- - -
- - -
Dépôt Institutionnel de l’Université libre de Bruxelles / Université libre de Bruxelles Institutional Repository
Thèse de doctorat/ PhD Thesis Citation APA:
Bouazza, S. M. (2000). Modulation chimique des herbicides inhibiteurs de la photosynthèse, étude physiologique et biochimique et contribution à l'étude de la résistance aux herbicides (Unpublished doctoral dissertation). Université libre de Bruxelles, Faculté des sciences, Bruxelles.
Disponible à / Available at permalink : https://dipot.ulb.ac.be/dspace/bitstream/2013/211755/1/45ab88f2-5881-40cd-925c-92ca84300a8a.txt
(English version below)
Cette thèse de doctorat a été numérisée par l’Université libre de Bruxelles. L’auteur qui s’opposerait à sa mise en ligne dans DI-fusion est invité à prendre contact avec l’Université (di-fusion@ulb.be).
Dans le cas où une version électronique native de la thèse existe, l’Université ne peut garantir que la présente version numérisée soit identique à la version électronique native, ni qu’elle soit la version officielle définitive de la thèse.
DI-fusion, le Dépôt Institutionnel de l’Université libre de Bruxelles, recueille la production scientifique de l’Université, mise à disposition en libre accès autant que possible. Les œuvres accessibles dans DI-fusion sont protégées par la législation belge relative aux droits d'auteur et aux droits voisins. Toute personne peut, sans avoir à demander l’autorisation de l’auteur ou de l’ayant-droit, à des fins d’usage privé ou à des fins d’illustration de l’enseignement ou de recherche scientifique, dans la mesure justifiée par le but non lucratif poursuivi, lire, télécharger ou reproduire sur papier ou sur tout autre support, les articles ou des fragments d’autres œuvres, disponibles dans DI-fusion, pour autant que :
Le nom des auteurs, le titre et la référence bibliographique complète soient cités;
L’identifiant unique attribué aux métadonnées dans DI-fusion (permalink) soit indiqué;
Le contenu ne soit pas modifié.
L’œuvre ne peut être stockée dans une autre base de données dans le but d’y donner accès ; l’identifiant unique (permalink) indiqué ci-dessus doit toujours être utilisé pour donner accès à l’œuvre. Toute autre utilisation non mentionnée ci-dessus nécessite l’autorisation de l’auteur de l’œuvre ou de l’ayant droit.
--- English Version ---
This Ph.D. thesis has been digitized by Université libre de Bruxelles. The author who would disagree on its online availability in DI-fusion is invited to contact the University (di-fusion@ulb.be).
If a native electronic version of the thesis exists, the University can guarantee neither that the present digitized version is identical to the native electronic version, nor that it is the definitive official version of the thesis.
DI-fusion is the Institutional Repository of Université libre de Bruxelles; it collects the research output of the University, available on open access as much as possible. The works included in DI-fusion are protected by the Belgian legislation relating to authors’ rights and neighbouring rights.
Any user may, without prior permission from the authors or copyright owners, for private usage or for educational or scientific research purposes, to the extent justified by the non-profit activity, read, download or reproduce on paper or on any other media, the articles or fragments of other works, available in DI-fusion, provided:
The authors, title and full bibliographic details are credited in any copy;
The unique identifier (permalink) for the original metadata page in DI-fusion is indicated;
The content is not changed in any way.
It is not permitted to store the work in another database in order to provide access to it; the unique identifier (permalink) indicated above must always be used to provide access to the work. Any other use not mentioned above requires the authors’ or copyright owners’ permission.
D 0ES1S
U niversité L ibre de B ruxelles
FACULTE DES SCIENCES
Departement DE Biologie Vegetale
LABORA TOIRE DE PHYSIOLOGIE ET
D'AGROTECHNOLOGIES VEGETALES
Departement DE chimie
LABORA TOIRE DE CHIMIE ORGANIQUE
UNITE D'Agrochimie Organiqvbetde Synthèse Organique Appuquee
Modulationchimiquedesherbicidesinhibiteursdelaphotosynthèse, ETUDE PHYSIOLOGIQUE ET BIOCHIMIQUE
ET CONTRIBUTION A L'ETUDE DE LA RESISTANCE AUX HERBICIDES
Thèse présentée en vue de
l'obtention du grade académique de Docteur en Sciences Biologiques
par :
Sbai Moulay Bouazza.
PROMOTEUR : Jean Paul Delhaye COPROMOTEUR : Hubert P. Figeys
REMERCIEMENTS
.Au' term& (/& ce^ trauail,^Je^ tien& à/ remercier^ cÂa/eureusement', /c' Jifro/e^eu/^ ^/y// m/ O' aca/ei/û^ (/a/i&^ so///
/a/H>rat<Hr€^ el/ cô' aihoir^ mis m mo/ (/û^msitim^/ /es ^roe/uits ei> /&
mxitériel nécessaires w/m réa/isatiom c/e^ cette^ tÂèse^.
remercie' é^/emené mon' J!>ramatear /e^ /tro^èssear^ ^^cui/
^aa/ Q)e//ia^/mon son' soutien// e/> /es/ consei/s' ^ ' i/ m/ co accore^
c/^mis sa/ noniination/ à/ /o/ tête/ c/m /a/mratoire/ p/t^sio/a^Ue/ et>
(l'ae/aotecAno/a^Ues ué^éta/es.
<Jans auA/ier /e/pro^ssean Ç/.o/erù^anno^ ^uiê nv'O/ accep^té cAms/ son/ service/ pencAmù sorv eccercice' c/e/ cA^ /oAoratoire/ c/e/
pAi^siey/o^ie/vé^éta/&.
//ri/ ju^ie/ merci à/ Æurie//e' &/Petters' pour^ ses consei/s/, son/ assistance/ et so/^^rcuic/e/ c/ispHmiAi/ité.
^/fAerci à/ tous/ mes amis et co/A^ues c/u/ /aAoratoire/ c/e cAimie v/yumiçue/ et cAr /aAoratoire/ c/c/ AfAr^sioA^^ie/ et c/' ei^rotecAnoAr^ies vé^iéta/es/pour /eanprésence/ à/ mes/ cotés/ etpoun /' amAiance/ <^' i/s^
ont créée/pour renc/re ct^méa/y/e/ toutes/ ces/ années/ c/e/ traoai/.
//ne juxiru/e/ reconnaissance à/ toute ma/^^aniA/e/, Jtyère/, mère/,
^^ères et sœurs/pour Aurpmtience et /car soutient mora/' et matérie/, ainsi' çm'à/mon/ cousin/ ŒenacAir et so/petite^Jami^.
