de Reptiles tant en Europe (D»G„ FAIRCHIED (1896), I„ EEVISOUN (192?)) qu'aux U.SoA. (R O THAXTER (1886), Ed/o OLIVE (190?)c.,)» On

l'a tout d'abord étudié en tant que saprophyte du tube digestif de vertébrés insectivores»

I. LEVISOHN (1927) admet l'existence d'un véritable cycle de reproduction»

Dès 1899, R»E» FRIES isole le genre Basidiobolus, si non 1 ' espèce Rranarugi' - à partir de déchets végétaux, indiquant ainsi que la répartition écologique du cham­

pignon est plus hétérogène que les auteurs précédents ne l'avaient pensé»

Basidiobolus présente un intérêt certain au point de vue cytologique» La division nucléaire et la crois­

sance cellulaire peuvent être observées "in vitro" sans intervention de colorations»

De nombreux cytologistes : E»V/» OLIVE (1907), G.T»

INGOLD (1939-1965), C»F» ROBINOV/ (1953).»» l'ont utilisé comme matériel expérimenta.!»

L'observation, par L»K» JOE, N»I»T» ENG, A. POHAN,

H» VANDER FiEULEN et C»W» EMMONS, en 1956, d'un cas de

basidiobolomycose humaine a encore avivé l'intérêt

porté à ce Zygomycète»

2.

- LE BUT de ce travail a été de redéfinir le lien qui existe entre la biologie de Basidiobolus à l'état saprophyte et le passage de celui-ci au parasitismeo Après une brève introduction, le deuxième chapitre place le genre et les huit espèces de Basidiobolus décrites dans la classification des Champignons, Nous donnons les principaux caractères du genre.

Le troisième chapitre traite de l'isolement du

champignon dans la nature à partir de matériaux divers : fientes, insectes, sol,,,, tant en Belgique qu'au

Zaïre ,

Nous étudions également les rapports qui semblent exister entre les espèces de Basidiobolus présentes dans diverses niches écologiques.

Dans le quatrième chapitre nous observons diverses espèces de Basidiobolus d'origines différentes "in vitro"

et "in vivo". Nous essayons de définir les liens qui existent entre l'écologie sçirophytique, la croissance et la multiplication de cette Entomophthoraceae,

Nous donnons les résultats de nos recherches concernant le pouvoir pathogène expérimental de plu­

sieurs souches de Basidiobolus meristosporus et de Basidiobolus ranarum vis-à-vis de l'animal de labo­

ratoire ,

Enfin, dans un cinquièm.e chapitre, nous tentons de

situer les diverses données réunies expérim.entalement

dans un essai d'interprétation du problème dans son

ensemble,

3o

II»FOSITION SYSTEI. ATIQU E D U GENRE BAEIDIOBCLUS.

Au cours du temps les Champignons ont été diversement placés dans la systématique» Anciennement on les classait dans le Règne Végétal»

Les auteurs modernes s'accordent à les placer dans un Règne particulier : "le Regnum Eungorum" » Ils admet­

tent, de plus que ce règne est poliphylétique (H»P» COPELAND (1958), R»H» UHITTAKER (1969)»

Classiquement, E»A» GAUMANN (1952), H» LANGERON et R»

VANBPÆUSEGHEM (1952), E»A. BESSEP. (1961) distinguent 4 à 6 classes de champignons» Une étude phylogénétique établit

l'existence de nombreux phylums d'origines multiples»

Dans cette classification la position taxonomique de Basidiobolus est la suivante :

Basidiobolus appartient aine Eumycètes - Champignons vrais producteurs de filaments mycéliens, les parois

mycéliennes contiennent de la chitine (sauf chez certaines levures), jamais de cellulose, les spores ne sont jamais mobiles, les vrais gamètes sont absents, les gamétocystes en tiennent lieu»

Ce groupe est représenté par 5 à 5 classes selon les auteurs, retenons les Zygomycètes, les Ascomycètes et les Basidiomycètes»

Basidiobolus est un Zygomycètes à mycélium coenocyti- que non cloisonné, multinucléaire, dans les parois cellu­

laires la chitine est associée au chitosan (chitine désa- cétylée), la formation du zygote ou zygospore résulte de la copulation de deux gamétocystes égaux (également appelés gamétanges par certains)»

Les Zygomycètes sont divisés en deux ordres : les En-

tomophthorales et les Hueorales »

Le genre qui nous intéresse appartient aux

Entomophthorales'*' , leurs spores asexuées sont exogènes et projetées - l'analogie de ces spores avec les conidies des Ascomycètes est discutée„ Leur reproduction sexuée s'effectue par confluence de deux gamétocystes et migra­

tion d'un des noya\.ix dans le gamétocyste voisine Certains auteurs distinguent deujc familles au sein des Entomoph- thorales : les Entomophthoraceae et les Basidiobolaceae;

ils les distinguent sur la base de leur reproduction

sexuée, celle-ci est particulière pour Basidiobolus= Nous suivrons les auteurs classiques qui décrivent une famille : les Entomophthoraceae,

Chez cette famille le mycélium n'est pas coenocytique, A chaque division nucléaire une membrane complète (différente en cela de la mem.brane transversale des Ascomycètes) isole les cellules qui contiennent chaque noyau fils. Chacune des cellules ainsi formée reprend une croissance apicale autonome.

+ Comme le nom l'incLique, cet ox'dre de Champignons groupe

en particulier les Zj^gomycètes parasites ou saprophytes

d'insectes "Entomogenous fungi", nous préférerons le terme

de champignons entomophiles ou ontomophytes,

5o 1o MORPHOLOGIE DU GENRE EASIDIOBOLUS„

1° La reproduction sexuée»

Le genre est caractérisé par la formation monocline- 2 gamétocystes provenant de la meme hyphe - rarement

dicline - 2 gamétocystes situés sur des hyphes différentes- d'une zygospore « Elle est d'origine isogaraétangiale comme c'est le cas chez tous les ZygomycèteSo

Les garaétanges, ou gamétocystes, se forment à partir de 2 hyphes, ou de 2 corps hyphaux, ou de 2 spores con­

tigus» Les modalités de fusion des gamétanges sont par­

ticulières au genrer elles ont été décrites dès la des­

cription princeps par E„ EIDAH (1886) mais plus spéciale­

ment reprises par E»'./» OLIVE (1907).. Une observation microscopique est aisée même en l'absence de coloration»

Deux cellules uninucléées adjacentes développent des excroissances unilatérales à leur point de contact

(figo 1 a)O Le noyau de chaque cellule migre vers la paroi de contact cellulaire et y subit une mitose» Les noyaux fils migrent dans les becs de conjugaison et y dégénèrent plus ou moins r'apidement» Les parois dos cellules jointives disparaissent (fig» 1b, c)»

L'un des noyaux migre dans le segment voisin (fig« 1 c), ce dernier est considéré comme le segment femelle»

La cellule réceptrice des noyaux s'élargit, s'entoure

>

d'une paroi épaisse, les noyaux y fusionnent (fig» 1 d, e)» La zygospore est formée» Les becs de conjugaison se maintiennent surmontant la zygospore (fig»1 e)»

Après un temps de repos, conditionné surtout par la tem­

pérature, le milieu do culture et l'humidité, la spore

sexuée germe et donne naissance à une nouvelle colonie de

Basidiobolus »

I

6 O Fig, 1 (ci-contre) : Formation d'une zygospore à partir de deux segments d'hyphe contigus= B„ rana- rum (x 560)»

a et b; formation paire d'un bec de conjugaisono c ; disparition de la paroi de séparation de deux hyphes, migration du cytoplasme et du noyau dans un des gamétanges.

d : individualisation de la zygosporeo

e : formation d'une paroi épaisse autour de la zygo­

spore, les becs de conjugaison se maintiennent»

2° La multiplication asexuée.

