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Thèse de doctorat/ PhD Thesis Citation APA:

Bazabakana, R. (2001). Contribution à l'effet de l'acide jasmonique exogène sur la tubérisation, la dormance et la germination dezs microtubercules chez Dioscorea alata L. (Dioscoreaceae) (Unpublished doctoral dissertation). Université libre de Bruxelles, Faculté des sciences, Bruxelles.

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Université Libre de Bruxelles

Section Interfacultaire d’Agronomie

Laboratoire de Biotechnologie Végétale

Contribution à l’étude de l’effet de l’acide jasmonique exogène sur la tubérisation, la dormance et la germination des microtubercules

chez Dioscorea aÊata L. (Dioscoreaceae)

Thèse présentée pour l’obtention du grade de Docteur en Sciences Agronomiques et Ingénierie Biologique

Romain Bazabakana

Directeur de Thèse : Mondher EL JAZIRI

Avril 2001

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DEDICACE

A mon père et ma mère A mes frères et sœurs A mes oncles et tantes A mes cousins et cousines

Pour votre patience,

A Godé, Gracia et Julie, Pour vos sacrifices

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Remerciements

Au terme de ce travail, je tiens à remercier vivement le professeur Mondher El JAZIRI, qui l’a dirigé avec beaucoup de compétence et de patience. Sa rigueur scientifique a été déterminante pour la réussite du présent travail. Qu 'il trouve ici l'expression de ma profonde gratitude.

Mes remerciements vont également à l’endroit du professeur Jacques Homes qui m’a reçu au laboratoire de Biotechnologie Végétale avant de partir en retraite, je le remercie pour ses remarques et ses conseils.

Je voudrais aussi remercier les membres du jury, qui en dépit de leurs multiples occupations ont accepté d’examiner et de juger cette thèse de doctorat. H s'agit de messieurs :

Xavier Vekemans (Président)

Mondher El Jaziri (sécrétaire et promoteur) Fabrice Homblé (membre intérieur)

Philippe Druart (C.R.A, Gembloux, Belgique, invité extérieur) Jean-Louis Hilbert (U.S.T.L, Lille, France, invité extérieur)

Je ne saurais passer sous silence à l'endroit du docteur Billo Diallo, qui tout au long de ce travail a fait montre d’une disponibilité particulière, et m’a fait bénéficier de sa compétence et de ses

nombreuses connaissances. Je te suis sincèrement très reconnaissant cher Billo.

Que le docteur Marie-Baucher trouve ici l’expression de ma reconnaissance pour sa contribution dans ce travail. Merci, Marie.

J’exprime ici ma profonde gratitude à l’égard du docteur Ruddy Wattiez de l’Université de Mons- Hainaut, qui, par son expertise des techniques de microséquençage des protéines et par son expérience sur le protéome, a contribué à la réussite du présent travail.

Je tiens à remercier les docteurs Jorge Antonio Rojas Beltran et Guy Vandenbusshe, respectivement du laboratoire de Biologie Végétale de la Faculté Universitaire des Sciences Agronomiques de Gembloux et du laboratoire des Structures et Fonctions des Membranes Biologiques de l ’ULB, pour leurs conseils et pour notre fructueuse collaboration durant mes travaux de recherche.

La contribution de Jean-Pierre Dupont dans ce travail a été grande. Merci Jean-Pierre.

Merci également au docteur Mesmin Bitsindou pour ses remarques et ses suggestions.

Quant aux futurs docteurs : Hassan, Bakkali ; Habder, Olivier et Damien, vous avez aussi contribué d’une manière ou d’une autre à la réussite du présent travail. Merci à vous tous.

Que le docteur Marie-France Trouslot de l’ORSTOM-Montpellier (France) soit rassurée de ma reconnaissance pour ses conseils et pour la mise à ma disposition d’une riche bibliographie sur l'igname.

Je n 'ai pas oublié l'aide dont j ’ai bénéficié de la part du docteur Marie-Laure Fauconnier et de Nicolas Mabon de l'unité de Chimie Générale et Organique de la Faculté Universitaire des Sciences Agronomiques de Gembloux.

Ma reconnaissance s'adresse aussi:

à monsieur Heylene du Jardin Botanique National de Meise qui m ’a fourni gracieusement les expiants de Dioscorea alata qui ont permis de réaliser ce travail;

- Au département Coopération de l'Université Libre de Bruxelles et au Centre public d’aide sociale de Saint Gilles qui m’ont aidé financièrement, l’un après l’autre, pour arriver au terme de ce travail.