Sn/^rv une/ pécia/e reamuiaissance et urt/^^manc/ merci œ ma
^^ranc/e et^c/èA/ cirriie ffAûzAme/çui nv'ci/souteriu/ et s/r^tiorté tout au /oi^ cA/ ces/ années/.
RESUME
L'agriculture moderne ne peut exister sans l'utilisation des herbicides pour un contrôle efficace des mauvaises herbes. Les herbicides améliorent le rendement et la qualité des cultures.
Les herbicides inhibiteurs de la photosynthèse constituent une famille de choix dans la lutte contre les mauvaises herbes. Mais futilisation répétée et inconsidérée de certains herbicides, en particulier les herbicides de la famille des S-triazines, a fait apparaître des espèces résistantes au sein des mauvaises herbes traitées, ce qui constitue un énorme problème pour l'agriculture.
Pour résoudre ces problèmes, nous nous sommes proposés de synthétiser d’autres molécules herbicides, par substitution de molécules déjà connues et commercialisées.
L'atrazine, la bentazone et le pyridate sont les herbicides choisis pour ces études.
Dans cette thèse, nous avons pu mettre au point une méthode d'isolation des chloroplastes de maïs. Vu l'importance du maïs en tant que plante de grande culture, nous ne pouvons nous contenter, in vitro, des testes réalisés sur chloroplastes d'orge ou d'épinards (plante C3), chloroplastes facilement isolés et une méthode d'isolation des chloroplastes de maïs, qui est une plante en C4 s'impose pour pouvoir corréler les résultats in vivo avec les résultats in vitro sur une même espèce végétale.
Le protocole mis au point, même s'il nous donne des extraits chloroplastiques avec un faible pourcentage en chloroplastes intacts (chloroplastes ayant gardé leur enveloppe externe), il nous a donné des thylakoïdes avec une activité photosynthétique assez élevée ce qui est le but espéré.
Une série de 5 molécules de la famille des S-triazines avec deux nouvelles molécules, la méthoxyzine et l’hydroxyzine ont été synthétisées et testées sur des chloroplastes isolés à partir d'orge de maïs ou de mauvaises herbes. Les résultats obtenus in vitro (piso) ont montré que ces nouvelles molécules ont à peu prés la même activité que l’atrazine, ils sont donc des nouveaux herbicides qui peuvent être utilisé dans la lutte contre les mauvaises herbes par alternance avec l’atrazine. Mais elles ne permettent pas, pour autant de résoudre le problème de la résistance vu que ces molécules présentent une résistance croisée positive (facteur de résistance R/S nettement supérieur à 1).
La bentazone, herbicide de postémergence inhibiteur de la photosynthèse, a été synthétisée avec succès dans notre laboratoire ainsi qu'une séries de 7 dérivés: KADl (A à H dont KADID qui est la bentazone). Les analyses in vitro des différentes molécules KADl, par
détermination de leur piso, ont donné des résultats similaires: des valeurs des piso plus ou moins identiques. Ce qui montre que les substitutions réalisées au niveau de la bentazone n'ont pas changé l'activité de cette molécule qui reste la même, d'autant plus que ces molécules ne présentent pas une métabolisation parfaite pouvant contribuer avantageusement à leur caractère sélectif.
Quant au pyridate, qui lui aussi est un herbicide inhibiteur de la photosynthèse, deux grandes séries de dérivés ont été synthétisées dans notre laboratoire. Parmi ces deux séries. Le substituant Bzth (benzothiophène) et le substituant th (thiophène) se sont avérés nettement plus actifs que la molécule de référence à savoir le pyridate sous sa forme active hydroxylée (le pyridatol). Sur toutes les plantes testées: orge, maïs et mauvaises herbes, le Bzth et le th ont montré une activité herbicide très intéressante dépassant de loin celle du pyridatol.
Certaines mauvaises herbes résistantes à un herbicide deviennent excessivement sensibles à d’autres, il s'agit d'une résistance croisée négative (RCN), phénomène observé entre l’atrazine et la bentazone d'une part et entre l’atrazine et le pyridate d’autre part. Dans notre laboratoire nous avons pu mettre en évidence et confirmé ce phénomène de RCN chez Solarmm nigrum et chez Setaria italica. Les mauvaises herbes testées résistantes à l'atrazine s'avèrent plus sensibles à la bentazone et au pyridatol avec un facteur de résistance R/S inférieur à 1.
D'autre part, les testes réalisés sur les différentes séries de molécules dérivées synthétisées ont donné des résultats similaires que les molécules mères, suivants plus ou moins le même ordre d'activité. Les deux molécules, les plus importantes de la famille des pyridates, le Bzth et le th, et plus particulièrement le Bzth, ont aussi répondu avec succès au phénomène de résistance croisée négative.
Nous avons réalisé une étude de la métabolisation de la bentazone par le maïs, un seul métabolite a été mis en évidence comme étant le métabolite final de la bentazone chez le maïs, la bentazone-6-O-p-glucose. Ce résultat nous montre que la métabolisation est la base de la sélectivité de la bentazone chez le maïs.
Des études biochimiques nous ont montré l'intervention des systèmes enzymatiques antioxydants (SOD, catalases) dans la lutte contre les effets phytotoxiques des herbicides inhibiteurs de la photosynthèse, un lien entre l'activité de ces enzymes et la métabolisation des herbicides (la bentazone dans notre cas) par la plante d'une part et la sensibilité-résistance et résistance croisée négative d'autre part a été établi.
En fin, une comparaison des performances physiologiques et morphologiques entre les plantes adventices sensibles et les plantes adventices résistantes à l'atrazine a été réalisée.
Nous avons trouvé que la mutation ponctuelle convertissant la serine 264 par une glycine au niveau du site de fixation de la quinone Qb n'aboutis pas seulement à la résistance des mauvaises herbes, mais conduit à une différence d'organisation génétique, structurale et fonctionnelle particulière entre les plantes adventices sensibles et résistants.
ABREVIATIONS
2,4-D : ABS : ACCase : ADP : Ala : ALS : APX:
ATP : But:
RztH '
2,4-Dichlorophenoxyacetic Acid Absorption
Acetyl CoenzymeA Carboxylase Adénosine diphosphate
Alanine
Acétolactate synthétase Ascorbate péroxydase Adénosine triphosphate Butyle
Dérivé benzothioféne du pyridate Chlorophylle exitée
Chl.*;
Chl.: Chlorophylle
Cys : Cystéine
ddp: différence de potentiel DHAP: Dihydroxyacetonephosphate EOA: Espèce d'Oxygène Active EP-CAT: Enhanced peroxydative catalase ET : Transfert d'électrons
Et: Ethyle
Fd : Ferrédoxine
Glu : Glutamate
Gly. : Glycine
Hepes : A-2-hydroxyethyl-piperazine-A'-2-ethanesulphonic acid.