Elle s'effectue par formation d'organes de reproduc­

tion de deux types :

prennent naissance sur des coni- diophores érigés.

Le conidiophore se forme par accumulation du cytoplasme dans une hyphe dressée, aérienne, de 30 à 300 p. de long et de 5 à 10 /I de diamètre.

Le matériel cytoplasmique et nucléaire migre vers l'ex­

trémité distale du conidiophore qui s'enfle sur une longueur

de 40 à 50 p; il atteint une largeur de 25 s 30 pi (fig= 2).

Figo 2O : Formatior d’une conidie sphérique à l'extrémité d'un conidiophore (Bo ranarum RoV„ 22390) (x 560)

c : conidie r, co : conidiophore; Ocp» : organe de projection O

L'extrémité distale élabore une conidie sphérique de 16 à 45 )x (fig» 5) c

7o

Fig O 3» : Formation de deuîc conidies sphériques à partir d'un segment hyphal (a) et à partir d'une conidie sphérique (b) (x 140)»

Cette conidie est projetée vigoureusement à distance»

Une projection violente des spores a été observée chez divers champignons ; Basidiomycètes : Schizophyllum,

SporobolomycesO O O O projection de la baside, Ascomycètes : Dasyobolus imiigsus, Sordaria firnicola » » » » projection des ascospores, Zygom3^cètes : Pilobolus projection du sporange et Entomophthoraceae (Entoraophthora, Conidiobolus» » ») pro­

jection de la conidie»

n mO O J> U

lïïGOLD ( 193'4—1965-1966) s'est intéressé aux divers néc’j'.anisnes de décharf^e existant chez les chan- pignons „

Chez Basidiobclus la décharge est extrèDC-nent rapide»

Pour l'observer, nous avons réalisé des cultures sur lanc ; les nilicux utilisés sont soit synthetic rjucor agar,soit Yp Cs» Los cultures sont nises à l'obscurité à 25° Co Après trois Jours, nous les exposons à la lunière et nous observons la f oj?nation. de conidiophores ot de conidies sphériques» Lersque la projection nous senble intense,

nous ajoutons une goutte d'eau distillée, roccuvrons d'une larielllo et nous observons oicroscopiquenent la préparation»

Diverses étapes de l.a projection sont visibles "in situ"

(fig» 2, 3, d et d')»

8„

Pig» 4: la conidie sphérique est projetée avec une partie de la membrane du conidiophore (2293 E» ranarum) ( x 560)» c: conidie;

CO

: conidiophore; m»co» : rion- brane du conidiophore»

Pig» 4': deuxième étape de­

là projection : la conidie se libère de la memibrane du conidiophore»

b»c» : partie basale coni­

que; ancien point d'inser­

tion sur le conidiophore»

Chez Basidiobolus, la projection s'effectue en deux temps ; dans un premier temps la membrane du conidiophore se déchire brusquement, environ à m.i-hauteur du renfle­

ment du conidiophore, projetant la conidie en même temps qu'une partie de la membrane du conidiophore (fis= é-)

Dans un deusiièmc temps, la conidie se libère par éversion brusque de sa partie proximale encore attachée à la m.embrane du conidiophore = Cette étape ultime n'a pas toujours lieu; la membrane du conidiophore peut rester* attachée à la conidie

5)°

Digo 5 : Points d'impact de nombreuses conidies sphériques sur un milieu de culture (x l^iO) o La conidie est sphérique à l'exception d'une partie basale conique correspondant à son ancien point d'attache au coni­

diophore .

Selon CiPoINGOLD (193*^^) le reste du conidiophore est

généralement déchargé à 0,5 cm du point de décharge, tandis

que la conidie peut atteindre 1 à 2 cm de son point de départ»

10.

Ce- mécanisme de projection n'a pas lieu en milieu liquide : la conidie, même à m.aturité,prête à être norma­

lement projetée, reste attachée au conidiophore vide de son contenu cytoplasmique (fig. 6).

Fig O 6. : Conidie sphérique et conidiophore en milieu liquide la conidie reste attachée au conidiophore (BO ranarum 11„V„ 22590) (x 560).

Phototropisme : la conidie sphérique présente un photo­

tropisme positif O Plus exactement, comme nous le verrons par la suite, la formation du conidiophore et de la conidie sphérique est induite par la luniièro.

Lorsque le milieu sur lequel la conidie tombe, est

favorable, la conidie germ.e et donne naissance soit à un

filament (fig. 7)^soit à une conidie sphérique secondaire,

produite de la même manière que la conidie primaire (fig. 8),

soit à une conidie adhésive (fig» 9) <>

11

Figo 7»:Conidie sphérique Fig„ 8o : Conidie sphérique donnant naissance à un formant une nouvelle coni- filament mycélien die sphérique

(

Fig

9 : Conidie sphérique donnant naissance à une

conidie adhésive»

12»

b)_La___conidio_adhésive est ellipsoïde à piriforme et uninucléée comme la conidie sphérique» Elle est produite à l'extrém.ité d'un conidiophore dressé, m.ince ( 2 à 3 de diamètre) et long de 70 à 400 pi» Elle mesure 17 à 85 de longueur totale» La cellule proprement dite mesure 13 à 65 M sur 10 à 20 p» Elle se prolonge par un appendice de 4 à 10 p sur 2 à 3 p surmonté d'un bouchon muqueux de 3 à 10 p (fige 10)»

Fig» 10 ; Conidie adhésive » a»a» : appendice adhésif» B„ ranarum » R»V„ 22390 (x 1»400) Nous n'avons pas observé de phototropisme, ni do décharge violente de ce type de conidie»

Elle germe en donnant naissance, soit à un filament mycélien, soit à une nouvelle conidie adhésive

(fig» 11)»

15 =

Fig O 11 : Conidie adhésive donnant naissance à une nouvelle conidie adhésive c. Bo r an arum K„Vo

169^0 (x 350)=

Remarque : par analogie avec les îiucorales, les conidies de Basidiobolus sont parfois appelées prosporanges ou sporanges, car bien qu'uninucléées au moment de leur individualisation, elles peuvent se segmenter en de

nombreuses spores (de 3 3. 10)uninucléées, à parois minces de 6 à 15 qui seraient analogues au>c sporangiospores „

Chez une mucorale : Pilobolus le sporange tout

entier est projeté par le sporangiophore^ Chez ce genre,

les sporangiospores sont déjà individualisés au moment

de la projection; seule la dehiscence suit»

3°_La multiplication végétativeo

Chez Basidiobolus le thalle, de 3 20 de diamètre, se segmente précocement après chaque divi­

sion nucléaire O

L'hyphc s'accroît par son extiémité distale. Seule la partie apicale de la cellule renferme du cytoplasme sur une longueur d'environ 100 La progression du cy­

toplasme dans la cellule est accompagnée de la fermeture, par des parois successives, de la partie proximale.

