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Dépôt Institutionnel de l’Université libre de Bruxelles / Université libre de Bruxelles Institutional Repository
Thèse de doctorat/ PhD Thesis Citation APA:
Ouedraogo, M. (2008). Développement d'un implant biodégradable à base de gentamicine et de monoléine destiné au traitement des ostéomyélites chroniques (Unpublished doctoral dissertation). Université libre de Bruxelles, Institut de pharmacie, Bruxelles.
Disponible à / Available at permalink : https://dipot.ulb.ac.be/dspace/bitstream/2013/210537/8/5b61681a-1fd1-4544-b33c-26ba9b8b0cbb.txt
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Université de Ouagadougou Université Libre de Bruxelles Unité de Formation et de Recherche
en Sciences de la Santé (UFR/SDS) jeme Spécialisé et Doctoral
- Pharmacologie Appliquée - Toxicologie Appliquée
Laboratoire de Pharmacologie et de Toxicologie
Institut de Pharmacie
Laboratoire de Chimie Bioanalytique, de Toxicologie, et de Chimie Physique
Appliquée
et
Laboratoire de Pharmacie Galénique et de Biopharmacie
DEVELOPPEMENT D’UN IMPLANT BIODEGRADABLE A BASE DE GENTAMICINE ET DE MONOLEINE DESTINE AU
TRAITEMENT DES OSTEOMYELITES CHRONIQUES
Par
OUEDRAOGO Moustapha Pharmacien
Promoteur : Prof. Jacques DUBOIS
Co-promoteur : Prof. Innocent Pierre GUIS S OU Prof. Karim AMIGHI
Thèse présentée en vue de l’obtention du Grade de Docteur en Sciences Biomédicales et Pharmaceutiques
Année académique 2007/2008
Université Libre de Bruxelles
Université de Ouagadougou
Unité de Formation et de Recherche en Sciences de la Santé (UFR/SDS) 3"^cÿcl7 Spécïalïséët Doctorâl”
- Pharmacologie Appliquée - Toxicologie Appliquée
Laboratoire de Pharmacologie et de Toxicologie
Université Libre de Bruxelles Institut de Pharmacie
Laboratoire de Chimie Bioanalytique, de Toxicologie, et de Chimie Physique
Appliquée
et
Laboratoire de Pharmacie Galénique et de Biopharmacie
DEVELOPPEMENT D’UN IMPLANT BIODEGRADABLE A BASE DE GENTAMICINE ET DE MONOLEINE DESTINE AU
TRAITEMENT DES OSTEOMYELITES CHRONIQUES
Par
OUEDRAOGO Moustapha Pharmacien
Promoteur : Prof. Jacques DUBOIS
Co-promoteur : Prof. Innocent Pierre GUISSOU Prof. Karim AMIGHI
Thèse présentée en vue de l’obtention du Grade de Docteur en Sciences Biomédicales et Pharmaceutiques
Année académique 2007/2008
Je dédie cette thèse à toute ma famille pour l’affection et le soutien qui ne m’ont jamais fait défaut.
Au terme de ce travail, je tiens à exprimer toute ma profonde gratitude à Monsieur le Professeur Innocent Pierre GUISSOU pour la confiance qu’il a placée en moi en acceptant non seulement de diriger mon programme de Doctorat, mais aussi de guider mes premiers pas dans l’enseignement et la recherche. C’est pourquoi, je me fais le devoir de lui rendre cette confiance et de lui porter tout le respect qu’il mérite. Sa grande expérience en recherche et en enseignement, sa rigueur scientifique, ses conseils et ses encouragements m’ont été et me seront profitables. Il est pour moi un Maître.
J’exprime aussi toute ma reconnaissance aux Professeurs Jacques DUBOIS, Karim AMIGHI, Viviane HENSCHEL de l’Université Libre de Bruxelles, Brigitte EVRARD de l’Université de Liège pour m’avoir accepté dans leur Laboratoire respectif et pour l’encadrement, les conseils dont j’ai pu bénéficier.
Mes remerciements aussi au Professeur Pierre DUEZ pour m’avoir permis de réaliser les analyses chimiques par Chromatographie en Phase Gazeuse dans son Laboratoire.
A notre Maître et Juge, le Professeur Amadou DIOUF (de l’Université Cheick Anta Diop), merci pour l’honneur que vous nous faites en acceptant de présider ce Jury. Vos grandes qualités scientifiques ont certainement prévalu quant à votre choix par nos maîtres pour juger ce travail. Veuillez trouver ici l’expression de notre grande estime.
Je remercie également les Professeurs Agrégés Rasmata OUEDRAOGO/ TRAORE (Laboratoire de Microbiologie/Université de Ouagadougou), Rasmané SEMDE (Laboratoire de Pharmacie Galénique et de Biopharmacie/ Université de Ouagadougou), Issa T. SOME (Laboratoire de Chimie Analytique/ Université de Ouagadougou) pour leur participation active à ce travail. Leurs conseils ne m’ont jamais fait défaut. Toute ma profonde gratitude.
Au Professeur Agrégé Julien Yilboudo (Orthopédie-Traumatologie), je lui exprime ma profonde gratitude pour avoir été l’un des initiateurs de l’étude, et pour ses précieux conseils
point.
Mes remerciements vont aussi aux Docteurs Innocent NACOULMA, Christophe S.
DA, Hamado KAFANDO, tous Chirurgiens au Centre Hospitalier Universitaire de Ouagadougou (CHU-YO), pour leur participation active aux essais cliniques de l’implant que nous avons mis au point. Ils ont facilité mes travaux dans le service de Chirurgie à travers le climat de confiance et de cordialité qu’ils ont su créer. Par la même occasion, je remercie tout le personnel du Service de Traumatologie/Orthopédie, du Département de la Pharmacie Hospitalière et des Laboratoires du CHU-YO, et tous les patients ayant spontanément accepté de participer aux essais cliniques.
Je dois aussi remercier les Professeurs Robert B. SOUDRE, Olga GOUMBRI et les Docteurs Mélanie SANOU, Norbert RAMDE du Laboratoire d’Anatomie et de cytologie pathologiques du CHU-YO pour leur participation à la réalisation des études de réaction à l’hôte de l’implant.