Mes ami(e)s, ainsi que mes compatriotes (au risque d’oublier certains qui me sont chers, je ne citerais aucun nom) ont contribué également à la réussite du présent travail, par leurs encouragements et leur affection. Je leur exprime ici mes vifs remerciements.

Mes remerciements vont également à l'endroit de tous ceux qui, de près ou de loin, ont contribué à l'élaboration de ce travail, particulièrement à:

Eugénie, Zhiri, Lucienne, Gabriel, Hamed, Corinne;

tout le personnel du Laboratoire de Biotechnologie Végétale: Adeline, Bénédicte,Nadine, NT"

Boyer, Lucie et Inès;

tout le personnel du Laboratoire de Génétique et d'Ecologie Végétales, et du jardin expérimental Jean-Massart.

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ABREVIATIONS

2,4-D : acide 2,4-dichlorophénoxyacétique

ABA: acide abscissique

AFLP: amplified fragment length polymorphism

AIA: acide indolacétique

BSA: albumine de sérum de bovin cDNA (ADNc):

CIPC :

acide désoxyribonucléique complémentaire chloro-isopropyl-N-phenylcarbamate

DNA (ADN):

DTE :

acide désoxyribonucléique 1,4-dithioerythritol

EDTA: acide éthylène diamine tétra-acétique ELISA : enzyme-linked immunosorbent assay

GA: acide gibbérellique

GUS : P-glucuronidase

H-F: hormone - free

lEF : isoelectric focusing

IPC : isopropyl-N-phenylcarbamate

JA : acide jasmonique

kDa : kilodalton

MeJA : methyl jasmonate

mRNA (ARNm): acide ribonucléique messager

MS : Murashige et Skoog

NAA: acide naphtalène acétique NBD : 2,5-norbomadiene

PR protein:

PTH :

pathogenesis-related protein phenyhhiohydantome PVDF: polyvinylidene difluoride RNA (ARN):

HPLC (CLHP):

SDS:

acide ribonucléique

high performance liquid chromatography sodium dodecyl sulfate

TEMED: tetramethyl - ethylenediamine

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Résumé

L’un des problèmes majeurs qui se posent chez l’igname est la difficulté de mettre au point une méthode simple qui puisse permettre d’une part de prolonger la dormance des tubercules, afin d’allonger leur durée de conservation, et d’autre part de lever cette dormance lorsqu’on le désire.

Actuellement, des facteurs physiques ou chimiques sont utihsés afin de contrôler la dormance des tubercules. Certains traitements chimiques prolongeant la dormance des tubercules de pomme de terre sont toutefois inefficaces pour l’igname, car n’ayant pas les mêmes cibles d’action. D’autres substances chimiques non encore testées méritent d’être essayées chez l’igname.

La littérature montre ainsi que les jasmonates sont impliqués dans plusieurs phénomènes développementaux chez les végétaux, mais aucun travail ne cônceme la dormance et la germination des tubercules d’igname. Les études permettant d’interpréter l’action de l’acide Jasmonique sur la tubérisation sont aussi très peu nombreuses. L’objectif de notre travail est donc de contribuer à l’étude de l’effet de l’acide jasmonique exogène sur la tubérisation, la dormance et la germination des microtubercules chez Dioscorea alata L., l’une des principales espèces cultivées d’igname.

Nos résultats démontrent que, l’acide jasmonique exogène peut stimuler ou inhiber la tubérisation chez D. alata, selon la concentration utilisée. La stimulation a heu au cours de l’initiation du tubercule, principalement par une accélération de la transformation du bourgeon axillaire en tubercule. L’analyse par électrophorèse bidimensionnelle des extraits protéiques des expiants cultivés en présence ou en absence d’acide jasmonique a permis l’identification de quatre polypeptides, Ptl-4, ayant des masses moléculaires apparentes (MM) de 34 kDa, 17 kDa, 18 kDa et 25 kDa respectivement. Deux de ces polypeptides présentent une homologie avec des protéines PR {Pathogenesis-related proteins), une troisième a une homologie avec le glutathion S-transférase. L’expression de ces polypeptides varie avec la phase de tubérisation, indépendamment de la présence d’acide jasmonique dans le milieu de culture. Ce travail montre également que selon la concentration utihsée, l’acide jasmonique peut stimuler ou inhiber la germination des rnicrombercules et que l’inhibition est réversible. L’étude comparative des profils protéiques réahsée au cours de la dormance et de la germination des microtubercules cultivés en présence ou en absence d’acide jasmonique a révélé la présence de deux polypeptides, Pgl et Pg2 (MM =18 kDa), qui semblent réguler ces deux phénomènes. En effet, les microtubercules ne germent pas lorsque Pgl s’accumule et la diminution de l’expression de Pgl pendant la germination, coïncide avec l’augmentation de l’expression de Pg2. De plus, l’expression de Pgl et Pg2 est corrélée à l’effet de l’acide jasmonique sur la germination des microtubercules.