Dès que l'accroissement cellulaire a atteint environ 250^ (G.F. ROBINOU, 1963) une mitose intervient.

La division nucléaire est immédiatement suivie de la division cellulaire par formation d'une paroi mycé­

lienne complète entre les nouvelles cellules.

La cellule terminale reprend une croissance apicale, rectiligne si le milieu le permet, tandis que la cellule proximale émet un prolongement latéral (fig. 12 et 13)=

Une segmentation peut se produire è. l'intérieur des hyphes individua-lisant des cellules de 20 à 65 11, à parois épaisses (irg. 14).

Ces cellules ou chlamydospores pour C. DRBCHSIER (1956), cellules a parois épaisses pour E. EIDAI'l (1886) et Fi. RACIBORSUI (1896) et cellules de repos pour I.

LEVISOIîN (1927), pourraient se résoudre en cellules à

parois minces donnant elles même naissance à un mycélium.

¥

15 =

Fig O 12 : Aspect des filanents mycé3.iens en croissance o

Fig» 13 : Une coloration par 1'hématoxyline montre

2 corps hyphaux uninucléés (x 350)„

Aoy-

Figo 14 : Cli.lamydosporos Basidiobolus =

4° L'aspect macroscopique d'une colonie de Basidiobolus est variable d'un milieu de culture à l'autre»

Nous la décrirons sur milieu de Sabouraud glucose à 2 °l-> puisque nous ' aA."cns utilisé dans la suite de nos expériences »

La colonie est crème à brunâtre, glabre à fine­

ment duveteuse, souvent plissée de manière radiaire au moins dans le centre» Cet aspect peut même devenir céré- briforme lorsque les conditions extérieures, principale­

ment la température, ne sont pas favorables à la crois- s anc e »

Un pigment Jaune-verdâtre peut diffuser dans la gélose chez certaines souches»

Une odeur d'hexachlorure de benzène existe dans certain isolement et serait typique (C» DRECHSIEN .,

1956-1964) de certaines espèces : Basidiobolus ranarum et Basidiobolus magnus»

Après 2 à 3 Jours de croissance,des colonies satel­

lites peuvent apparaître sur le milieu de culture» Elles

résultent de la germination de conidies sphériques projetées sur le milieu (fig» 15)»

Figo 15 : Aspect macroscopique d'une

colonie de Basidiobolus sur milieu de

Sabouraud =

18.

2. LES ESPECES APPARTENANT AU GENRE BASIDIOBQLUS.

Huit espèces de Basidiobolus ont été décrites dans la littérature à savoir; par ordre chronologique de leur description :

1° Basidiobolus ranarum EIDAfi , 1886 „

Le premier isolement a été réalisé à partir du con­

tenu intestinal de grenouilles Rana O.sculenta et R an a oxyrliina

G O DRECHSLER (1955) l'isole du sol. La répartition de l'espèce est cosmopolite. Cette espèce n'est connue qu'à l'état saprophyte bien que la culture isolée du premier cas humain, décrit, de basidiobolomycose ait été erronément identifié à B. ranarum.

Une exception doit peut-être être faite pour la souche isolée par G. VAN OVEREEI.' (1925) à partir d'une lésion de la patte chez un cheval en Indonésie.

Les zygospores do cette espèce présentent une paroi ondulée de 2 à 3 leur taille est de 25 à 50 p. de diamètre.

Les deux types de conidies sont présents.

2° Basidiobolus lacertae EIDAh, 1886

Décrite en même temps que E. ranarum, cette espèce a été isolée du contenu intestinal de Lacerta agilis.

Eo EIDAI'i (1886) a observé des cellules à parois épaisses. Ce même type de cellules a été décrit par M„ RACIBORSKI (1896) chez B. ranarum, en culture sur

glycérine, et par I. LEVISOHN (1927), dans des cultures de Basidiobolus contaminées.

I. LEVISOHN (1927) identifiait en outre E.lacertae à

B. ranarum car de ses isolements à partir de fientes de lé-

zard elle n'obtenait que B„ ranarurao Wo LOWEKTHAL (1903) isole un Basidiobolus de fientes de Lacerta muralis et l'identifie à Bo lacertae pour cette carac­

téristique O

Go DEECIISLER (1956’ observe ces mêmes "Clilamydospo- res" endogènes chez B„ liaptosporus o Les zygospores du champignon décrit par Eo EIDAM (1886) sont

lisses com-ffle celles de Bo haptosporus (G, DREGHSLER, I9é-7~1956) mais elles présentent des becs de conju­

gaison discrets différant en cela de Bo haptosporus et de B'o me-ristosporus (Go DREGHSLER, 1955)°

En ce qui concerne la phase de reproduction asexuée, Eo EIDAM (1886) ne dessine qu'un reste de conidiophore typique du genre Basidiobolus»

Aucun caractère cultural n'est connu puisque cette espèce n'a été décrite qu'à partir de matériel fixé»

3° Basidiobolus myxophilus FRIES, 1899

G'œt la première espèce de Basidiobolus isolée à partir de miatériel végétal ; déchets de racines de conifères» Il semble que ce soit d'ailleurs la seule raison pour laquelle R»E„ ERIES (1899) créa cette nouvelle espèce» Got auteur se demande d'ailleurs par la suite (1929) si la description d'une nouvelle espèce était justifiée»

Gette espèce présente en effet des zygospores à

parois échinuc.léécs » I» LEVISOHN (1927) l'identifie

(pour cotte raison ?) à B» ranarum»

4° BasidioboluG haptosporus DRECHSIEP

, ° L'espèce , isolée de déchets de feuilles, est distincte de B„ ranarum par la production d'une zygospore â paroi lisse de 23 à 37 de diamètre «

Contrairement aux autres espèces du genre, le mycélium aérien est très peu important, la crois­

sance s'effectue surtout en profondeur sur les milieux usuels, et, de ce fait la production des deux types de conidies est réduite=

Des chlamydospores de 30 à 70 x 20 à 30 p sont produites en profondeur à partir du mycélium » Cette espèce ne présente pas de croissance à 37°C, contrai­

rement à l'espèce décrite postérieurement par C„

DRECHSLER ('1955) »

Basidiobolus haptosporus varc minor SRINIVASAN et THIRUhALACIiAR .1967 o

Cette variété serait en tous points semblable à B O haptosporus sinon qu'elle présenterait des zygos- pores plus petites (19 à 30 p.) .