Je remercie tous les Doctorants et le personnel des Laboratoires de Pharmacie Galénique/Biopharmacie, et de Chimie Bioanalytique/ Toxicologie/ Chimie Physique Appliquée de l’Université Libre de Bruxelles (Jérôme, Gilles, Charlemagne, Thami, Jamila, Philippe DELEUZE, Touria, Nancy, Marie, ...et j’en oublie certainement) pour le climat de collaboration plein de cordialité qu’ils ont su créer dans les laboratoires. Mes remerciements vont aussi à Henri MOTTE, Caroline BRIQUET et Nicole KABORE pour leur participation au début de nos travaux.
Je remercie le Docteur Moussa OUEDRAOGO, Assistant en Pharmacologie (Université de Ouagadougou) pour les échanges dignes d’intérêt que j’ai toujours eus avec lui et aussi pour ses grandes qualités humaines.
Je remercie tous ceux, qui d’une manière ou d’autres, m’ont permis de réaliser ce travail.
Française de Belgique (CIUF), à l’APEFE, au CGRI pour leur appui financier à la réalisation de ce travail. Je m’en voudrai de ne pas citer quelques personnalités, qui à travers leurs institutions respectives, ont été à nos côtés pour la réalisation de nos travaux: Noëlle LEJEUNE, Emile Charlier, Francis DEPREZ, Anselme SAWADOGO, ...
Les travaux de thèse que nous présentons est une des retombées de la Coopération Nord-Sud entre d’une part l’Université Libre de Bruxelles, l’Université d’Etat de Liège, et d’autre part l’Université de Ouagadougou.
En effet, L’Université de Ouagadougou, le Centre National de Recherches Scientifiques et Technologiques (Burkina Faso) et l’Université Libre de Bruxelles (ULB) entretiennent des relations de Coopération depuis une vingtaine d’années.
Ces relations se sont concrétisées au niveau de la Pharmacie par:
la création et l’équipement au Burkina Faso, de l’Institut de Recherche sur les Substances Naturelles (IRSN);
la construction et l’équipement d’une Unité d’extraction de plantes médicinales au sein de l’IRSN;
la formation des Chercheurs par la recherche;
la construction et l’équipement à l’IRSN d’une unité de production pharmaceutique (U-PHARMA) destinée à la fabrication de formes pharmaceutiques sèches (comprimés, gélules...);
la formation à l’ULB de pharmaciens burkinabé et de docteurs en Sciences Pharmaceutiques;
un soutien à la formation de pharmaciens au Burkina Faso.
A travers les présents travaux, les différents acteurs de cette coopération pensent apporter leur contribution à la résolution d’un problème de santé publique ayant aussi un intérêt scientifique: le traitement des ostéomyélites chroniques.
Il s’est agi donc pour nous de mettre au point un implant biodégradable susceptible d’être utilisé efficacement dans le traitement des ostéomyélites chroniques. Pour atteindre cet objectif, il nous a fallu passer en revue presque toutes les étapes du développement d’un nouveau médicament. Ce qui nous a permis d’approfondir non seulement nos connaissances en Pharmacie Galénique, en Physico-chimie, en Chimie Analytique, en Microbiologie, en Essais cliniques mais aussi et surtout en Etudes toxicologiques in vitro et in vivo d’un médicament en phase de développement.
Les résultats auxquels nous sommes parvenus sont encourageants quant à une contribution à une meilleure prise en charge des ostéomyélites chroniques. L’implant mis au
pharmaceutiques stériles.
Ces travaux sont une preuve que Recherche Fondamentale et Recherche Appliquée peuvent être jumelées pour approfondir les connaissances théoriques et résoudre les problèmes de santé des populations.
REMERCIEMENTS...II AVANT-PROPOS... V SOMMAIRE...VII RESUME...XIV ABSTRACT... XVI LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS... XVIII LISTE DES TABLEAUX...XX LISTE DES FIGURES... XXII
INTRODUCTION GENERALE...I
PREMIERE PARTIE: DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES...5
I. L’OSTEOMYELITE... 6
1.1. Classificationdesostéomyélites... 6
1.2. PATHOGENESE BACTERIENNE...8
1.3. Le TERRAIN... 8
1.3.1. Infection osseuse et diabète...8
1.3.2. Ostéomyélite et polyarthrite rhumatoïde... 9
1.4. Aspects CLINIQUES... 9
1.4.1. L’ostéomyélite hématogène... 9
1.4.2. Les ostéomyélites par inoculation directe ou par contiguïté... 9
1.4.3. L’ostéomyélite chronique...10
1.5. Traitement... 10
1.5.1. Traitement médical...10
1.5.2. Traitement chirurgical...10
IL LES IMPLANTS... 10
II. 1. Lesimplantsnonbiodégradables...11
11.2. Lesimplantsbiodégradables... 11
III. REPONSE DE L’HOTE A UN IMPLANT... 12
III. 1. Réactioninflammatoireaiguë...12
111.2. Réactioninflammatoire CHRONIQUE...13
111.3. Réparation TISSULAIRE... 13
111.4. Réactiongranulomateuse...14
IV. LE SULFATE DE GENTAMICINE...14
IV. 1. PROPRIETES PHARMACOCINETIQUES... 15
IV.2. Mode D’ACTION... 16
IV.3. PRECAUTIONS... 16
IV.4. Toxicitédesaminosides...17
IV.4.1. Mécanisme d’action toxique au niveau rénal...17
V, LA MONOLEINE...19
V.l. PROPRIETES PHYSICO-CHIMIQUES... 19
V.2. Toxicité...20
V. 3. Les METABOLITES DE LA MONOLEINE...20
V. 3.I. Le glycérol...20
V. 3.2. L’acide oléique...21
VI. ETAPES DE DEVELOPPEMENT D’UN MEDICAMENT... 22
VI. 1. Les PRE-REQUIS A L’EXPERIMENTATION CLINIQUE... 22
VL 1.1. Dossier technique et analytique... 22
VL 1.2. Etudes pharmacologiques...23
VL 1.3. Etudes toxicologiques...23
VI. 2. L’EXPERIMENTATION CLINIQUE... 27
VI. 2.1. Phase 1....27
Vl.2.2. Phase 11...27
VI.2.3. Phase 111...28
VI.2.4. Etudes après AMM...28
VIL BONNES PRATIQUES DE FABRICATION DES MEDICAMENTS STERILES... 28
VIL 1. GENERALITES... 28