(7)

TABLE DES MATIERES

I. INTRODUCTION GENERALE... 1

1. Intérêt de la culture d’igname... 1

2. Systématique, origine, dispersion et production de l’igname... 1

3. Mode de propagation... 2

3.1. Propagation en plein champ...2

3.2. Culture in vitro de l’igname...4

4. Tubérisation... 5

4.1. Aspect anatomique et morphologique de la tubérisation...5

4.2. Induction de la tubérisation...7

4.2.1. Facteurs physiques... 7

4.2.2. Facteurs chimiques...8

4.2.2.1. Les auxines...8

4.2.2.2. Les cytokinines... 9

4.2.2.3. Les gibbérellines... 9

4.2.2.4. L’acide abscissique... 10

4.2.2.5. L’éthylène... 11

4.2.2.Ô. Le saccharose... 11

4.2.2.7. Le calcium... 12

4.3. Aspects biochimiques et moléculaires de la tubérisation... 12

5. Dormance et germination des tubercules... 14

5.1. Définition et caractéristiques de la dormance et de la germination... 14

5.2. Facteurs affectant la dormance et la germination des tubercules... 16

5.2.1. L’âge physiologique du tubercule... 16

5.2.2. Facteurs physiques... 16

5.2.3. Facteurs chimiques... 17

5.2.3.1. Les hormones... 17

5.2.3.2. Autres facteurs chimiques... 19

(8)

5.3. Aspects biochimiques et moléculaires de la dormance

et de la germination des tubercules...20 6. Rôle et effet des jasmonates chez les végétaux... 22 6.1. Généralités... 22 6.2. Rôle et effet des jasmonates sur la tubérisation, la dormance,

la germination et sm d’autres phénomènes développementaux... 24

II. OBJECTIF DU TRAVAIL ET STRATEGIE ADOPTEE... 28

III. METHODOLOGIE, RESULTATS ET DISCUSSIONS PARTIELLES... 32

1. Effect of Jasmonic acid on developmental morphology and polypeptide

patterns during in vitro tuberization in Dioscorea alata (L.) nodal cuttings...33 2. Control of Dioscorea alata microtuber dormancy and germination

by jasmonic acid...55 3. Changes in polypeptide patterns during in vitro yam microtuber

Germination...62

IV. DISCUSSION, CONCLUSION GENERALES ET PERSPECTIVES...73

V. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES... 87

VI. ANNEXE 108

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I. INTRODUCTION GENERALE

(10)

I. Introduction générale

1. Intérêt de la culture d’igname

Réparti sur tous les continents du monde, l’igname est ime plante qui revêt un intérêt considérable pour l’homme. Ses tubercules sont utilisés à des fins alimentaires ou pharmaceutiques, selon les espèces (Fvirmanowa et Guzewska, 1989). Les espèces comestibles occupent une place importante dans l’alimentation de base des populations des régions tropicales humides (Ravi et Aked, 1996). Elles jouent également un rôle essentiel dans l’économie des peuples agriculteurs de ces régions (Ministère de la Coopération Française, 1980). En Côte d’ivoire par exemple, elles occupent, par leur extension et leur production, la première place parmi les cultures vivrières (Dalouman, 1994).

L’igname est vme plante riche en éléments nutritifs, et sa composition chimique se rapproche de celle de la pomme de terre, avec toutefois une teneur plus élevée en matières azotées (Muzac-Tucker et al., 1993; Wanasundera et Ravindran, 1994). L’igname est une source importante de matières amylacées (Dalouman, 1994; Treche et Agbor-Egbe, 1996).

Certaines espaces sauvages d’igname sont une source importante de diosgenine, un métabolite secondaire utilisé pour l’hémisynthèse d’hormones stéroïdiques (Ishida, 1988 ; Deliu et al.,

1992).