HPLC : High Performance Liquid Chromatography
iPr: Isopropyle
IR : Infra rouge
LHCP: Light Harvesting Complex Pigment
Me: Méthyle
MV : Méthyle Viologène
NADP (H) : Nicotinamide adénine dinucléotide phosphate (réduit) NBT : Nitro Bleu Tétrazolium
OEC: Oxygen Evolving Complex
PEP: Phosphoénolpyruvate PGA: Acide 3-phosphoglycérique Phe. : Phenylalanine
Phéo : Phéophytine
Pr; Propyle
PS ; Photosystème
QSAR: Quantitative Structure-Activity Relationshhip RC : Centre réactionnel
RCN : Résistance croisée négative Rf: Ratio to Front
Rubisco : Ribulose-l,5-biphosphate carboxylase/oxygènase Ser. : Serine
Sét it : Sétaria italica
SOD : Superoxyde dismutase Sol nig : Solanum nigrum
T-CAT: Typical peroxydative catalase TEMED ; Tetramethylethylen-diamine Th : Dérivé thiofène du pyridate TEC ; Tin Layer Chromatography TR; Trapping (= Piégeage) Try. ; Tryptophane
Tyr. : Tyrosine
UV: Ultra violet
TABLE DES MATIERES
REMERCIEMENTS... i
RESUME...ii
ABREVIATIONS... v
TABLE DES MATIERES...viii
CHAPITRE 1: INTRODUCTION... 1
I. Laphotosynthèse...1
A. Définition...I B. Bref historique...1
C. Principes de transformation de l’énergie photosynthétique...3
D. L'appareil photosynthétique...5
1 ) ■ Le chloroplaste - structure et fonctions... 5
2) Systèmes d'antennes et pigments photosynthétiques... 8
E. Photochimie primaire — photosystèmes et centres réactionnels...12
1 ) Le photosystème H, structure et fonctions...12
2) Le photosystème 1... 14
3) La fluorescence chlorophyllieime...16
F. La fluorescence chlorophyllienne, indicateur de l'inhibition du transfert d'électrons....16
G. Assimilation de CO2 et synthèse des carbohydrates...18
H. La photophosphorylation cyclique...20
IL Les HERBICIDES...21
A. Introduction...21
B. Nomenclature...23
C. Classification des herbicides...23
1 ) Les Herbicides utilisés en traitement du sol (ou herbicides de préémergence)... 24
(a) Les herbicides antimitotiques... 24
(b) Les inhibiteurs de la biosynthèse des pigments...24
(c) Les inhibiteurs de la photosynthèse...25
2) Les herbicides à application combinée, pré et post-émergence...25
(a) Les hormones de type auxinique... 25
(b) Les inhibiteurs de l'acétolactate synthétase (ALS)... 25
3) Les Herbicides à application foliaire... 26
(a) Les inhibiteurs de la biosynthèse des lipides... 26
(b) Les inhibiteurs de la synthèse des membranes cellulaires... 26
(c) Autres inhibiteurs de la photosynthèse... 26
III. Lesherbicidesinhibitelirsdelaphotosynthèse... 27
A. Rappel:...27
B. Quelques exemples d'herbicides inhibiteurs de la photosynthèse...28
C. Comment se fait l'inhibition de la photosynthèse ?...29
IV. Effetsphytotoxiquesdesinhibiteursdelaphotosynthèse... 31
A. Introduction... 31
B. Toxicité de l'oxygène...32
C. D'autres espèces d'oxygènes activées...33
1 ) L’oxygène singulet *02...33
2) Le peroxyde d’hydrogène H2O2...33
3) Le radical hydroxyle OH ... 34
D. Les effets phytotoxiques des formes actives d'oxygènes....34
1 ) Péroxydation des lipides... 34
2) Oxydation des proteines... 35
3) Altération de l'ADN... 35
E. Les Mécanismes de défense...35
1 ) Les superoxydes dismutases... 36
2) Les catalases... 36
V. LA MÈTABOLISATION DES HERBICIDES... 38
A. Introduction...38
B. Phase 1: Conversion...39
1 ) Hydrolyse... 39
(a) Hydrolyse des liaisons amides... 39
(b) Hydrolyse des liaisons esters... 40
2) Oxydation, oxygénation et hydroxylation... 40
3) Réduction...41
C. Phase 2: Conjugaison...42
1 ) Conjugaison avec le glutathion... 42
2) Conjugaison avec un sucre... 42
3) Conjugaison avec des acides aminés...43
D. Phases : Formation et stockage du conjugué final...43
VI. Larésistancedesmauvaisesherbesauxherbicides... 44
A. Introduction...44
B. Origines des résistances...46
C. Les bases de la résistance des mauvaises herbes...47
1 ) L'altération du site d'action de l'herbicide... 47
2) Métabohsme de l’herbicide... 47
3) Compartimentation de l’herbicide... 47
VII. Comparaisondesperformancesphotosynthétiquesentrelesbiotypessensiblesetles BIOTYPES résistants...48
CHAPITRE 2: MATÉRIEL ET MÉTHODES... 49
I. Matérielvégétal;... 49
A. Culture d'orge...49
B. Culture de maïs...49
C. Culture des plantes adventices....50
II. Lesmoléculesherbicides... 51
III. Extractiondeschloroplastesd’orge... 55
A. Protocole d'extraction...55
B. Dosage des chlorophylles... 55
IV. ExtractiondeschloroplastesdemaIs... 56
A. Mise au point d'un protocole d'extraction des chloroplastes de maïs...56
B. Dosage des chlorophylles...56
V. Extractiondeschloroplastesdesplantesadventices... 57
A. Préparation de la matière fraîche...57
B. Protocole d'extraction...57
C. Dosage des chlorophylles...58
VI. DéterminationdespIsodesdifférentsherbicides (électrodede Clark)... 59
A. Principe...59
B. Procédure...50
VII. Mesuredelafluorescencechlorophyllienne (PEA, Plant EFnciENCY Analyser)... 61
VIII. Comparaisondesperformancesphotosynthétiquesentrelesbiotypessensiblesetles BIOTYPES RÉSISTANTS...63
IX. Extractionetdéterminationdesmétabolitesdelabentazonechezlemais... 71
A. Matériel végétal... 77
B. Protocole d’extraction des métabolites de la bentazone des feuilles de maïs...71
C. Identification et caractérisation des métabolites de la bentazone chez le maïs (HPLC, TLC)...72
1 ) Conditions expérimentales pour HPLC... 72
(a) Appareillage:... 72
(b) Conditions de chromatographie :... 72