VII. 2. Surveillancemicrobiologiquedeszonesaatmosphèrecontrôlée... 30
VII.3. Produitsstérilisésdansleurrécipientfinal... 31
VII. 4. Préparationaseptique... 31
VIII, ESSAIS DE STERILITE ET DES ENDOTOXINES BACTERIENNES DE MEDICAMENTS STERILES...32
VIII. 1. Essais DE STERILITE...32
VIII.2. Essaisdesendotoxinesbactériennes...33
Vlll.2.1. Historique, nature et to.xicité des endotoxines...33
Vlll.2.2. Techniques de recherche et de quantification des endotoxines bactériennes...34
Vlll.2.3. Mise en œuvre d’un test LAL par la technique de gélification...34
DEUXIEME PARTIE : NOTRE ETUDE... 38
CADRE DE L’ETUDE... 39
OBJECTIFS... 40
CHAPITRE I: FABRICATION D’IMPLANTS BIODEGRADABLES DESTINES AU TRAITEMENT D’OSTEOMYELITES CHRONIQUES...41
INTRODUCTION... 42
I. MATERIEL ET METHODES... 42
1.1. DETERMINATION DE LA CONTAMINATION PARTICULAIRE DE L'AIR DES DIFFERENTS COMPARTIMENTS DE LA "Salleblanche"...44
1.2. CONTROLE DE LA BIOCONTAMINATION DE L’AIR DES DIFFERENTS COMPARTIMENTS DE LA "SALLE BLANCHE"...45
II. 1. DETERMINATION DE LA CONTAMINATION PARTICULAIRE ET DE LA BIOCONTAMINATION L'AIR DES
DIFFERENTS COMPARTIMENTS DE LA "SALLE BLANCHE"... 50
11.2. CONTROLE DE LA BIWONTAMINATION DES .SURFACES DE TRAVAIL...52
11.3. PREPARATION...53
CONCLUSION... 53
CHAPITRE II: CARACTERISATION PHYSICO-CHIMIQUE DES IMPLANTS ET CINETIQUE DE LIBERATION DE LA GENTAMICINE...54
INTRODUCTION...55
I. MATERIEL ET METHODES... 55
1.1. Caractérisationphysico-chimique... 55
1.1.1. Observation macroscopique...55
1.1.2. Microscopie sur platine chaujfante (Hot Stage Microscopy ou HSM)... 55
1.1.3. Colorimétrie différentielle à balayage (Differential Scanning Calorimetry ou DSC)... 55
/. 1.4. Diffraction des rayons X (DRX)...56
1.1.5. La thermogravimétrie (TGA)...56
1.1.6. Etude rhéologique... 57
1.1.7. Détermination de la teneur en eau... 57
1.1.8. Détermination de la teneur en éthanol résiduel...57
/. 1.9. Identification et dosage des acides gras libres...58
1.2. CINETIQUE DE LIBERATION DU SULFATE DE GENTAMICINE...60
1.3. Etudedestabilité... 62
IL RESULTATS ET DISCUSSIONS... 63
IL 1. Caractérisationphysico-chimique... 63
11.1.1. Observation macroscopique...63
11.1.2. Observation microscopique...64
11.1.3. Colorimétrie différentielle à balayage (Differential Scanning Calorimetry ou DSC)... 65
11.1.4. Diffraction des rayons X (DRX)... 67
11.1.5. La thermogravimétrie (TGA)...68
11.1.6. Etude rhéologique...71
11.1.7. Détermination de la teneur en eau...73
11.1.8. Détermination de la teneur en éthanol résiduel...74
11.1.9. Identification et dosage des acides gras libres... 75
11.2. CINETIQUE DE LIBERATION DU SULFATE DE GENTAMICINE...76
11.3. Etudedestabilité... 80
CONCLUSION... 82
CHAPITRE III: CONTROLE MICROBIOLOGIQUE DES MATIERES PREMIERES ET DU PRODUIT FINI... 83
INTRODUCTION... 84
I. MATERIEL ET METHODES... 84
1.1. Essaidestérilité...84
1.1.1. Choix des milieux de culture...84
1.1.2. Etude des propriétés nutritives des milieux de culture...85
1.1.5. Essais de stérilité du myristate d'isopropyle et de l'eau peptonée additionnée de polysorbate 80
(Tween80'^)à 1%...87
1.1.6. Essai de stérilité de l’eau utilisée pour la préparation de l’implant...88
1.1.7. Essai de stérilité de la monoléine...88
/. 1.8. Essai de stérilité du sulfate de gentamicine...88
1.1.9. Essai de stérilité de l’implant...89
1.2. Rechercheetdosagedesendotoxinesbactériennesinvitro...90
1.2.1. Vérification de la sensibilité déclarée du lysat...90
1.2.2. Détermination de la Concentration Limite en Endotoxines bactériennes (CLE) de l’implant, et de la Dilution Maximale Significative (DMS)...91
1.2.3. Extraction, recherche et dosage in vitro à proprement dits des endotoxines bactériennes dans les implants 91 IL RESULTATS ET DISCUSSIONS... 92
II. 1. Essais DE STERILITE...92
11. 1.1. Etude de la fertilité et de la stérilité des milieux de culture...92
11.1.2. Etude de la fertilité des milieux en présence des échantillons à tester.... 92
11.1.3. Essais de stérilité du myristate d’isopropyle et de l'eau peptonée additionnée de polysorbate 80 (Tween80^)à 1%...93
11. 1.4. Essais de stérilité des matières premières...93
11.1.5. Essai de stérilité de l’implant...93
11.2. Rechercheetdosagedesendotoxinesbactériennesinvitro...94
11.2.1. Vérification de la sensibilité déclarée du lysat...94
11.2.2. Détermination de la Concentration Limite en Endotoxines bactériennes (CLE) de l’implant, et de la Dilution Maximale Significative (DMS)...94
11.2.3. Recherche et dosage in vitro à proprement dits des endotoxines bactériennes dans les implants 95 CONCLUSION...96
CHAPITRE IV : ETUDES TOXICOLOGIQUES IN VITRO...97
INTRODUCTION... 98
I. MATERIEL ET METHODES...98
1.1. Testd’hemolyseinvitro... 98
1.2. Testdecytotoxicitéinvitro... 99
1.3. Testdegenotoxiciteinvitro... 100
1.4. Analyse STATISTIQUE... 102
IL RESULTATS ET DISCUSSIONS... 103
11.1. Test D’HEMOLYSE wv/r/fo...103
11.2. Testdecytotoxicitéinvitro...104
11.3. Testdegenotoxiciteinvitro...106
CONCLUSION...109
CHAPITRE V: ETUDES TOXICOLOGIQUES PRECLINIQUES CHEZ L’ANIMAL... 110
INTRODUCTION...111
I. MATERIEL ET METHODES...111
I.l. Animaux D’EXPERIENCE... 111
1.4. Evaluationdelaréactiontissulairelocale... 112
1.4.1. Evaluation de rœdème...112
1.4.2. Examen histologique...112
1.5. Evaluationdeseffetsrénauxethépatiques... 113
1.5.1. Examen macroscopique...113
1.5.2. Examen histologique...113
1.5.3. Exploration fonctionnelle...113
1.6. Effetsurlemétabolismedestriglycérides... 114
1.7. Analyse STATISTIQUE... 114