5° Basidiobolus meristcgjorus .DRECHSLER, 1955, ° Très voisin par tous ses caractères do E„

haptosporus : le primoisolemcnt a été réalisé a partir de déchets végétaux, la zygospore est lisse»

Selon C» DRECHSLER (1955) il s'en distinguo :

1) par une adax:)tation à des températures plus élevées 2) par une production de mycélium aérien;

3) par une production plus abondante de conidies à

partir des hyphos aériennes» B» haptosporus formerait

des conidies de préférence à partir de zygospores en

germination »

21 =

6° Basidiobolus microsporus .Ben.jamin, 1962,- o

Cette espèce a été isolée de fientes de "petits animaux" aux U„S.Ao (Californie)»

Les zygospores présentent des parois ondulées et elles ont la même taille que celles de B» ranarum»

La production de conidies de deux types est analo­

gue à celle de B » ranarum »

Hais la conidie primaire, après projection, et division interne peut donner naissance, en atmos­

phère sèche, à des spores exogènes, unicellulaires ou microspores de y-'l'l yu x A-,i-6,6ya. Elles sont attachées à la conidie primaire par un fin pédicelle et se prolongent distalement par un appendice de 7 à 28 yu de long x 1,5 à 2,2 ya de large» Ces spores s*'autonomisent par formation d'une paroi au niveau du pédicelle»

7° Basidiobolus magnus DEECHSLER, 196^ - Il a été isolé de détritus végétaux»

Comme B» ranarum, cette espèce présente des zygospores à paroi ondulée et une odeur marquée d’hexachlorure de benzène» Les zygospores sont plus grandes que dans l'espèce précédente (de 25 à 60yu), 2 d'entre elles pi'oviennent de la fusion d'hyphes différentes (diclines)»

Le conidiophore donnant naissance à la conidie

sphérique peut émettre simultanément 2 ou 5 conidies

sphériques» Ces conidies seraient de taille supérieure

à celles de B » ranarum et ne présenteraient pas d'

extrémité conique mais seraient plus ovoïdes que les

conidies des autres espèces»

22 „

8° Basidiobolus hetc-rosporus SRINIVASAN et THIRUMA- LACHAR, 1967. .

La souche décrite en 196? a été isolée de détritus végétaux c

Elle différerait des autres espèces par la présence simultanée, en culture, de zygospores lisses et

ondulées »

Nous discuterons ultérieurement de l'opportunité qu'il y a de distinguer 8 espèces de Basidiobolus,

Nous avons voulu auparavant présenter les isole­

ments personnels que nous avons réalisés et conclure

à la lumière de leur examen»

III„ ISOLEMENTS EFFECTUES A FA-RTIR DE MATERIEL PRELEVE DANS LA NATUREc

- INTRODUCTION»

Les zygomycètes- si non les Entomophthorales- ont toujours été considérés comme des saprophytes de I' air, de l'oau, ou du sol»

Déjà en 1886, E» EIDAM considère que Basidiobolus est un saprophyte du tube digestif des grenouilles»

Pour I» LEVISOHN (1927) B» ranarum effectue un

passage en "parasite inoffensif" dans le tube digestif de la grenouille »

D'autres auteurs, comme L» LEGER (1927) ont consi­

déré que Basidiobolus est un parasite au niveau du tube digestif de vertébrés»

L'isolement du champignon à partir du sol, s'il ne prouve aucunement la non pathogénicité du genre, du moins tend à le faire considérer comme un sapro­

phyte habituel de matières en décomposition» Même si, en dernière analyse, Basidiobolus est lié à des niches écologiques particulières»

Cette théorie moderne du sEprophytisme a été démon­

trée par R» VANBREUSEGHEM en 1952 pour des champignons

considérés jusqu'alors comme purement parasites: les

Dermatophytes «

TECHNIQUES «

24 „

1) PRELEVEriENT DE L'ECHANTILLON o

1° Prélèvements de fientes de grenouilles (Rana esculenta Lo)

Les grenouilles provenant de la nature, comme

celles provenant d'élevage, sont placées individuelle­

ment dans un bocal stérile „ Au laboratoire, elles sont placées individuellement dans un nouveau bocal stérile de 0,5 1 contenant 10 ml d'eau distillée stérile où elles sont maintenues durant 24 heures avant d'être remises en liberté.,

L'eau de sé.jour est utilisée, pour l'isolement du champignon, comme nous le verrons„

L'entièreté de l'échantillon est ensem^encé o

2° Prélèvements à partir du tube digestif (Amphi- biens, Reptiles),

La grenouille, aù nerf spinal sectionné est immédiatement disséquée à l'aide de matériel stérile «

D'une part, l'estomac, d'autre part, deux m.orceaux d'intestin d'environ 2 cm (intestin moyen et intestin postérieur) sont prélevés et broyés dans des Griffitli contenant 5 inl d'eau distillée stérile «

Les isolements sont réalisés partir des broyats»

3° Prélèvements à partir do fientes d.c Reptiles ou de rongeurs.

Les fientes des Reptiles en captivité sont récoltées à l'aide d'un abaisse-langue stérile et mises dans des boîtes de Pétrie

Iics fientes d'Agames et les crottes des rongeurs d'élevage sont prélevées séparément et placées dans des enveloppes de philatélie stériles„

Environ 1 g de fiente de Reptile en captivité ou

l'entièreté de la déjection (environ 500 mg) sont broyés

rospc-ctivement dans 10 ml ec 5 ml d'eau distillée stérile dans un tube de Griffith»

Les broyats servent à l'isolement du charapignon»

4° Prélèvements de terre et de détritus végétaux en décomposition »

Le prélèvement est réalisé dans un bocal stérile de 250 ml» Il est rempli au tiers avec un échantillon prélevé à l'aide d'un abaisse-langue stérile»

L'échantillon est agité de manière à réaliser

autant que possible une homogénéisation du prélèvement»

Nous prélevons environ 0,5 g de terre que nous broyons dans 5 ml d'eau distillée stérile»

Le broyât sera ensemencé comme décrit ultérieurement»

2» TECHNIQUE D'ISOLEMENT DE BASIDIOBOLUS»

Diverses méthodes d'isolement de champignons sa­

prophytes du sol ont été utilisées» La plus ancienne est peut être celle de S»A. WAESLAN (1917)° Elle est basée sur la technique d'iso?,ement des bactéries du sol»

Des ô.ilutions successives de sol sont réalisées dans l'eau ou dans un milieu liquide. Un millilitre de la

suspension est dispersée dans un milieu gélosé, à 40°C, avant sa solidification»

Afin d'éliminer bon nombre de bactéries,le milieu de suspension ou d'isolement est acidifié à pH 4.

La bonne dilution est celle qui correspond à un comptage final de 25 colonies de champignons par boite de Pétri (G» BISBY, N» JA

ES et E» TOIiONIN, 1935) ceci afin d'éviter les erreurs ô.ues à la compétition ou à 1 ' antagonisme entre les espèces»

Cette méthode favorise les espèces dont la sporula­

tion est intense.