2. Systématique, origine, dispersion et production de l’igname

Les ignames sont des Monocotylédones; elles appartiennent à la sous-classe des Corolliflorae, à l’ordre des Dioscoréales, à la famille des Dioscoreaceae et au genre Dioscorea (Trouslot, 1985;Nkounkou, 1993).

Le genre Dioscorea contient plus de 600 espèces (Nkounkou, 1993 ; Mitchell et al, 1995), communément appelées "ignames". L'appellation de Dioscorea a été dédiée au physicien grec Pedenios Dioscorides par Linnaeus (1737), cité par Espiand (1983). Ce genre regroupe les espèces alimentaires et les espèces à intérêt pharmaceutique. Il s’agit là d’un genre

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pantropical, réparti dans les zones tropicales et équatoriales de divers continents (Nkounkou, 1993). Dioscorea alata L. qui fait l’objet de ce travail est originaire d’Asie (Buffard-Morel et al, 1980; Vandenput, 1981; Trouslot, 1985).

Les rendements chez l’igname sont de l’ordre de 20 t / ha (Ministère de la Coopération Française, 1980). Cette estimation peut doubler, voire même tripler avec de bonnes conditions culturales. Chez D. alata par exemple, il est possible d’obtenir des rendements allant jusqu’à 60 t / ha (Degras, 1976; Mitchell et al., 1995). Cette espèce très productive occupait en 1988 environ 60% de la superficie réservée à l’igname en Côte d’ivoire (Dumont et Jeanteur, 1988). Elle constitue avec les espèces du conqjlexe Dioscorea cayenensis-rotundata, les principales espèces cultivées en Afrique Occidentale (Trouslot, 1985; Hamon et al., 1988).

Notons que la production mondiale d’igname est surtout concentrée dans cette région africaine (FAO, 1999).

3. Mode de propagation

3.1. Propagation en plein champ

D'une manière générale, les Dioscorea sont dioïques, rarement monoïques (Espiand, 1983;

Trouslot, 1985). Les pieds mâles sont plus nombreux que les pieds femelles (Burkill, 1960 ; Coursey, 1967). La pollinisation est assurée par les insectes. Les Dioscorea sont caractérisés par un seul type de finit, lorsqu'il existe, il s'agit d’une essuie (Espiand, 1983). L'igname peut être multipliée par voie sexuée ou par voie végétative (Figme 1). Notons que chez les espaces alimentaires, la multiplication sexuée est très rare, sauf chez D. trifîda et D.

cayenensis-rotundata (Degras et al. , 1977). La propagation des ignames s'effectue alors par voie végétative, généralement par fractionnement des tubercules, chez D. alata et D. trifîda, les travaux de Mathurin et Degras (1974) ont montré que le taux d’obtention de plants à partir des fragments de tubercules dépend de la position qu’occupe le fragment sur le tubercule.

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pollinisation par les insectes K développement

... . ‘ ... J

\ fécondation (capst.(e)

V*«. libération CJi des graines ailées

or

Figure 1: Cycle de reproduction et de développement de 1 ’igname (Espiand, 1983)

Abréviations: bu: bulbille; c: cotylédon; h: hypocotyle; gr: graine; i: inflorescence; fe: feuille écailleuse;

fl : première feuille; r: radicule; ra: racine adventive; tu: tubercule.

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Ainsi, Mathnrin et Degras (1974) ont noté l’existence d’une hétérogénéité de germination au niveau du tubercule, avec un gradient longitudinal de précocité, de la partie proximale à la partie distale du tubercule. La propagation des ignames peut se feire aussi au moyen de bulbilles pour certaines espèces (Lacointe et Zinsou, 1987). Ces bulbilles sont aussi appelées tubercules aériens. En effet, en plein champ, plusieurs espèces de Dioscorea, dont D. alata, renferment plus d’un bourgeon à l’aisselle d’une feuille. Ces bourgeons ont des destinées différentes. Le bourgeon axillaire fournira le rameau secondaire, tandis que les autres, latents, appelés bourgeons accessoires peuvent s’hypertrophier et se développer en bulbilles à la fin du cycle de développement de la plante (Espiand, 1983).

D'autres méthodes de propagation ont été expérimentées, c’est notamment le cas du bouturage (Ahoussou et Touré, 1980).