IL RESULTATS ET DISCUSSIONS...114
II. 1. Monitoringcliniquedessouris...114
11.2. Evaluationdelaréactiontissulairelocale...115
11.2.1. Evaluation de l’œdème...115
11.2.2. Examen histologique...120
11.3. Evaluationdeseffetsrénauxethépatiques... 121
11.4. Effetsurlemétabolismedestriglycérides... 123
CONCLUSION...124
CHAPITRE VI: ETUDE D’EFFICACITE ET DE TOLERANCE CLINIQUES... 126
INTRODUCTION...127
I. PROTOCOLE EXPERIMENTAL...127
1.1. CRITERES d’inclusion DES PATIENTS... 128
1.2. Bilan PRE-THERAPEUTIQUE... 129
1.2.1. Bilan clinique...129
1.2.2. Bilan radiologique...129
1.2.3. Bilan biologique...129
1.3. Traitement REÇU...130
1.4. Suivi DES PATIENTS TRAITES... 131
1.5. CRITERES D’EFFICACITE ET DE TOLERANCE DU TRAITEMENT... 132
1.6. CONSIDERATIONS ETHIQUES... 133
IL RESULTATS... 133
II. 1. Efficacitédutraitement... 133
11.2. TOLERANCE AU traitement... 136
III. DISCUSSIONS... 136
III. 1. Efficacitédutraitement... 136
111.2. TOLERANCE AU TRAITEMENT... 138
CONCLUSION...139
CONCLUSION GENERALE...140
ANNEXES...I NOTE D’INFORMATION AU PATIENT...II FORMULAIRE DE CONSENTEMENT...V CAHIER D’OBSERVATION... VI
PUBLICATIONS... VII
L’ostéomyélite chronique est une infection chronique du tissu osseux et de la moelle.
C’est une infection grave du fait de sa localisation au sein d’un tissu profond, de la complexité de sa prise en charge thérapeutique et de la mise en jeu du pronostic fonctionnel.
L’incidence de l’ostéomyélite chronique est accrue sur certains terrains (drépanocytose, diabète, et polyarthrite rhumatoïde entre autres). Son traitement classique repose sur un curettage chirurgical associé à une antibiothérapie par voie générale durant au moins 6 semaines. Ce traitement est marqué le plus souvent par des échecs du fait de la difficulté de faire parvenir des antibiotiques à doses efficaces et de manière prolongée ou continue au niveau de l'os infecté.
Le but de notre travail était de développer une formulation pharmaceutique biodégradable susceptible de libérer de manière prolongée et in situ au niveau du foyer infectieux l'antibiotique qu’est le sulfate de gentamicine. Cette formulation devait être efficace pour le traitement des ostéomyélites chroniques et présenter une grande innocuité pour le patient.
Quatre formulations d’implants à base de sulfate de gentamicine et de monoléine ont été préparées en Salle blanche dont le niveau de contamination particulaire et microbiologique a été conforme aux normes européennes. Ces implants se présentaient sous forme de gels bioadhésifs, d’apparence homogène. Ils se prenaient en masse au contact de l’eau. Des observations au microscope optique, des études de Calorimétrie différentielle à balayage (DSC), de Diffraction des rayons X, de thermogravimétrie, de dosage d’eau (méthode Karl Fischer) des gels ont montré que deux formes de monoléine co-existent dans les gels : monoléine liée à l’eau et monoléine libre; aussi, les gels se présentent sous forme de cristaux liquides. Les tests de dissolution ont montré que seul l’implant renfermant 5% de gentamicine, 80% de monoléine et 15% d’eau a libéré la presque totalité de la gentamicine en continu sur 20 jours. Celui-ci a été sélectionné pour la suite des travaux. Le mécanisme de la libération de l’antibiotique a été celui d’une diffusion contrôlée. Ces implants ont été physiquement instables à 30 °C mais stables lorsqu’ils sont conservés au réfrigérateur (2-6
°C) pendant au moins 10 mois. La cinétique de libération des implants reste inchangée dans les mêmes conditions de conservation (2-6 °C pendant 10 mois).
Les essais de stérilité réalisés sur membrane filtrante ont montré que les implants fabriqués étaient stériles. En outre, ils se sont révélés apyrogènes à travers le test LAL (Lysat d’amoebocyte de Limule).
méthode de contact direct. Ils n’ont présenté aucune toxicité vis-à-vis des fibroblastes et des macrophages qui ont été utilisées comme cellules tests. Par ailleurs, ils ont été compatibles avec les érythrocytes d’hémoglobine AA ou SS. L’évaluation in vitro de la génotoxicité des implants a été réalisée en utilisant la technique des essais comètes. Ils n’ont présenté aucun potentiel génotoxique.
L’infiltration de l’implant (renfermant 5% de gentamicine, 80% de monoléine et 15%
d’eau) sous l’aponévrose plantaire des souris n’a pas perturbé les paramètres biologiques du foie et des reins (bilirubinémie libre, bilirubinémie totale, créatininémie) au bout de 52 jours de test. Le métabolisme des triglycérides n’a pas été affecté. Les études histologiques n’ont révélé ni de signes d’inflammation chronique de l’aponévrose, ni de lésions rénales ou hépatiques.
Pour l’étude de la tolérance et de l’efficacité de l’implant dans le traitement des ostéomyélites chroniques, une autorisation préalable du Comité d’Ethique pour la Recherche en Santé (CERS) du Burkina Faso a été obtenue. Une cohorte de 19 patients souffrant d’ostéomyélites chroniques et ayant donné son consentement a été incluse dans l’étude. Tous les patients ont bénéficié d’une séquestrectomie accompagnée d’un curetage et d’un comblement de la cavité osseuse avec l’implant. Les signes cliniques, radiologiques et biologiques obtenus après le traitement ont été en faveur d’une guérison des patients traités dans un délai de 30 à 70 jours. Avec un recul de 2 à 12 mois (une médiane de 10 mois), les suivis cliniques, biologiques et radiologiques ont permis de conclure à l’innocuité de l’implant.