2) Analyse par TLC (Chromatographie sur couche mince)... 72
D. Hydrolyse des métabolites glycosylés à la /3-glucosidase...73
1 ) Protocole... 73
2) HPLC... 73
3) TLC... 73
X. Extractionetdosagedesenzymesantiox’ydantsvégétales...74
A. Les superoxydes dismutases (SÜD) végétales...74
1 ) Préparatifs... 74
2) Protocole... 75
(a) Extrait brut de protéines solubles... 75
(b) Révélation de l'activité des supéroxydes dismutases... 75
(c) Dosage de l’activité des SOD...76
B. les catalases végétales...76
1 ) Extraction...76
2) Révélation des bandes... 76
3) Dosage...76
OBJECTIFS DU TRAVAIL...78
RÉSULTATS ET DISCUSSIONS... 79
I. EFFET DES SUBSTITUTIONS CHEZ CERTAINS HERBICIDES INHIBITEURS DE LA PHOTOSYNTHÈSE: ... 79
A. L'Atrazine et dérivés:...79
1 ) Activité des S-triazines sur chloroplastes d'orge :...80
(a) Activité photosynthétique des chloroplastes:... 80
(b) Dosage des chlorophylles :...80
(c) PI50 et I50 des différentes molécules:... 80
2) Activité S-triazinique sur chloroplastes de maïs:...81
(a) Activité photosynthétique des chloroplastes:... 81
(b) Dosage des chlorophylles :...81
(c) PI50 et I50 des différentes molécules:... 82
B. La Bentazone et dérivés:...84
1 ) Comparaison des piso et I50 chez l'orge et le maïs...84
2) Représentations graphiques... 85
3) Comparaison entre les énanthioméres R+, S- et le racémique:...87
(a) Comparaison chez l'orge:... 87
(b) Comparaison chez le maïs:...87
C. Le Pyridate et dérivés:...88
1 ) Activité sur orge:...88
2) Activité sur maïs:...90
3) Comparaison entre le pyridate et le pyridatol (OH):... 92
(a) Test in vitro sur thylakoïdes d'orge:...92
(b) Test in vivo sur feuilles et sur plantule d'orge:...92
4) Test de métabolisation pour les dérivés Bzth et th:...93
II. EtudedelamétabolisationdelabentazoneparlemaIs... 95
A. Introduction...95
B. Tests physiologiques...96
1 ) Etude in vitro... 96
2) Etude in vivo... 96
(a) Action sur une plante adventice sensible (Amaranthus retroflexus):... 96
(b) Action sur une plante tolérante, le maïs... 97
A. Extraction et identification des métabolites de la bentazone...101
1) Chromatographie de la bentazone par HPLC:... 101
2) Chromatographie des extraits par HPLC :... 101
3) Caractérisation du métabolite par TLC:...103
(a) Représentation de la plaque de süice:... 103
(b) Chromatographie HPLC du spot métabolite de l'extrait 48h:... 104
(c) Chromatographie HPLC du spot métabolite après 2'”' TLC:... 104
(d) Chromatographie HPLC du spot métabolite après traitement à la P-glycosidase:... 105
B. Test de métabolisation des dérivés KADIX...107
III. Systèmesdedefenseantioxydants... 108
A. Cas de la métabolisation de la bentazone par le maïs:...108
1) Cas des supéroxydes dismutases (SOD):... 109
(a) Caractérisation des bandes par électrophorèse sur gel d'acrylamide:... 109
(b) Dosage des SOD:... 109
2) Cas des catalases:... 110
(a) Caractérisation des bandes par électrophorèse sur gel d'acrylamide:... 110
(b) Dosage des catalases:... 111
B. Systèmes antioxydants dans le cas de la résistance et de la résistance croisée négative (RCN)...112
1) ' Cas des SOD;'... 112
(a) Electrophorèse sur gel d'acrylamide:... 112
(b) Dosage des SOD:... 112
2) Cas des catalases:... 114
(a) Electrophorèse sur gel d'acrylamide:... 114
(b) Dosage de l'activité des catalase:...115
IV. Etudedelarésistanceetdesrésistancescroisées... 116
A. Les S-triazines et la résistance croisée positive :...116
1) Test sur Solanum nigrum... 116
2) Test sur Setaria italica... 117
B. les Pyridates et la résistance croisée négative...119
1) Cas des pyridates sur solanum nigrum:... 119
2) Cas des pyridates sur Setaria italica:... 123
V. COMPARAISON DES PERFORMANCES PHOTOSYNTHÉTIQUES DES S ET R...125
A. Représentations des paramétres du JlPtest...125
1) représentation graphique « spider-plot »...125
(a) Comparaison chez Solanum nigrum...126
Comparaison chez Setaria itahca... 128
2) Modèle énergétique « pipeline »...129
(a) Comparaison chez Solanum nigrum...130
(b) Comparaison chez Setaria itahca... 131
3) l'indice de performance photochimique...131
Comparaison chez Solanum nigrum...133
Comparaison chez Setaria itahca... 133
CONCLUSIONS... 135
PERSPECTIVES... 137
RÉFÉRENCES...138
CHAPITRE 1: INTRODUCTION
I. LA PHOTOSYNTHESE A. DEFINITION
La photosynthèse est le processus physico-chimique permettant au^ plantes, aux algues et aux bactéries photosynthétiques la conversion de l'énergie lumineuse en énergie chimique utilisable pour la synthèse de molécules organiques: sucres, acides aminés, acides gras, acides nucléiques etc.
B. BREF HISTORIQUE
La photosynthèse a été découverte il y a deux siècles environ grâce aux travaux effectués par quatre biochimistes, l'Anglais Joseph Priestley (1772), le Hollandais Johannes Ingen-Housz (1779), les Suisses Jean Senebier (1782) et Nicolas Théodore de Saussure (1804), ainsi que le grand chimiste Français Antoine Laurent De Lavoisier (1777), qui montrèrent que cinq types "d'objets" sont impliqués dans la photosynthèse; la partie verte de la plante, la lumière, le gaz carbonique, l'eau et l'oxygène. Et c'est en particulier une expérience spectaculaire réalisée par Priestley qui prouvait qu'à la lumière une plante peut
"restaurer" de l'air vicié, c'est-à-dire de l'air chargé de CO2 et appauvri en oxygène par la combustion d'une bougie sous une cloche, permettant la survie d'une sourie.