La production de tubercules d’igname est saisonnière (Ravi et Aked, 1996). La récolte des tubercules intervient environ 9 mois après la plantation, lorsque les feuilles commencent à se faner. Le nombre de tubercules par pied varie selon les espèces, et au sein d’une même espèce, ce nombre est aussi variable selon les individus. Chez D. alata, on note généralement deux à trois tubercules par pied (Degras et al., 1977). Le poids des tubercules varie souvent de 3 à 5kg, et peut atteindre 15kg ou plus chez D. alata (Coursey, 1967 ; Ministère de la Coopération Française, 1980). Chez cette espèce, le diamètre des tubercules varie de 6 à 20 cm, et la longueur de 20 cm à Im ou parfois plus (Degras et al., 1977).

Les tubercules récoltés entrent en dormance, dont la durée varie selon les espèces. Cette dormance est de 14 à 16 semaines chez D. alata (Passam, 1982).

3.2. Culture in vitro de rigname

La multiplication in vitro de l'igname se fait généralement par repiquage des segments de tiges comportant un nœud (Cortes-Monllor et Liu, 1983; Lauzer et al., 1992) ou par culture de

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méristèmes apicaux (Salazar et Fernandez, 1988; Saleil et Jonard, 1988) sur des milieux nutritifs appropriés. Bien que la propagation usuelle en champ se fasse généralement en cultivant des fragments de tubercules, nous n’avons pas trouvé dans la littérature, de travaux qui décrivent ce mode de propagation en culture in vitro.

La régénération de plants d’igname peut aussi se feire suite à une callogenèse sur apex de tige (Araki et al., 1992). Les risques de variation somaclonale sont toutefois trop importants pour que cette méthode soit recommandée pour la multiplication clonale. Une technique d’embryogenèse somatique a été mise au point par Ammirato (1982).

L'isolement de protoplastes à partir de feuilles, de cals, de suspensions cellulaires (Okito et al., 1993) ou de tissus de tubercules d’igname (Onyia et al., 1984; Okito et al., 1993) a déjà été décrit dans la littérature, mais la régénération de plantes entières reste encore à l'étude.

4. Tubérisation

4.1. Aspect anatomique et morphologique de la tubérisation

D'une façon générale, le phénomène de la tubérisation est considéré comme étant une hypertrophie de l'organe concerné (bourgeon axillaire chez l’igname et stolon chez la pomme de terre).

Chez D. alata, l’initiation de la tubérisation au niveau du bourgeon axillaire est marquée d’abord par un gonflement de la base de ce bourgeon axillaire constituant ainsi une protubérance axillaire. Par la suite, on note, au niveau de cette protubérance axillaire, l’apparition d’un tissu méristématique (Espiand, 1983), dont le fonctioimement se traduira par une augmentation du nombre de cellules du parenchyme cortical du côté externe et de celles du parenchyme médullaire du côté interne. Le fonctionnement de ce tissu méristématique assurera aussi la croissance radiale de la protubérance axillaire. Au niveau du parenchyme

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eux. A ce stade, on note le début de la formation de la zone subéreuse qui remplacera l'épiderme. Par la suite, il apparaît sur la face externe du tissu méristématique, un méristème distal qui assurera la croissance axiale du tubercule (Espiand, 1983).

Contrairement à l’igname, dont le tubercule se développe à la base du bourgeon axillaire, chez la pomme de terre, le tubercule trouve son origine au niveau de l’extrémité du stolon. Chez cette plante, le tubercule est une tige épaissie résultant de la transformation de l'extrémité d'un stolon souterrain (Ewing et Wareing, 1978). Notons que le stolon a une structure de tige légèrement modifiée: le cortex et la moelle y représentent une partie proportioimellement plus restreinte que dans la tige aérienne. Les tissus vasculaires constituent l’essentiel de cet organe (Artschwager, 1918). La tubérisation chez la pomme de terre débute par le gonflement de la région subapicale du stolon, laissant histologiquement inchangé l'apex renfermant le méristème responsable de l'allongement de ce stolon. A ce stade, l’activité mitotique au niveau de l’apex n’est plus décelée (Ewing, 1995; Struik et al., 1999). Cette phase initiale de la formation du tubercule consiste en une augmentation des dimensions des cellules médulaires déjà présentes dans le stolon. Ensuite, la division cellulaire devient prépondérante.

Elle s’opère de manière très contrastée entre les tissus et devient très intense au niveau des parenchymes phloémiens (Peterson, 1985). Finalement le développement du tubercule sera achevé par une augmentation de volume des cellules, particulièrement des cellules du parenchyme périmédullaire et des cellules internes du parenchyme cortical (Peterson, 1985).