Un implant à base de monoléine et de gentamicine ayant montré son efficacité et son innocuité dans le traitement des ostéomyélites chroniques a été ainsi développé. Après la réalisation d’un essai clinique multicentrique randomisé, il fera l’objet d’une demande d’Autorisation de Mise sur le Marché.
Chronic osteomyelitis is a chronic infection of bone and its marrow. It is commonly associated with some diseases like sickle cells disease, diabètes, and arthritis. Chronic osteomyelitis treatment is complex, due to the difficulty to achieve therapeutic drug levels at the site of infection by systemic administration.
Our objective was to develop a biodégradable implant based on gentamicin and monoolein. It should be able to make a sustained release of the gentamicin in the site of infection. This novel formulation should be biocompatible and efficacious to treat chronic osteomyelitis.
Four formulations of implants based on gentamicin and monoolein were made. The final Products were homogenous gels, becoming more solid in contact with water. Hot stage microscopy, DSC, thermogravimetric analysis (TGA), X-ray diffraction, and détermination of moisture contents (Karl Fischer titration) showed cubic liquid crystalline and eutectic structures of the implants. Only the formulation consisting of 80-15-5% w/w monoolein- water-gentamicin sulfate progressively released the totality of the antibiotic for a period of twenty days without burst effect. This formulation was selected for the following studies. The implants were physically instable at room température by stable when they were kept cool (2- 6 °C) during at least 10 months. Their in vitro drug release characteristics were not changed in the same conditions (after storage for 10 months at 2 - 6 ° C).
The Lysat d’amoebocyte de Limule (LAL) and sterility assays proved that the implants were made according to the Good Laboratory Practice. They were stérile and apyrogen.
The MTT and cornet assays performed with fibroblasts and macrophages revealed that the implants were non-cytotoxic and were not potentially genotoxic. They were also compatible in vitro with blood érythrocytes.
The biocompatibility and toxicity of the implants assessed in vivo revealed that they were well tolerated and had acceptable biocompatibility at long-term.
As for clinical assessment of the implants, 19 patients with chronic osteomyelitis caused by a microorganism sensitive to gentamicin were included. After surgical curettage of the infected bone, the dead space was filled in with the implants. To prevent post-operative septicaemia, a systemic antibiotherapy was prescribed for 3 days following the operation.
Clinical, biological and radiological follow-up (range from 2 to 12 months) revealed that 18
The wound of one patient whose bone was exposed did not scar over after 10 months.
However, it was no longer infected.
Further investigations through randomized multicentric trials will be done in order to obtain trade license.
ADN: Acide désoxyribonucléique ALAT: Alanine-aminotransférase
AMM : Autorisation de Mise sur le Marché ASAT: Aspartate amino-transférase
ATCC: American Type Culture Collection Cf.: Confère
CHU-YO: Centre Hospitalier Universitaire Yalgado Ouédraogo CLE: Concentration Limite en Endotoxines
CMI: Concentration minimale inhibitrice DL50: Dose Létale 50%
DMM: Dose Minimale Mortelle DMS: Dilution Maximale Significative DMSO: Diméthyle sulfoxide
DO: Densité Optique
DRX: Diffraction des rayons X
DSC: Differential Scanning Calorimetry EEB: Essai des Endotoxines Bactériennes FDA: Food and drug administration Fig.: Figure
HSM: Hot Stage Microscopy HSP: Hématéine-phloxine-safran LAL: Lysat d’Amœbocytes de Limule LPS: Lipopolysaccharides
MTT: 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyl tétrazolium bromide NFS: Numération Formule Sanguine
Ph. Eur.: Pharmacopée européenne PMMA: Polyhmétyleméthacrylate ppm: partie par million
RPM: Rotation par minute TGA: Thermogravimétrie TSA: gélose Trypto-caséine soja
UE: Unité d’Endotoxine UFC: Unité Formant Colonie UI: Unité Internationale
VIH: Virus d’Immuno-déficience Humaine VS: Vitesse de Sédimentation
ZS: Zone Stérile ZT: Zone Technique
Tableau I: Classification des ostéomyélites selon Ciemy-Mader...7 Tableau II: Tests de biomcompatibilité d'implant à libération contrôlée (Mallapragada SK et
Narasimhan B, 1999)... 27 Tableau III: Recommandations pour la surveillance microbiologique des zones à atmosphère
contrôlée durant la production...31 Tableau IV : Dose seuil d’endotoxines (K) par kg de masse corporelle et par heure, en
fonction de la voie d’administration... 35 Tableau V: Composition du mélange contenu dans le ballon (début de la préparation)... 48 Tableau VI: Composition des différents implants...49 Tableau VII: Nombre de particules par d’air en fonction du site de prélèvement (en
période de repos)...51 Tableau VIII: Nombre de particules par mètre cube d’air en fonction du site de prélèvement
(pendant la production)... 51 Tableau IX : Nombre de colonies isolées (UFC) pour 1 000 L d'air en fonction du type de
contamination et du site de prélèvement en période de repos...52 Tableau X : Nombre de colonies isolées (UFC) pour 1 000 L d'air en fonction du type de
contamination et du site de prélèvement en période de production... 52 Tableau XI: Contrainte de cisaillement (mPa) des implants (moyenne ± écart-type, n = 3) en
fonction de la vitesse de cisaillement... 72 Tableau XII: Pourcentage (m/m) en eau (moyenne ± écart-type, n = 3) des implants 1,2, 3 et
4 déterminé par la méthode Karl Fischer (KF) et par TGA... 74 Tableau XIII: Teneur (ppm) des implants en éthanol (moyenne ± écart-type, n = 3)... 74 Tableau XIV: Concentrations des implants (% m/m) en acides gras libres (moyenne ± écart-
type, n = 3)... 75 Tableau XV: Teneurs (% m/m) en sulfate de gentamicine (moyenne ± écart-type, n = 5) de
l’implant 2 fraîchement préparé et de celui conservé pendant 10 mois... 81 Tableau XVI: Composition des tubes pour la vérification de la sensibilité du lysat...90 Tableau XVII: Résultats du test de vérification de la sensibilité déclarée du lysat...94 Tableau XVIII: Résultats de recherche et de dosage des endotoxines dans les implants... 95 Tableau XIX : Composition des tubes ayant servi au test d’hémolyse in vitro... 99
fonction de la dose et du type d’hématie (hématies provenant de sujets homozygotes AA et de d’homozygotes SS)... 104 Tableau XXI: Pourcentages d’ADN dans la queue des comètes (moyenne ± SEM) en fonction