Mais, jusqu'au début de ce siècle, les chercheurs avait encore une vision assez simpliste du processus de la photosynthèse: un "complexe" formé de chlorophylle, de gaz carbonique et d'eau était excité par la lumière, se réarrangeait et se dissociait en produisant de l'oxygène, et ce n'est qu'au cours des années vingt et trente que furent clarifiés certains points fondamentaux: le biophysicien français René Wurmser émit l'hypothèse que la photosynthèse fait intervenir un transfert d'électrons entre deux molécules, et qu'il s'agit d'un processus d'oxydoréduction, il expliqua aussi le phénomène de photolyse de l'eau et d'assimilation du gaz carbonique. En 1937, le chercheur britannique Robert Hill prouva, expérimentalement, que l'oxydation de l'eau et la réduction de CO2 se déroulent indépendamment dans le temps et dans l'espace cellulaire. L'oxygéne moléculaire dégagé proviendrait, lui, de la dissociation de l'eau (Hill et al., 1940, Ruben et al, 1941).
Les différentes étapes de la conversion biochimique de CO2 en carbohydrates ont été élucidées par Melvin Calvin, Andrew Benson et James Bassham vers la fin des années 40 et 50 (Calvin, 1989).
En 1954, Daniel Arnon et ses collaborateurs découvrirent la production de l'ATP par la photosynthèse. Peter Mitchell, en 1961 suggéra que les cellules photosynthétiques stockent l'énergie en créant un gradient de protons à travers la membrane (Mitchell, 1961) qui servira à la synthèse de l'ATP, source d'énergie pour la cellule.
Les structures et les fonctions des molécules impliquées dans le transfert d'électrons et en particulier celles des photosystèmes I et II et de leur centres réactionnels respectifs ont été découvertes grâce aux travaux de Deisenhofer, prix Nobel de chimie en 1988, sur la bactérie pourpre Rhodopseudomonas viridis (Deisenhofer et al., 1984, 1985; Deisenhofer et Michel,
1993).
L'élément clef de la conversion de l'énergie photosynthétique est le transfert d'électrons dans et entres des complexes protéiques et des molécules organiques simples tous liés à la membrane des thylakoides. Les réactions de transfert d'électrons sont très rapides (à l'échelle de la picoseconde) et hautement spécifiques. La plupart de nos cormaissances concernant les principes physiques qui contrôlent le transfert d'électron reviennent aux travaux de Rudolph A. Marcus (Marcus et Sutin, 1985) qui reçoivent le prix Nobel de chimie en 1992 pour leur contribution à la théorie des réactions de transfert d'électrons au niveau des systèmes chimiques.
C. PRINCIPES DE TRANSFORMA TION DE L ENERGIE PHOTOSYNTHETIQUE
La photosynthèse se déroule dans des organites cellulaires bien spécialisés nommés chloroplastes. Les chloroplastes contiennent toute la machinerie nécessaire au déroulement de ce processus, des pigments photosynthétiques, des protéines, des oxydo-réducteurs impliqués dans le transfert d'électrons, des enzymes et substrats nécessaires à l'assimilation de CO2, en particulier la Rubisco.
L'équation globale de la photosynthèse est:
CO2 + H2O ______ ►(CH20)n + O2
La photosynthèse débute par l'absorption de la lumière (photons) par des systèmes d'antennes collecteurs d'énergie (LHCP) composés de nombreuses chlorophylles. L'énergie absorbée est transférée dans le système pigmentaire jusqu'à la rencontre d'une paire de chlorophylle a spéciale (paire spéciale) appelé également centre réactionnel (RC). S'il y a piégeage de l'énergie par les centres réactionnels, cette énergie se transforme soit en énergie électrochimique utilisable par la chaîne de transfert d'électrons ou se dissipe sous forme de chaleur et/ou d'une rémission de lumière (la fluorescence chlorophyllienne).
La photosynthèse est traditionnellement divisée en deux étapes: 1) une "réaction claire", qui nécessite l'absorption de l'énergie lumineuse conduisant à une série de réactions de transfert d'électrons et de protons et aboutissant à la formation de l'oxygène (photolyse de l'eau), d'un pouvoir réducteur, le NADPH et d'une source d'énergie, l'ATP. 2) une "réaction sombre" qui nécessite de l'énergie, celle-ci est fournie par l'ATP et un pouvoir réducteur, le NADPH. La réaction sombre est connue aussi sous le nom de "Cycle de Calvin" ou PCR (Photosynthetic Carbon Réduction cycle), elle est nécessaire à la biosynthèse des carbohydrates à partir du gaz carbonique, réactions catalysées par la Rubisco.
Les réactions de transfert d'électrons font concentrer des protons à l'intérieur des thylakoides créant ainsi un champs électrique à travers la membrane photosynthétique, c'est cette énergie qui est utilisée par le complexe ATP-synthétase pour la synthèse d'ATP (Klotz,
1967) (Fig. 1).
Energie lumineuse
= photons
n
absorption
i_______
Système Energie d'excitation d'antennes --- ■---
Centre réactioimel
photochimie
JL
Séparation de charge
Transfert d'électrons Transfert de protons
/ \
Transporteurs Energie électrochimique Potentiel transmembranaire
d'électrons
Transfert d'électrons
\
Transfert de protons et de phosphate (Pi)
Fig. 1 : Transformation de l'énergie lumineuse au cours de la photosynthèse
D. L’APPAREIL PHOTOSYNTHETIQUE
1) Lechloroplaste - structureetfonctions
Le chloroplaste est l'organite cellulaire où s'effectuent tous les processus physico
chimiques de la photosynthèse. Les chloroplastes se trouvent dans des cellules spécialisées du mésophylle, et on compte à peu prés 50 chloroplastes par cellule (Staehlin, 1986).
Le chloroplaste est constitué de deux réseaux membranaires totalement indépendants, qui jouent chacun un rôle bien spécifique dans la photosynthèse:
> Un réseau membranaire externe, appelé encore enveloppe externe, constitué d'une double membrane unitaire, qui constitue une frontière et contrôle les échanges bidirectionnels entre deux compartiments cellulaires, le cytosol et une matrice amorphe interne appelée stroma (Hall and Rao, 1987).