J O UARCUP (1950) modifie la technique de WAKSMAN en introduisant directement un petxt échan­

tillon de sol dans un milieu acidifié» Les avantages de cette technique sont:

1) do diminuer la dispersion des éléments du sol et de ce fait de diminuer l'avantage des champignons à forte sporulation:^

2) de prendre toutes les particules de sol sans élimi­

ner, avec des restes de dilution, les grosses particules m.inérales ou organiques»

Les deux techniques précitées ont en commun de ne pas favoriser une espèce par rapport à une autre»

Elles ne nous ont pas donné de résultats satisfaisants pour l'isolement de Basidiobolus» Les raisons de cet échec nous semblent de divers ordres :

1) Los échantillons de sol comme ceux de fientes ou de tubes digestifs sont très riches en bactéries et en champignons» Lorsqu'on ajoute des antibiotiques au milieu on peut supprimer une grande partie des conta­

minations microbiennes» Basidiobolus est sensible à l'acti-dione qui est un inhibiteur de croissance pour de nombreux champignons saprophytes à forte sporulation»

2) La croissance de Basidiobolus sauf celle de l'espèce B» haptosporus est faible en profondeur»

3) Les prélèvements que nous ensemençons ne sont pas divisés en particules suffisamment fines»

L'identification de Basidiobolus sur des cultures anaé­

robies est malaisée » Il faut donc faire des subcultures à partir de toutes les colonies suspectes»

5) La quantité de spores de champignons varie très for­

tement d'un échantillon à un autre , il faut donc faire, pour chaque prélèvement,un grand nombre de dilutions»

En résumé, les méthodes do V/AESEAN et do V/AECUP nous semblent très bonnes pour dénombrer un nombre total

26 „

d'organismes, champignons ou bactéries, présent dans un prélèvement mais pas pour examiner la présence d'un champignon particulier»

Certaines méthodes permettent d'isoler sélecti­

vement un "substrate group"»

Ro VANBREUSEGHEI: (1952) utilisant un apport de kératine isole du sol dos champignons kératinophiles du groupe des Dermatophytos=

CH» DE VROEY (1970) a montré l'importance de la nature de la kératine pour l'isolement des Gyi^iioî^scacées du sol»

Nous nous som.mes inspirés pour isoler les Basidio- bolus du sol de la technique de E»v/» OLIVE (1907)»

Cet auteur a, le prem.ier, tiré parti de la. pro­

jection des conidies sphériques de Basidiobolus pour observer des cultures pures» Il dispose des morceaux de pain stérilisés à proximité du contenu intestinal de grenouilles» Le champignon pousse sur les fientes, les conidies sont projetées sur le pain et y germent en de nouvelles colonies de Basidiobolus»

C„ DRECHSLER (19^7) fixe l'échantillon à observer à l'aide de papier adhésif dans le couvercle d'une boîte de Pétri; les spores tombent sur le milieu contenu dans le fond do la boîte et. y germo-nt en autant de colonies qu'il y a de spores»

La technique iitilisce par C» DRECHSLER (19^-7) nous a donné de nom.breuses contaminations, nous devions mani­

puler l'échantillon non stérilement» Tous les échantillons ne se prêtaient pas à cette technique»

Technique personnelle»

L'échantillon à étudier est mis en suspension dans 5 ou 10 ml d'eau distillée stérile,

27 =

selon que son poids est

28

d'environ 500 mg ou 1„000 mg.

Si le prélèvement est compact ou solide, il est broyé dans un Griffith en présence de 5 ou 10 ml d'eau distillée stérile .

Nous prépo.rons des boîtes do Pétri contenant 10 ml de milieu do Sabouraud glucosé à 2 0.. Lorsque le milieu est solidifié, nous retournons les boîtes- Dans le cou­

vercle de chacune d'elles nous plaçons un papier filtre stérile, du diamètre de la boîte (9 cm)-

Le broyât du prélèvement est aspiré dans une

pipette et 1 ml de la suspension est versé sur chaque papier filtre contenu dans le couvercle de la boîte do Pétri (figo 16)-

TECHNIQUE D'ISOLEMENT DE BASIDIOBOLUS

milieu de

papier filtre

Fig-16 ; c'ehéma de la technique d'isolement-

Chaque prélèvement est donc réparti sur 5 papiers

filtres (5 ml) ou 10 papiers filtres (10 ml) selon son

volume -

29»

Les boîtes de Pétri sont mises à incuber à 25°C= Le champignon se développe sur l'échantillon, étalé sur papier filtre dans les conditions particulières de tem­

pérature (25°C), de lumière (lumière du jour), d'humidité (saturante) et do substrat (fientes-terre) qui sont mises à sa disposition»

Figo 17 : Aspect des colonies en croissance»

La lumière induit, comme nous le verrons par la

suite, la formation de conidios sphériques de Basidio-

bolus» Elles sont x-’i'ojetécs vigoureusement et adhèrent

au milieu de culture situé dans le fond inversé de la

boîte de Pétri » Elles germent sur le milieu de culture

en y dévelojjpQnt autant de colonies qu'il y a do conidies

viables projetées»

Un examen des boîtes de Pétri a lieu les troisième, septième, quatorzième et vingt et unième jours d'in­

cubation O

Au troisième jour, la croissance,lorsqu'elle existe, est très discrète « Les résultats que nous donnons par la suite concerneront le nombre de colonies de Basidio- bolus observées après 7 jours»

Aux lAeme et 21emc jours,un examen est réalisé au cas ou les deux précédents auraient été négatifs, ils sont très rarement positifs pour Basidiobo.lus mais de nombreux contaminants sont observés à ce moment»

Examen des cultures observées en boîte de Pétri (fig» d7 )»

Les colonies de Basidiobolus isolées sont incolores, glabres ou finement poudreuses» Le centre de la colonie est rarement plissé» Nous réalisons un prélèvement

(+ 1 mm ) au contre de chaque colonie» Il est placé entre 2 lame et lamelle, dans l'eau distillée ou dans une solution de bleu coton dans du chlorallactophénol et il est

examiné microscopiquement «

Nous effectuons autant de subcultures, par séries do 5 boîtes de Pétri, qu'il y a de colonies d'espèces différentes„

Si aucune zygosporo n'est observée à l'examen mi­

croscopique, nous effectuons une culture à partir de la colonie d'appartenance générique douteuse»

Purification des cultures»

Dans la mo.jorité des cas les subculturos réalisées directement à partir des colonies de Basidiobolus isolées en boîtes do Pétri sont pures» La pureté bacté­

riologique est démontrée par une subculture sur milieu de

brain heart infusion ti 37°C»

31»

S'il y a coritanination, une nouvelle subculture est réalisée soit comme précédemment en ensemen­

çant un miorceau de la colonie de primoisolement soit si celle-ci est trop contaminée par découpage d'une surface d'environ 1nm „ Le prélèvement est 2 placé dans le couvercle d'une boîte de Pétri con­

tenant un papier filtre et 1 ml d'eau distillée., Un nouvel isolement est réalisé»

désuD-tats expérimentaux O

lo ISOLEMENTS DE BASIDIQBOLUS A PARTIR DE PREIÆ- VEMEILJG EFFECTUES EN BELGIQUE»