de la cellule et du produit... 108 Tableau XXII: Volume des pattes (mL) des souris avant et après administration de 0,05 mL
de produits sous l’aponévrose plantaire... 117 Tableau XXIIEConcentrations sériques (moyenne ± S.D, n = 10) en substances endogènes
pour les lots de souris ayant reçu de l’eau physiologique, de la monoléine et l’implant 2 en administration sous-plantaire (52 jours après administration)... 121 Tableau XXIV: Résultats du traitement de 19 patients soufrant d’ostéomyélite chronique par un implant biodégradable à base de gentamicine et de monoléine... 135
Figure 1 : Ostéomyélite chronique du tibia d'un homme âgé de 50 ans...6 Figure 2: Formules chimiques de la gentamicine... 15 Figure 3: formule chimique de la monoléine (Mono-oléate de glycéryle)...20 Figure 4: formule chimique du glycérol (propan-1,2,3-triol ou 1,2,3-propanetriol... 21 Figure 5: formule chimique de l'acide oléique... 22 Figure 6: Plan détaillé de la "Salle blanche"... 44 Figure 7: Visualisation des sites de prélèvement pour les comptages particulaire et
microbiologique de l'air... 46 Figure 8 : Photo d’échantillon d’un implant... 64 Figure 9: HSM (lumière non polarisée, 37 °C) de monoléine et d'implant (grossissement x
500)... 65 Figure 10: Thermogrammes (enregistrés lors de la l^"^® chauffe) de la monoléine et des
implants 1, 2, 3, 4...66 Figure 11 : Spectre de diffraction des rayons X de sulfate de gentamicine (a), de monoléine
(b), d’implant blanc 1 (c), d’implant blanc 2 (d), d’implants 1 (e), 2 (f), 3 (g), 4 (h) et d’implant 2 conservé pendant 10 mois au réfrigérateur (2-6°C) (f)... 68 Figure 12 : Perte de poids des échantillons d’implants 1 (a) et 2 (b) en fonction de la
température... 70 Figure 13: Perte de poids des échantillons d’implants 1 (c) et 2 (d) en fonction de la
température... 71 Figure 14 : Rhéogrammes des implants 1, 2, 3 et 4...72 Figure 15: Les principaux comportements rhéologiques des fluides... 73 Figure 16: Chromatogramme typique des implants obtenu par chromatographie en phase
gazeuse...74 Figure 17 : Chromatogramme typique d’acides gras estérifiés dans les implants...76 Figure 18: Cinétique de libération du sulfate de gentamicine à partir des implants...79 Figure 19: Pourcentage de libération du sulfate de gentamicine à partir de l’implant 2 en
fonction de la racine carrée du temps... 79 Figure 20: Thermogrammes DSC de la monoléine (glyceryl monooleate) et des implants 1, 2
immédiatement après préparation (____ ) et après 10 mois de conservation (--- )...80 Figure 21 : Cinétique de libération du sulfate de gentamicine à partir d’implants fraîchement
préparé et conservé... 81
Figure 23: Pourcentage de lyse des hématies de sujets homozygotes AA (n = 10) et SS (n = 10) en fonction de la dose d’implant...104 Figure 24: Viabilité des fibroblastes V79-4 ATCC en fonction des concentrations d’implants :
implant 2 (gentamicine 5%, eau 15%, monoléine 80%), implant 4 (gentamicine 10%, eau 15%, monoléine 75%). Chaque point représente la moyenne de viabilité cellulaire dans 4 puits (Données obtenues de 3 expériences séparées)... 105 Figure 25: Viabilité des macrophages P388D1 ATCC en fonction des concentrations
d’implants. Chaque point représente la moyenne de viabilité cellulaire dans 4 puits (Données obtenues de 3 expériences séparées)... 106 Figure 26: Viabilité des fibroblastes V79-4 ATCC et des macrophages P388D1 ATCC en
fonction des concentrations de méthanol... 106 Figure 27: Box Plot des pourcentages d’ADN dans la queue des comètes (Tail DNA%) des
fibroblastes V79-4 témoins et des fibroblastes V79-4 traités avec du méthanol dilué ou avec des implants (n= nombre de comètes analysées)... 108 Figure 28: Box Plot des pourcentages d’ADN dans la queue des comètes (Tail DNA%) des
macrophages P388D1 témoins et des macrophages P388D1 traités avec du méthanol dilué ou avec des implants (n= nombre de comètes analysées)... 109 Figure 29: Box Plot de l’évolution du volume des pattes de souris ayant reçu 0,05 mL d’eau
physiologique en fonction du temps (n = 10)... 118 Figure 30: Box Plot de l’évolution du volume des pattes de souris ayant reçu 0,05 mL de
carraghénine en fonction du temps (n = 10)... 118 Figure 31: Box Plot de l’évolution du volume des pattes de souris ayant reçu 0,05 mL de
monoléine en fonction du temps (n = 10)... 119 Figure 32: Box Plot de l’évolution du volume des pattes de souris ayant reçu 0,05 mL
d’implant en fonction du temps (n = 10)... 119 Figure 33. (A): microscopie optique d’aponévrose plantaire de souris ayant reçu de l’eau
physiologique (a), de la monoléine (b), et de l’implant (c) sous l’aponévrose plantaire 120 Figure 34: Diagrammes des concentrations sériques (moyenne ± S.D, n = 10) en créatinine, en
bilirubine directe et en bilirubine totale chez les lots de souris ayant reçu respectivement 0,5 mL d’eau physiologique, de monoléine et d’implant 2... 122 Figure 35 : Diagrammes des concentrations sériques (moyenne ± SD, n = 10) en triglycérides
chez les lots de souris ayant reçu respectivement 0,5 mL d’eau physiologique, de
Figure 37: Ostéomyélite chronique de l'avant bras avant traitement (a) et 35 jours après le début du traitement...135 Figure 38: Radiographie d’une fibula avant (a) et après intervention chirurgicale...136
L’infection du tissu osseux ou ostéomyélite est définie par la présence et la multiplication d’un microorganisme pathogène implanté par voie hématogène ou par un foyer contigu au niveau de la médullaire et/ou de la corticale osseuse, aboutissant à sa destruction et à l’apposition d’os pathologique (Brause BD, 1997; Lew DP et Waldvoimplant FA, 1997;
King RW et Johnson D, 2005). L’ostéomyélite est de principe une infection grave du fait de sa localisation au sein d’un tissu profond, de sa tendance évolutive naturelle à la chronicité, des difficultés de prise en charge thérapeutique et de la mise en jeu du pronostic fonctionnel (Ciampolini J et Harding KG, 2000 ; Mader JT et coll., 2001). L’incidence de l’ostéomyélite chronique est accrue sur certains terrains (drépanocytose, diabète, polyarthrite rhumatoïde) (Habibou A et coll., 1999 ; Ader F et coll., 2004, Springer ING et coll., 2007). Elle représente 5,3% des causes d’hospitalisation dans le Service de Traumatologie et d’Orthopédie du Centre Hospitalier Universitaire de Ouagadougou / Burkina Faso. L’âge moyen des patients est de 18 ans, avec des extrêmes allant de 2 à 60 ans, selon une étude réalisée dans le même Service entre 1996 et 2000 (Nacoulma SI et coll., 2007).