> Un réseau membranaire interne, organisé en un ensemble de vésicules aplaties, les thylakoïdes granaires qui, par leur empilement donnent naissance aux grana. Les grana sont reliés entre eux par des ponts membranaires, les thylakoïdes stromatiques ou lamelles stromatiques, qui assurent la continuité spatiale de l'espace interne du système des thylakoïdes, le lumen (Fig. 2).
L'eau passe librement à travers ces membranes, aussi bien que d'autres petites molécules comme l'oxygène et le CO2.
s : stroma G ; grana
LS : lamelles stromatiques
Fig. 2 : Chloroplaste d'une plante supérieure
Chez les végétaux supérieurs, les constituants photosynthétiques sont organisés en groupes fonctionnels au sein de la bicouche lipidique des membranes thylakoïdiennes:
> Les complexes protéine-pigments ou complexes collecteurs d'énergie (LHCP) assurent l'absorption et la stabilisation de l'énergie lumineuse et son acheminement vers les autres composantes de la chaîne de transfert d'électrons. Ces complexes sont associés à deux autres groupes fonctionnels:
> Le photosystème II (PSII), système responsable de la photolyse de l'eau, il comprend les premiers accepteurs d'électrons, et le photosystème I (PSI). Chacun des deux photosystèmes a son propre centre réactionnel (RC), P680 pour le PSII et P700 pour le PSI.
Les autres groupes fonctionnels majeurs qu'on trouve au niveau de la membrane des thylakoïdes sont:
Un complexe cytochrome be/f, une plastoquinol-plastocyanine oxydoréductase, enzyme à quatre groupes prosthétiques, deux cytochromes be, une cytochrome f et un centre fer-souffe (Fe-S) (Cramer et al., 1996). C'est une protéine intégrée dans la membrane thylakoïdienne qui présente, du coté interne, un site de fixation pour les plastoquinols (site P) et un autre site de fixation pour la plastocyanine et du coté externe, elle présente un site à haute affinité pour les plastoquinones (site n) (Fuerst, 1991).
Le complexe ATPase (ou ATP synthétase) responsable de la synthèse de l'ATP avec ses deux sous-unités CFo et CFi (Velthuys, 1980) (Fig. 3).
On trouve aussi deux protéines transporteuses d'électrons associées temporairement à la membrane des thylakoïdes
La plastocyanine (Pc), située au niveau de l'espace intra-thylakoïdien (lumen) (Gross, 1993; Haehnel, 1982, 1984), elle assure le transfert d'électrons entre le complexe cytochrome hjïet le PSI.
La ferrédoxine (Fd) se trouvant coté stroma et assurant le transfert d'électrons entre le PSI et le NADP^, accepteur final d'électrons.
Erreur! Argument de commutateur inconnu.
Fig. 3 : Chaîne de transfert d'électrons (Jon Nield, 1997)
2) SYSTEMES D'ANTENNES ET PIGMENTS PHOTOSYNTHETIQUES
On distingue deux grands groupes de pigments photosynthétiques, les chlorophylles et les caroténoïdes.
> Les chlorophylles se subdivisent, chez les végétaux supérieurs, en 1 ) chlorophylles a (pigments majeurs ou primaires), elles participent directement aux processus photochimiques de la photosynthèse et 2) chlorophylles b (pigments accessoires ou secondaires) dont le rôle est d'augmenter la capacité d'absorption des quanta de lumière par les antennes. Le plus souvent, ces deux pigments coexistent dans un rapport 3:1 (chl.a/chl.b), rapport qui peut varier en fonction des conditions de croissance et des conditions environnementales (Fig. 4).
Erreur! Argument de commutateur inconnu.
Fig. 4 : Chlorophylle a et b
> Les caroténoïdes qui sont aussi des pigments accessoires au même titre que les chlorophylles b, mais qui peuvent jouer aussi un rôle important dans la protection contre les espèces d'oxygène activé. On distingue plusieurs espèces de caroténoïdes: les carotènes (a et P) libre d'oxygène, et les xanthophylles qui contiennent l'oxygène sous différentes formes, on y distingue les lutéines, les zeaxanthines, les violaxanthines et les anthéraxanthines (Fig. 5).
Les Caroténoïdes
a-Carotène
P-Carotène
Zeaxanthine
Luteine
Violaxanthine
Neoxanthine
Fig. 5 : Les caroténoïdes
Toutes ces molécules de pigments, chlorophylles et caroténoïdes, absorbent dans le visible (des longueurs d'onde X comprises entre 400 et 700 nm) (Fig. 6).
Longueurs d'onde en nm
Fig. 6 : Spectres d'absorption des pigments photosynthétiques et spectre d'action de la photosynthèse
Au cours de la photosynthèse, l'énergie lumineuse est collectée par 200 à 300 molécules de pigments liées aux complexes pigment-protéines collecteurs de lumière LHCP, localisés dans la membrane photosynthétique et qui servent d'antennes aux centres réactionnels.
L'absorption de l'énergie lumineuse, provoque la transition des molécules de chlorophylle d'un état électronique fondamental (So) à un état excité (second état singulet excité S2), ce dernier, étant instable, redescend par relaxation vibrationnelle et perte de chaleur vers un autre état excité (premier état singulet excité Si), cet état est suffisamment stable pour que son énergie soit utilisée pour le travail photochimique (Fig. 7).
La chlorophylle peut aussi passer de l'état SI à un état triplet Ti avec perte de chaleur.
Tl peut interagir avec l'oxygène pour donner l'oxygène singulet ou avec les caroténoïdes pour revenir à l'état fondamental ou encore revenir directement à l'état fondamental avec émission de chaleur (C) ou de phosphorescence (P).
2™* état singulet*
Etat fondamental
Fig. 7 : Etats d'excitation d'une molécule de chlorophylle
E. PHOTOCHIMIE PRIMAIRE - PHOTOSYSTEMES ET CENTRES REACTIONNELS
1) LePHOTOSYSTEME II, STRUCTURE ET FONCTIONS
La structure du photosystème II est largement inspirée de celle de la bactérie pourpre Rhodopseudomonas viridis grâce aux travaux réalisés sur des cristaux par diffraction des rayons X (Deisenhofer, 1985; Mathis, 1987; Michel, 1988; J. Barber, 1998; Oettmeier, 1999)).
Le complexe PSII et son système d'antennes sont constitués de plus de 22 sous-unités (Masojidek et al., 1987 ; Kawaguchi et al., 1992; Pakrasi and Vermaas, 1992), qui sont soit intégrées dans la membrane des thylakoïdes ou associées à la surface du lumen (Fig. 8).