1° Essais d'isolement do Basidiobolus à partir de fientes et de tubes digestifs»

- Les grenouilles capturées dans la nature pro­

viennent de rives d'étangs ou do ruisseaux : Anvers;Rivierenhof (1), Baisy-Thy (3), Bruxelles:

étang du "pont des chats" (10), Rouge-Cloître (6)»

- Les grenouilles maintenues en captivité au Jardin Zoologique d'Anvers sont enfermées dans dos enclos entourés de murs» Elles disposent d'un espace d'environ -^i n d'eau et d'autant de terre» Leur 2 nom.bre varie de 10 à 50» Ces grenouilles proviennent de la. natur'o nais elles sont maintenues durant quelques mois dans cet enclos pour servir de nourriture aux

Reptiles »

- .Les grenouilles d'élevage (Prance ou Italie) sont

capturées dans la nature et stoclcées dans des bacs

contenant de la litière (m.ousse) renouvelée 2 à 5 fois

par mois O Des vers de farine (Tenebrio molitor L») leur

sont distribués»

- Les grenouilles à jeun étaient maintenues en cap­

tivité à l'Institut provincial d'Hygiène à Anvers, depuis au moins un mois» Elles étrient placées dans des bacs en zinc inclinés contenant environ 5 litres d'eau de ville renouvelée deux fois par semaine»

- Les crapauds ; Buffo sp» ont été capturés dans la nature en meme temps que les p^renouilles : Baisj^'-Thy

(2), Bouge-Cloître (2)»

Résultats expérime-ntaux »

Fientes tubes digestifs espèces est» int» isolées nbre nbre

+ nbre nbre+ nbre nbrc+

R» esculenta L» 20 17 5 3 5 4 21 B„ ranarum

capturées dans la 1 B» hautos-

nature

2

porus

Basidiobolus sp »

R= esculenta L» 2A 11 5 0 5 3 14 B » r an arum;

élevage Zoo

K» esculenta L» / /

23 0 23 1 B » ranarum

élevage (Eronce) 1

R» esculenta L» 105 2 /' /

/ / 2 B » ranarum élevage ôcouvil-

lons (+)

Buffo sp » co.ptu- A -1 / / / / 4 B „ ranarum.

rée ds la nature

bégende : nbre : nombre de prélèvements; nbre+ : nombre de prélèvements positifs pour Basidiobolus; / : n'a pas été réalisé»

( + )I'Tous remercions le Professeur R» RACHONT qui a mis 105 grenouilles à notre disposition» Etant donné le grand nombre de grenouilles, nous n'o.vons pas pu les mettre individuelle­

ment dans des locaux stériles» Nous avons effectué les pré­

lèvements à 1 ' o.idc d'écouvillons stériles» Ceux-ci sont mis un culture simultanément sur deux tubes de milieu de Sabouraud et deux tubes de milieu corn meo.l agar» Nous devons signaler que 50 prélèvements ont également été réalisés dans la cavité bucale^à l'aide d'écouvillons, tous les essais d'isolement

ont été négatifs»

Remarques ; Tableau récapitulatif des résultatso 1° Ce ne sont pas les grenouilles qui ont séjourné durant 24 heures dans l'eau distillée qui servent à la dissection» Cependant, après avoir été maintenues dans l'eau distill.ôe duro,nt 24 heures, 5 grenouilles ont été disséquées» Quatre d'entre elles avaient des déjections positives pour Basidiobolus; seuls 3 tubes digestifs se sont révélés positifs»

2° Une culture de Basidiobolus sp (B» magnus ?) a été isolée à partir d'un écouvillon passé sur la peau ventra­

le d'un Plcurodèle»

3° Nous n'avons Jamais utilisé d'animaux morts, si ce n'est pour les prélèvements à partir du tube digestif»

Dans ce cas, les animaux sont tués Juste avant d'effec­

tuer le prélèvement»

4° Souches : nous avons considéré que toutes les colonies de Basidiobolus provenant d'une meme grenouille appo.r- tenait à la mena souche quel que soit le nombre de colo­

nies obtenu, et pour autant bien entendu que l'examen direct révèle que les colonies appartiennent à la meme espèce» C'est ainsi que le nombre total des espèces

isolées à partir do grenouilles capturées dans la nature est supérieur au nombre de déjections positives : B » rana- rum a été isolé dans tous les caa dans 3 prélèvements, B» haptosporus ou Basidiobolus sp» ont été isolés simul­

tanément »

5° Les résultats négatifs indiquent que nous n'avons pas isolé de champignon appartenant au genre Basidiobolus»

Cependant, nous avons isolé des bactéries ainsi que des

champignons appartenant aux Zygoniycètes (Mucorales et En-

tonophthorales) et des Ascomycètes (principalement des

Aspergillus)»

Nombre de- colonies obtenu par boîte do Pétri après 7 .jours d'incubation à 23*^0°

Dans ce tableau nous ne tenons compte que du nombre moyen de colonies par série de 5 boîtes de Pétri O C'est-à-dire que lorsqu'une boîte de Pe^'tri sur 5 est positive pour Basidiobolus nous indiquons le nombre de colonies présentes dans cette boîte divisé par 5= Lorsque 2 à 5 boîtes sont positives, nous prenons la moyenne du noivibre- de colonies par boîte, nous donnons donc le nombre approximatif de colonies par millilitre »

Nous pensons être autorisée- à faire cette

extrapolation parce que l'entièreté de nos échantillons a été ensemencée.

Nombi’e do colonies total 0 1-50 5'^-^00

3^0

Déjections

Pc esculenta L.

nature

20 3 13 4

P

, esculenta L.

zoo

24 13 9 2

Tubes dip;estifSo R O esculenta. L.

nature est. 5 2 2 1

int O 5 1 3

Ho esculenta L.

zoo esto 5 5 0 0

int O R 2 3 0

R O esculenta L.

élevaf!;c cst„ 23 23 0 0

int O 23 22 1 0

lé^c-ndo : est int

estomac

intestin.