Bien que sa physiopathologie et sa clinique soient bien connues, l’ostéomyélite chronique reste une maladie difficile à traiter (Ciampolini J et Harding KG, 2000 ; Mader JT et coll., 2001). Si le traitement chirurgical est maintenant bien codifié, les modalités du traitement par antibiotiques, complément indispensable au traitement chirurgical sont discutées. Pour atteindre des taux osseux efficaces, les antibiotiques doivent être administrés par voie générale, pendant au moins six semaines, à des doses à la limite des toxicités rénale, hépatique ou auditive. Les taux d’échec consécutifs à ce type de traitement avoisinent 30%
(Anderson JM et Hom KM, 1970; Hedstrom SA, 1974; Blaha J et coll., 1993 ; Nelson CL et coll., 1993 ; Traoré O et coll., 1997). Ces forts taux d’échec sont dus au fait qu’il est difficile de faire parvenir par voie générale les antibiotiques à des concentrations efficaces au niveau du foyer infectieux sans risque de toxicité. En effet. Les concentrations sériques d’antibiotiques requises pour obtenir des concentrations efficaces au niveau des os, ou le traitement prolongé par voie générale peuvent entraîner une toxicité systémique. La demi-vie courte des antibiotiques et la faible vascularisation des os infectés compliquent donc rantibiothérapie par voie générale de l’ostéomyélite chronique (Stephens D et coll., 2000 ; Jain JP et coll., 2005).
Ainsi, l'antibiothérapie par voie locale se présente comme un complément voire une alternative au traitement par voie générale (Rosenberg A, 1994; Stephens D, 2000). De nombreuses méthodes ont déjà été utilisées.
Des implants de polyméthyleméthacrylate (PMMA) imprégnés d’antibiotiques ont été développés (Jain JP et coll., 2005). L’inconvénient majeur de ces implants est qu’ils ne sont pas résorbés in vivo. Une seconde intervention chirurgicale est donc nécessaire pour extirper l'implant de l’organisme. Cette seconde intervention est non seulement inconfortable pour le patient mais présente aussi un risque de réinfection des tissus cicatrisés (Dion A et Coll., 2005). Elle contribue aussi à augmenter le coût du traitement de l’ostéomyélite chronique.
Dès lors, d’autres études se portent sur le développement d'implants biodégradables.
Les plus étudiés dans ce sens sont les poly(L-lactide), les poly(DL-lactide-co-glycolide), les polyanhydrides, et le collagène imprégnés d’antibiotiques (Zhang X et coll., 1994, Meyer JD et coll., 1998; Sansdrap P, 1996; Jain JP et coll., 2005). Parallèlement, des greffes d’os imprégnées d’antibiotiques et des pompes implantables sont expérimentées pour assurer une libération prolongée d’antibiotiques au niveau de l’os infecté (Ruttle PE et coll., 1984; Perry CR et coll., 1988). En dépit de ces avancées, les taux de succès au traitement de l’ostéomyélite chronique restent insatisfaisants (Wirganowicz PZ, 1999). En outre, même si les implants à libération contrôlée sont développés depuis des décennies, ils en sont encore à leurs balbutiements au point de vue commercial. Peu de systèmes implantables de libération contrôlée d’antibiotiques existent actuellement sur le marché pour une utilisation clinique (Désévaux C., 2002).
Pour notre part, notre objectif était de développer un implant biodégradable à base de gentamicine et de monoléine, qui pourrait être utilisé dans le traitement des ostéomyélites chroniques.
La monoléine a été choisie comme véhicule de l’antibiotique pour ses propriétés physico-chimiques: elle est un monoglycéride biorésorbable pouvant assurer une libération prolongée de principes actifs (Sallam A et coll., 2002 ; Esposito E et coll., 1996). Elle se présente sous forme de gel et pourrait se prendre en masse en présence d’eau. Cette propriété lui permettrait de combler la cavité osseuse laissée par le curetage, empêchant du même coup la formation d’hématome. Cet hématome pourrait entretenir l’infection locale. Le choix de la gentamicine comme principe actif s’est justifié par le fait que les germes les plus souvent isolés dans les ostéomyélites chroniques sont sensibles à la gentamicine (Traoré O et coll., 1997; Talbert M et coll., 1998 ; Habibou A et coll., 1999).
L’objectif de nos travaux de thèse a été de mettre au point des implants biodégradables destinés au traitement des ostéomyélites chroniques et d’étudier leurs propriétés physico
chimiques dans un premier temps, puis d’étudier la stérilité, l’apyrogénicité, la toxicité in vitro et in vivo de l’implant ayant présenté les meilleures caractéristiques et enfin, d’évaluer cliniquement sa tolérance et son efficacité chez le patient atteint d’ostéomyélite chronique.
L’ostéomyélite
L’ostéomyélite est une infection du tissu osseux (Fig.l). Elle est caractérisée par la présence et la multiplication d’un ou de plusieurs microorganismes pathogènes au niveau de la médullaire et/ou de la corticale osseuse. L’agent pathogène atteint la médullaire et/ou la corticale de l’os par voie hématogène ou par un foyer contigu. L’infection entraîne une destruction de la médullaire et/ou la corticale et l’apposition d’os pathologique (Brause BD,
1997; Lew DP et Waldvoimplant FA, 1997; King RW et Johnson D, 2005).