L'énergie lumineuse est captée par les antennes externes (ou distales), formées par les complexes protéine-pigments Lhcb (de 1 à 6), Cette énergie est transférée au centre réactionnel du PSII (P680), photochimiquement actif Le PSII est formé de deux protéines principales, DI («32 kDa) et D2 («34 kDa), protéines étroitement liées à un ensemble de 3 autres protéines intrinsèques, 33 kD, 23 kD et 16 kD. DI et D2 portent respectivement les accepteurs primaires d'électrons Qb et Qa, les antennes proximales CP47 et CP43 participent aussi en favorisant le transfert d'énergie.
Les électrons extraits de l'eau vont passer du groupement à quatre atomes Mn (le complexe OEC) localisé dans le lumen et qui passe par une série de 5 états d'oxydation (de So
à S4), à la protéine Dl-Tyr 161 (YZ), au dimère de chlorophylle a oxydé (P680^), ensuite à la Phéophytine (pheo), puis à l'accepteur primaire Qa pour finir à la plastoquinone Qb, via un groupement à fer non-hémique (chemin marqué avec des flèches dans la figure 8).
Les protons et l'oxygène moléculaire produits pendant la photolyse de l'eau seront libérés dans le lumen. La plastoquinone (PQ) liée au site Qb accepte deux électrons venant de l'eau par la chaîne de transfert d'électrons et deux protons venant du stroma avant d'être libérée dans la membrane des thylakoïdes sous la forme PQH2 assurant le relai avec le photosystème I par l'intermédiaire de la cytochrome be/f (Kallas, 1994).
Fig. 8 : Schéma du photosystème II (Ben Hankamer et al., 1997)
O
Plastoquinone (PQ)
OH
Plastohydroquinone (plastoquinol) (PQH2)
Il est maintenant connu, chez les végétaux supérieurs, que deux types de centres réactionnels travaillent en série pour réaliser le transport non cyclique des électrons au cours de la photosynthèse (Haehnel, 1984 ; Cramer et al., 1991), le centre réactionnel II du photosystème II et le centre réactionnel I du photosystème I.
Ces deux centres réactionnels coopèrent pour un transfert d’électrons d’un réducteur faible, qui est l’eau (H2O) à un réducteur fort, la ferrédoxine (réduite), l’énergie requise pour
effectuer ce transfert est fournie par la lumière absorbée au niveau des complexes pigment- protéines (Ranger, 1992).
Le transfert d’électrons se fàit selon le schéma en Z de Hill, dans lequel un oxydant fort (P680^) et un réducteur fort (phéophytine') sont formés par une séparation de charges au niveau du photosystème II. L’oxydant P680^ va oxyder l’eau (H2O) libérant ainsi, dans le lumen, une molécule d’oxygène (O2) et 4 protons (HT), le réducteur (phéo'), lui, va réduire une partie de la chaîne de transfert d’électrons qui relie le CRII au CRI.
2) Le PHOTOSYSTEME I
Le photosystème I (PSI) est organisé en 3 complexes pigment-protéine, CPI de 100-130 kD, Cpa de 200 IcD et LHCP de 23-30 kD. Il est constitué d'environ 200 chl.a, 10 à 20 P- carotènes et des protéines de structure (Hankamer et al., 1997).
Au niveau du photosystème I, et grâce encore à l’énergie lumineuse captée par les complexes pigmentaires (formés essentiellement par des Chl.a), un oxydant faible, P700^, qui est un dimère de chlorophylle a et un réducteur fort, Ao', un monomère de chlorophylle a, vont être générés (Golbeck et al., 1991, 1994). Le P700^ servira à oxyder un transporteur d’électrons entre les deux photosystèmes, la plastocyanine (Pc), petite protéine à cuivre (cuproprotéine) soluble dans l'interface interne des thylakoïdes, alors que Ao' va réduire d’autres transporteurs d’électrons pour aboutir à la réduction de la ferrédoxine (Fd), petite protéine FeS (Chitnis et al., 1995 Golbeck et al., 1991), qui va former le pouvoir réducteur NADPH nécessaire à l'assimilation de CO2 par le cycle de Calvin-Benson (Fig. 9).
Erreur! Argument de commutateur inconnu.
Fig. 9 : Schéma et fonctions du photosystème I (Jon Nield, 1997)
3) La FLUORESCENCE CHLOROPHYLLIENNE
la chlorophylle a (Chl.a), comme le montre son spectre d'absorption (Fig. 6), absorbe des quanta de lumière dans le bleu et dans le rouge. Cette molécule passe par deux états excités correspondant, respectivement, l'un à l'énergie de la lumière bleue (2®™® état singulet, 272 Kj. Mol'*) et l'autre à celle de la lumière rouge (1“ état singulet, 171 Kj. Mol"') (Fig. 7).
Le 2®™® état singulet est plus énergétique que le l®'^ mais il est trop instable pour que son énergie puisse être utilisée dans le travail photochimique, il va donc passer vers un état moins énergétique qui est le 1®*^ état singulet, ce passage se fait par perte d'énergie sous forme de chaleur. Le 1®^ état singulet peut être atteint indirectement à partir du 2®"’® état singulet mais aussi directement par absorption de lumière rouge.
Le l®'^ état singulet est suffisamment stable pour que son énergie soit utilisée sous forme de travail photochimique c'est-à-dire pour la création de potentiel chimique et le transfert d'électrons, la molécule de chlorophylle retourne alors à son état fondamental. Ce passage à l'état fondamental peut également se faire si la molécule de chlorophylle transfère son énergie à une autre molécule de pigment voisine qui sera excitée à son tour, ou si l'énergie est réémise sous forme de lumière, et on parle de fluorescence chlorophyllienne. La lumière fluorescente émise par la chlorophylle est rouge car elle correspond à l'énergie d'excitation du 1®^ état singulet (Si) (Fig. 7).
Vu l'interdépendance de ces voies de désexcitation, il est possible de mettre en relation la photochimie et la fluorescence chlorophyllienne. Dés lors une mesure de la fluorescence
peut nous renseigner sur le déroulement et sur l'efficacité des réactions photochimiques primaires au niveau du PSII.
F. LA FL UORESCENCE CHLOROPHYLLIENNE, INDICA TEUR DE L'INHIBITION DU TRANSFERT D'ELECTRONS
La fluorescence chlorophyllienne joue un rôle très important dans l'élucidation de plusieurs aspects structuraux et fonctionnels de la membrane des thylakoïdes et en particulier les processus de la photosynthèse (Lavorel et al., 1977; Krause et al., 1984; Briantais et al.,
1986; Renger Cf a/., 1986).