35»

Analyse dos résultats, 1°_Au__ qualitatif „

Espèces O L'espèce Bo ranarum a été isolée dans tous les échantillons positifs quelle que soit l'origine de couy-cio Ce résultat est conforir.e à ceux obtenus par I„ LEVISOHN (1927) en Allemagne s partir de

grenouilles Bo csculenta et R. temporaria (cet auteur ne reconnaît ].'existence que de cette seule espèce de champignon) et par JoA= HUTCHISON (1970) aux U.S«A»

à po.rtir de Reptiles » C„ DBECHSLER (1956) effectuant des isolements à partir d'eau de séjour de grenouilles R O clamita.ns, aux UoS. a isolé les espèces B ^ rana­

rum, B O meristosporus et B„ haptosporus » De mémo, DoJjo GREER et L= FRIEDKAE (1966), aux U .S .Aisolent B O meristosporus du contenue intestinal de grenouilles»

Nous n'avons isolé qu'une seule fois B» haptospo­

rus à partir des fientes de graiouilles» Il n'y avait que 3 colonies de cette espèce dans la boîte de Pétri»

B» ho.ptosporus est une espèce dont le développeraent mycélien aérien est peu important, le nombre de conidic-s sphériques produit est donc moins important que pour B » ranaruE » Cette dernière espèce est probableraent favorisée par notre technique d'isolement»

Dans deux isolements, nous n'avons pas pu iden­

tifier nos isolements par manque de formes de repro­

ductions sexuées dans les prinoisolements ou dans leurs Eubcultures »

Basidiobolus sp» probablement B» magnus a. été isolé à partir d'un écouvillon provenant de la région ventrale d'un pilcurodôle» Cet isolem.ent avait d'abord

été identifié cà B» ra.na.rum» Ce n'est qu'après une

mensuration do 100 zygospores que nous avons modifié la

détermination spécifique»

36

Cette erreur dans l'appréciation de l'espèce nous parait importante à noter pour deux raisons : pour le danger qu'il y a à identifier trop rapidement une espèce et pour la grande similitude qu'il y a entre les espèces O

Un examen direct n'a pas été réalisé pour tous les échantillons, aussi n'en avons-nous pas fait men­

tion dans le tableau des résultats» Chaque fois qu'il a été effectué et qu'il s'est révélé positif, nous avons observé soit des fragments mycéliens, soit dos conidies divisées on spores, soit dos spores d'environ

10 =

7ja prévalence la plus élevée de positivité se rencontre chez les grenouilles capturées dans la nature»

Aucun isolement n'o. été positif à partir des grenouilles maintenues à jeun» Ces résultats indiquent que les grenouilles se contaminent avec le re.pas »

Basidiobolus n'est pas continuellement présent dans le tube digestif cependant les spores peuvent s'y

multiplier comme nous le verrons un peu plus loin» Nous dirons donc que Basidiobolus est commensal dans le

tube digestif do la grenouille lorsque celle-ci est en activité physiologique»

Origine do B» ranarum. dans le tube digestif de Rana ehculenta »

I» LEVISOEU (1927) a prouvé, on m.aintenant des

grenouilles on observation durant plusieurs senia.ines

qu'elles deviennent négatives pour Basidiobolus après

7 à 14 jours» Nous avons réalisé cette expérience en

nourrissant 10 grenouilles non infectées par des cultures

37 =

de B O ranarum. Trois prélèvements suc~:essifs d'eau do séjour, à 24 heures d'intervalle ont été réalisés pour prouver l'absence de champignon dans le tube digestif des grenouilleso

24 heures après l'ingestion des cultures, toutes les grenouilles présentaient B„ ranarum dans l.es déjectionso

Après 8 Jours une grenouille éto-it encore porteuse de champignon mais o.près 11 Jours, aucune grenouille ne présento.it plus de Basidiobolus dans les déjections»

Ce temps est très long si on le compare au temps du tro.nsit intestinal qui est de 24 heures» Cependont dos déchets non digérés peuvent s'accumuler dans le tube digestif d'Amphibiens et de Beptiles (G»i » NOBLE, 1959)= Ceux-ci, et plus particulièrement la chitine qu'ils contiennent pourraient constituer un milieu de culture pour Basidiobolus (cf» infra)»

Contrairement à notre attente,les prélèvements d'eau de séjour de grenouilles sont tout aussi souvent positifs que les broyo.ts de tube digestif» En broyant le tube digestif ou plutôt une partie de celui-ci, nous saisissons un aspect de co qui se po,sse à un moment en cet endroit du tube digestif; en prélevant l'eau de séjour de 24 heures et en l'ensemençant, nous observons que le champignon a été ou non éliminé durant ce temps»

Nous pensons donc, que malgré le trop petit nombre de prélèvements, l'eau de séjour est représen­

tative du contenu intestinal en Basidiobolus, puisque

celui-ci est éliminé du tube digestif avec les déchets

du bol alimcm.taire » De plus, notre technique favorise

probablement légèrement l'isolement à partir de l'eau

do séjour par une mo.illeure homogénéisation de celle-ci

38.

par rapport au troyat du tube digestif.

Comme nous le verrons par comparaison avec le nombre de colonies mises en évidence à partir d'autres échantillons; nous ne cultivons qu'un petit nombre de colonies à partir de grenouilles.

Nous pouvons interpréter ce fait soit comme un faible envahissement des tubes digestifs par Basidiobolus soit par une faible croissance du cham­

pignon sur les fientes et, de ce fait, un petit nom­

bre de conidies serait projeté sur le m.ilieu, soit encore par une faible production de conidies sphéri­

ques par le chojnpignon.

La première hypothèse nous semble la plus vala­

ble, En effet, si nous mélangeons un homogénéisât de spores, provenant d'une culture de B, panarum , à de l'eau ou à des détritus végétaux, nous isolons le

champignon en abondance dans tous les cas. Des résultats quantitatifs pourraient être obtenus en dénombrant

les quantités relatives des différentes spores et des fragments mycéliens par rc.pport au nombre de colonies isolées. Cependant, de tels résultats ne pourraient être interprétés qu'avec précaution car* on sait que toutes les spores ne germent pas à la même vitesse et que le nombre de spores vivantes diffère d'une sou­

che à l'autre et au cours du temps,

La question la plus importante semble être

de rechercher le rapport entre le régimie alimentaire de la grenouille et la présence de Basidiobolus dans son tube digestif,

R, esculenta n'a. pas d'exigences alimentaires

strictes. Son régime varie en fonction de la niche

écologique qu'elle occupe. L'inventaire du contenu

digestif est différent d'un autour à l'autre (G,K,

NOBLE, 195^); il contient en ordre principal :

39.

25^ de Mollusques Coléoptères

13^ Lépidoptères (larves et adultes) Isopodes

9% Diptères 6% Hémiptères e t

Les insectes constituent plus de 50 % de son alimentation,

Tous les autAirs ont mis en relation l'isolement de Basidiobolus à partir de fientes de grenouilles avec le fait que celles-ci sont entomophages»

Selon les auteurs, cette relation est plus ou moins stricte : I-U GIARD (1888) trouve B o r an arum dans les déjections de Hyla arborea, Rana temporaria et Lacerta muralis; il identifie le genre Basidiobolus a une autre Entomophthoraceae Entom.ophthora callipho- rae un parasite de Calliphora vomitoria. Pour GiAfiQ Basidiobolus correspond à la phase do reproduction

sexuée de E» calliphoraco

Pour I„ LEVISOIïN (1927) B» ranojum effectue un véritable cycle de multiplication : le mycélium présent de.ns les fientes de grenouillos serait "brouté" par des insectes coprophages qui hébergeraient le champi­

gnon durant un certain temps dans le tube digestif„

L'insecte sero.it ingéré par la grenouille » Le cycle de Basidiobolus serait ainsi bouclé» L'auteur

démontre cette hypothèse 1) en nourrissant des grenouil­

les (Ro esculenta et R» temporaria) avec des insectes récoltés dans la nature (Carabidao, Scarabidae,