L’ostéomyélite est une infection grave du fait de sa localisation au sein d’un tissu profond, de sa tendance évolutive naturelle à la chronicité, des difficultés de prise en charge thérapeutique et de la mise en jeu du pronostic fonctionnel. La compréhension de ses mécanismes physiopathologiques est une aide importante à l’élaboration d’une stratégie thérapeutique reposant le plus souvent sur une étroite collaboration médicochirurgicale (Ader F et coll., 2004).
Figure 1: Ostéomyélite chronique du tibia d'un homme âgé de 50 ans
1.1. Classification des ostéomyélites
On peut distinguer plusieurs types de classification (Flückiger U et Zimmerli W, 2001):
- Classification physiopathologique: On distingue les ostéomyélites hématogènes survenant à la suite d’une bactériémie ou d’une septicémie, des ostéomyélites secondaires à une infection de contiguïté.
- Classification en fonction du temps: ostéomyélite aiguë et ostéomyélite chronique.
L’ostéomyélite aiguë dure au plus quatre semaines tandis que dans l’ostéomyélite chronique, on distingue deux tableaux différents: (a) une infection symptomatique d’une durée de plus de
5-7 semaines, dont l’évolution ultérieure est occasionnellement marquée par des fistules et des signes inflammatoires locaux pouvant persister durant des années et (b) l’ostéomyélite qui se manifeste à nouveau après un long intervalle sans symptôme. Un tel intervalle libre de symptôme peut durer des années, voire des décennies jusqu’à la récidive. Il se forme des nécroses osseuses (séquestres) où des bactéries pouvant persister durant des années. Le mécanisme en est une pression intra-osseuse élevée du fait d’amas de bactéries et de leucocytes conduisant à une ischémie osseuse localisée.
- Classification de Cierny-Mader prenant en considération le terrain sous-jacent, le type d’atteinte osseuse, les cofacteurs associés (Tableau I).
- Classification en fonction de la présence de matériel: on distingue les infections osseuses sur prothèse ou non (Ader F et coll., 2004).
Tableau I: Classification des ostéomyélites selon Cierny-Mader.
Stade» anatoiiMaue»
Stade 1 : ostéomyélite Intraoiédullare. nécrose Nmttéé é la médullaire Etioiogte ; hématogéne
TraitemBnt : antibititique, drainage chirurgical
Stade 2: ostéomyélite superficielle, nécrose à ta surface exposée Etiologie : mfection de contiguïté
Traitam^t • ar^tibiotique, débridament superficiel, couverture Stade 3: ostéomyélite localisée (séquestre cortical),
t>écros« bien indivtduaiisable Atteinte localisée de la corticale. Instabilité osseuse avant ou après débodement
Etiologie : traumatisme, évolution de stade 1 ou 2, Iatrogène ( vis. plaque) Traitement : antibiotique, débridement. séquestrectomie
Immobilisation ± greffe osseuse
Stade 4: ostéomyélite diffuse, atteinte ciroonférentieBe de ta oorticate, instabilité osseuse avant ou après débridement Etiologie ■ traumatisme, évolution de stade 1-2 ou 3, iatrogène (dou)
Traitement : antibiotique, débridement. séquestrectomie ± greffe osseuse Stabilisation (ORIF, fixateur axteme(lllzarof),Amputation ?j
Etat phvsiopatlioloqiaue A absence d'anomalie.
B : anomalies ; Bs : gênérairsM» :
- dénutrition
- insuffisance hépatique etïou rénale -diabète
- hypoxémie chronique - maladie auto flnmune -néoplasie
• immunodéprimé ou immunosuppresMurs
• extrémité des Ages de la vie - tabagisme
B1 ; localisées :
- tymphosdème cnrooique - insuffisance veineuse - insuffisance artérielle
• Riross post radique - éSCâire
- neuropathie
1.2. Pathogenèse bactérienne
Les bactéries atteignent l’os soit de manière hématogène par le courant sanguin, soit par inoculation directe, par exemple lors d’un traumatisme ou d’une intervention chirurgicale.
Pour provoquer une infection, les bactéries doivent d’abord être capables d’adhérer aux structures osseuses. Dans les 2/3 des cas d’ostéomyélite, on isole Staphylococcus aureus.
Ce germe possède plusieurs adhésines qui permettent l’adhésion à l’os et par conséquent sa colonisation et infection. Après Staphylococcus aureus, les principaux germes responsables de l’ostéomyélite sont les entérobactéries, Pseudomonas spp, des streptocoques et des anaérobies (Flückiger U et Zimmerli W, 2001).
Le concept classique de la physiopathologie de l’ostéomyélite est que l’os infecté n’est plus vascularisé, se nécrose et forme ainsi un séquestre. Ce séquestre, non vascularisé entretien l’infection du fait de l’impossibilité d’y faire parvenir des antibiotiques par voie générale (Nelson CL et coll., 1997).
1.3. Le terrain
Les spécificités de l’hôte jouent un rôle dans le développement d’une infection osseuse. À cet égard, une attention particulière doit être accordée à certaines situations.
1.3.1. Infection osseuse et diabète
Le pied diabétique est une des plus fréquentes et des plus sévères complications du diabète. Il s’agit au début d’une ostéite puisqu’elle affecte la corticale osseuse. L’ostéomyélite n’est effective qu’avec l’atteinte de la médullaire. Outre l’altération de la microcirculation, aboutissant à une baisse de l’oxygénation tissulaire périphérique, la neuropathie diabétique joue aussi un rôle prépondérant. La neuropathie sensitive d’abord, dont la conséquence est une hypoesthésie du pied, facilite les blessures ou traumatismes locaux (agression thermique, coupures, ulcérations). Deuxièmement, la neuropathie motrice modifie les répartitions musculaires du pied avec des déformations anatomiques et des zones de portance hétérogènes.
Les zones d’appui soumises à des pressions excessives vont s’ulcérer. Enfin, l’hypersudation de la neuropathie sera source de macération et une cause supplémentaire d’ulcérations et de colonisation fongique cutanée (Ader F et coll., 2004).
En plus du diabète, toute autre pathologie entraînant une perturbation de la microcirculation sanguine est un facteur favorisant la survenue d’ostéomyélite chronique. En effet la diminution du flux sanguin favorise la fixation et le développement des germes. Le cas le plus évocateur est la drépanocytose (Mader JT et coll., 2001).