Les techniques de mesure de fluorescence chlorophyllienne constituent des outils très efficaces pour l'analyse de systèmes photosynthétiques aussi petits que des centres réactionnels isolés, et aussi grands que des biotopes entiers tel une foret, un champs, un arbre ou une petite plantule.
Une brève illumination (Is) d'une feuille ou d'une partie d'une feuille, préalablement adaptée à l'obscurité pendant environ 15 min, provoque une augmentation polyphasique caractéristique d'une fluorescence chlorophyllienne. Cette fluorescence émise par la plante reflète des événements photochimiques primaires associés au PSII. La nomenclature de ces phases dépend des auteurs, la plus courante est une courbe à échelle de temps logarithmique 0-J-I-P (Neubauer et Schreiber, 1987; Strasser et al., 1995) où O correspond à un niveau minimum de fluorescence associé à une oxydation de tous les centres réactionnels du PSII, on parle de centres ouverts, l'inflexion J correspond à l'état rédox de l'accepteur primaire d'électrons QA (passage de QA à QA ), le niveau I est relié à une hétérogénéité au niveau du pool des plastoquinones et P est atteint quand tous les plastoquinones PQ sont réduites en plastohydroquinones.
Les herbicides inhibiteurs de la photosynthèse de type tiazinique se fixent sur le site de fixation de la quinone QB au niveau de la protéine Dl . La cinétique polyphasique d'induction
Herbicide
de la fluorescence OJIP se transforme en une augmentation monophasique O-J correspondant à un blocage de transfert d'électron au niveau des accepteurs primaires avec accumulation des quinones réduites QA' (Fig. 10).
Fig. 10 : Courbe OJIP (courbe d'induction de la photosynthèse)
G. ASSIMILA TION DE CO2 ET SYNTHESE DES CARBOHYDRA TES
La réduction de CO2 en carbohydrates chez les plantes supérieures se déroule au niveau du stroma, c'est le cycle de Calvin-Benson (Fig. 11). Le cycle de Calvin nécessite de l'énergie, celle-ci est fournie par l'ATP et le NADPH formés au cours de la photosynthèse.
L'acide 3-phosphoglycérique (PGA) est le produit initial majeur de la photosynthèse de la majorité des plantes (Edwards et Walker, 1983), ces plantes sont nommées plantes en C3. Chez ce type de plantes, le CO2 se fixe sur une molécule en C5 (ribulose-l,5-biphosphate ou RubP) et donne naissance à deux molécules à 3 carbones, le PGA. Cette fixation est catalysée par l'enzyme ribulose-l,5-biphosphate carboxylase-oxygénase (Rubisco) (Portis Jr., 1982;
Hennen, 1998).
Chez d'autres plantes, telles que le maïs et la canne à sucre, le CO2, sous forme de
HCO3, est incorporé initialement dans le phosphoénolpyruvate (PEP), molécule à 3 carbones, par l'action de la phosphoénolpyruvate-carboxylase donnant lieu à une molécule à 4 carbones, le malate ou l'aspartate. Ces plantes sont appelées plantes en C4, les acides à 4 carbones vont être transformés en molécules à 3 carbones ensuite en sucres à 6 carbones.
Un troisième type de métabolisme est le métabolisme CAM, qu'on trouve chez les plantes grasses (les crassulacées), plantes que l'on rencontre dans les régions désertiques. Ces plantes utilisent les mêmes réactions chimiques que les plantes en C4 pour fixer le CO2. Le CO2 se fixe sous forme d'acides organiques à 4 carbones qui s'accumulent dans les vacuole et qui, le jour, sont décarboxylés; le CO2 récupéré est incorporé dans le cycle de Calvin.
Le cycle de Calvin peut être subdivisé en 3 phase:
1) Une carboxylation; fixation de C02 et formation du PGA (acide 3-phosphoglycérique) 2) La réduction de PGA en G3P (glycéraldéhyde 3-phosphate)
3) La régénération du RubP (ribulose biphosphate), un sucre à 5 carbones.
ATP NADPH
Fructose Biphosphate
Fructose 6P
Glucose 6P
Glucose IP
Fig. 11 : Représentation schématique du cycle de Calvin (Lawlor, 1987)
H. LA PHOTOPHOSPHORYLA TION CYCLIQUE
Parfois la plante a tout ce dont elle a besoin en pouvoir réducteur (NADPH) pour la synthèse des carbohydrates, mais nécessite de l'ATP pour d'autres activités cellulaires, la ddp (différence de potentiel) nécessaire à la synthèse de cet ATP, est générée grâce à un mécanisme appelé photophosphorylation cyclique (Fig. 12) (site internet 5).
▲
Flux d'électrons
Fig. 12 : photophosphorylation cyclique
IL LES HERBICIDES A. INTRODUCTION
Les mauvaises herbes, ou plantes adventices, sont définies comme étant des plantes qui croissent là où elles ne sont pas désirées ni dans le temps ni dans l'espace. Elles constituent toujours un grave problème pour toute agriculture à cause d'une sérieuse limitation des productions. En effet, les mauvaises herbes rentrent en compétition avec les plantes cultivées pour des éléments essentiels à leur croissance: eau, éléments minéraux, lumière et espace, les empêchant d'atteindre leur potentiel maximum. Elles peuvent aussi abriter des insectes, des champignons ou des maladies. Les plantes adventices sont responsables d'une perte de 10 % dans les rendements économiques mondiaux des cultures, ce qui représente une sérieuse perte des réserves nutritionnelles mondiales. Par exemple, pour le maïs, une infestation mineure peut abaisser les rendements de 10 à 15 %, tandis qu'une infestation plus importante peut entraîner des pertes de 50 % ou plus.
Dans la plupart des régions du monde, les herbicides ont remplacé les méthodes primaires et traditionnelles de lutte contre les mauvaises herbes, méthodes qui absorbaient de 20 à 50 % du travail total de l'agriculteur en plus d'une perte énorme de temps.
Les premiers herbicides utilisés sont les sels de cuivre (nitrates de cuivre), l'acide sulfurique et ce dès 1896. Mais, c'est la découverte de l'herbicide DNOC (2,4-dinitro-o-crésol) (Robbins et al., 1952) qui nous a introduit dans l'ère moderne des produits chimiques organiques.
Vu leur intérêt économique croissant et leur efficacité, les herbicides se sont rapidement développés et plus d'un millier de produits commerciaux représentant plus de 400 types d'herbicides se trouvent actuellement dans le marché mondial (Fig. 13 et 14).