Silphidae, Coccinellidc.e) » Sur 106 essais les grenouilles présentaient 22 fois Basidiobolus dans les fientes à

1'examen direct»

2) Elle prouve que les insectes hébergent Basidiobolus

dans le tube digestif en les lavant dans l'a.lcool 80° avant qu'ils ne servent de nourriture aux grenouilleso

Notre opinion est différente de celle des auteurs précédents :

1) Nous ne pensons pas que le tube digestif de la gre­

nouille constitue un lieu obligatoire de passage pour le champignono Nous en fournissons la preuve en l'isolant comme saprophyte du sol d'une part et en le cultivant sur des milieux très divers : uniquement synthétiques ou végétaux d'autre part» Basidiobolus vit dans le tube digestif de ces Amphibiens comme un commensal, ou comme- un endosaprophyte (Ro VANBREUSEGHEM, 1972) ainsi que le prouve l'étude histologique du tube digestif des grenouil­

les infectées par la champignon» Il n'y produit aucune lésion„

2) Cependant le tube digestif des grenouilles constitue une niche écologique favorable au développement du cham­

pignon» Comme pour tout autre niche écologique la mul­

tiplication s'arrête lorsque le substrat se raréfie ou est inexistant ce qui se produit quand la grenouille jeûne.

Des expériences en cours tondent à nous exliquer pourquoi le tube digestif de la. grenouille constitue un milieu favorable» C'est probablement parce que Basidiobo­

lus y trouve en abondance de la chitine» Or Basidiobolus croit et forme des organes de reproduction asexué sur

un milieu contenant de l'eau géloséc à 2 et des fragments de chitine pure. Une mouche ou une drosophile tuée et

stérilisée ou non stérilisée constituent également un excellent milieu de culture pour B » ranarura ou B » meris-

■^sporus (cf» infra).

Ce substrat "mouche" est m.al défini» Cependant le

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tube digestif des grenouilles contient de nonbreiix restes d'insectes et plus particulièrement des déchets chitineux non digérés»

Une expérience intéressante à réaliser con­

sisterait à donner une alimentation différente à 3 groupes de grenouilles» Le premier groupe recevant une culture de Basidiobolus et une nourriture, dépour­

vue de Basidiobolus, riche on chitine, le deuxièrae groupe recevant une culture de Basidiobolus et une nourriture, dépourvue de Basidiobolus et exempte de chitine, le groupe témoin ne recevant que le champignon» On pourrait vérifier la survie du cham­

pignon en présence des différents substrs,ts «

Donc, si la chitinolyse par Basidiobolus continue à se- vérifier expérimentalement on comprendra aisément qu'on a d'autant plus de chances de trouver le champi­

gnon dans un endroit que celui-ci est plus riche en restes de chitine»

3) Basidiobolus possède-également d'autres enzymes pro­

téolytiques puisqu'il liquéfie la gélatine et qu'il présente une croissance sur milieu nitrogen base ne contenant que des peptones»

Comme nous le verrons dans le dernier chapitre, la chitine no constituerait pas un milieu à l'exclusion des autres mais elle servirait principalement à éli­

miner des organismes concurenticls qui ne possèdent pas les enzym.es capables de la lyser»

Ainsi comme certains milieux de culture sélectifs

destinés à isoler spécifiquement telle bactérie ou tel

champignon, la chitine, sous forme de débris d'insectes,

constituerait un milieu sélectif naturel vis-à-vis de

Basidiobolus »

42,

b) Fientes de Reptiles divers naintunus en captivité.

Dans le but de définir d'une manière plus

précise un rapport entre la nourriture et la présence de Basidiobolus dans un tube digestif nous avons

recherché le champignon dans les fientes de Reptiles que nous avons arbitrairement divisés selon le régime alimentaire qui leur est donné au Jardin Zoologique d'Anvers„

Cet essai nous permettrait, pensions-nous, de vérifier par la suite la présence de Basidiobolus chez les invertébrés ou vertébrés servant do nourri­

ture à ces Reptiles O

Nous espérions mettre en évidence une différence microbiologique claire entre des animaux soum.is à des régimes alimentaires divers»

D'autres auteurs ont isolé Basidiobolus à partir du tube digestif ou de fientes de Reptiles : en

Europe I» LEVISOHR (1927) isole B» ranarum de fientes d'une salamandre .(O et d'un orvet TTT7 V/o LOVŒNTHAL (1903) de fientes de lézard (Lacerta m^uralis) » Aux U„S»A„, DoL» GREER et L» PRIEDRAN (1966) isolent

une B O m.eristosporus de fientes d'un caméléon^'*’^ et d

tortueet B» i-anarum du tube digestif de deux caméléons^ ^

J»Ao HUTCHISON et H»A» NICKERSON (1970) ont isolé B O ranaruri do fientes de Chéloniens : 1- essais positifs sur 33; 2 fois pour Chelydra serpentina, 1 fois pour Pseudomys scripta elegans, 1 fois pour

Terrapena carolina et de fientes d'Ophidiens : 1 fois sur 14 essais pour Thaminophis proximus ■>

En Afrique, B» CLARK (1968) a isolé E » ranarum d'un caméléon^"''^ et B, meristosporus d'un lézo.rd^"'’^ <,

(+) Il n'est pas fait mention des noms du genre et

d'espèce de l'animal dans le travail de l'auteur»

Sauf dans le travail do J„A„ HUTCHISON et fioAo NICLERSON (1970), il n'est jainais fait mention du nombre d'animaux testés, pas plus que du nombre de

colonies de Easidiobolus obtenueso Aucun de ces auteurs, sauf I„ LEVISOHN (1927), ne m.entionne davantage s'il a ou non trouvé Easidiobolus dans la nourriture d'un quelconque de ces Reptileso

Nos prélèvements de fientes ont été réalisés à 3 reprises, à au m.oins un mois d'intervalle chez les Reptiles suivants :

compose d ' insec tes

Chamoleo dilepis (LEACIî) caméléon à 2 lobes

Cordylus niger cordylus noir

Egernia v/hitii (LACEPEDE) scinque de White (E) Lacerta lepida DAUDIN lézard ocellé

Lacerta viridis (LAURENTI) lézard vert

Tarentola sp« gecko des m-aisons

Tnrcntola mauritanica (L) gecko du désert Tiliqua gigas (SCHNEIDER) scinque papou (F) Chamoleo .iaekseni (BOULENGER) caméléon de Jackson

(souris et/ou cobayes)

Agkistrodon bilineatus GUNTHER serpent mocassin mexicain Aspiditis molanocephalus EREEET pj^thon à tête noire

Atheris chloroochis (SCHEEGEL) vipère arboricole d'Afr»

Eitis gabonica (DUr'*ERIL et BIBRON) vipère du Gabon

Boiga dendropliila (BOIE) boa arboricole noir et j aune =

(+) Certains animaux reçoivent également des fruits ou de

la viande ha.chée ou des poissons « Nous avons fait suivre

leur nom commun do (E) ou (V) ou (P)„