Notons que si habituellement chez la pomme de terre, le tubercule est souterrain, et que celui- ci est formé à partir de l’extrémité du stolon, dans des circonstances particulières (problème pathologique ou limitation artificielle de la capacité d'exportation des photoassimilats), un plant de pomme de terre peut produire des tubercules aériens à partir des bourgeons axillaires (Beukema et Van der 21aag, 1990 ; Rowe, 1993).

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Il convient de souligner également que chez la pomme de terre, comme chez l’igname, la tubérisation est un processus qui peut être divisé en plusieurs phases, dont les principales sont successivement reprises sur la figure 2.

BIII^ fDébü^^^fonnâfiôî^ ^^évëîoppen^^ f^totur^ôî^î^l

Figure 2 : Différentes phases de la tubérisation

4.2. Induction de la tubérisation

La littérature montre que l'induction de la tubérisation est influencée par des facteurs physiques et des facteurs chimiques.

4.2.1. Facteurs physiques

La photopériode est l'un des facteurs physiques les plus importants influençant la tubérisation chez l’igname et chez la pomme de terre. Les travaux de ManteU et Hugo (1989) chez D.

alata et chez D. bulbifera montrent que les taux de tubérisation obtenus chez ces deux espèces après douze semaines en culture in vitro sont plus élevés en conditions de photopériode de 8h de lumière et 16h d’obscurité (50% chez D. alata et 95% chez D. bulbifera) qu’en conditions de 16h de lumière et 8h d’obscurité (7,5% chez D. alata et 12,3% chez D. bulbifera).

Comme chez l’igname, les photopériodes de jours courts favorisent aussi la tubérisation chez la pomme de terre (Gamer et Blake, 1989; Rousselle et al, 1996). Si la plupart des espèces de pomme de terre peuvent aussi tubériser en conditions de jours longs, certaines espèces ne tubérisent qu’en conditions de jours courts; c’est le cas de Solanum demissum et de S.

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/. Introduction générale

andigena qui ne tubérisent que lorsque la durée de la période obscure est supérieure ou égale à 12h (Jackson, 1999).

La température influence également la tubérisation chez l’igname et chez la pomme de terre (Ewing, 1981 ; Ng, 1988; Bennett et al., 1991). Notons qu’une variation de la tenqjérature entre la période lumineuse et la période obscure est nécessaire pour le déclenchement de la tubérisation chez l’igname (Forsyth et Van Staden, 1984 ; Jean et Cappadocia, 1992) et chez la pomme de terre (Koda et Okazawa, 1983 ; Ewing, 1995). Chez l’igname, la température pendant la période lumineuse est généralement autour de 25° C, pour descendre entre 21 et 18° C pendant la période d’obscurité (Forsyth et Van Staden, 1984 ; Jean et Cappadocia, 1992). Chez la pomme de terre, ces températures sont respectivement d’environ 25 et 15°C (Ewing, 1978; Mauk et Langille, 1978).

4.2.2. Facteurs chimiques

Plusieurs travaux décrivent l’effet de facteurs chimiques sur le processus de la tubérisation.

Ces fecteurs sont surtout les hormones, les sucres et les éléments minéraux.

4.2.2.I. Les auxines

Chez la pomme de terre, les travaux de Koda et Okazawa (1983) nous enseignent que la concentration endogène en auxine au début de la tubérisation n’augmente que légèrement. Il n’y a pas de corrélation entre le taux endogène d’auxine et le processus de la tubérisatioiL Chez l’igname, nous n’avons pas trouvé dans la littérature des travaux consacrés à la variation du niveau endogène d’auxines pendant la tubérisation. Néanmoins, les quelques travaux cités montrent que les auxines de synthèse comme le NAA influencent le développement des tubercules chez l’igname (Sengupta et al., 1984; Jean et Cappadocia, 1992). Chez D. alata, le traitement des plants avec des fortes concentrations de Nv\A (de 27 et 54 pM) favorise

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l’augmentation du jx)ids des microtubercules (Jean et Cappadocia, 1992). Ces concentrations permettent d’obtenir après 26 semaines de culture, des microtubercules ayant im poids moyen 9 fois plus important (460 mg) que les microtubercules obtenus sur les plants non traités (50 mg). La formation d’un nombre élevé de microtubercules par plant chez D. alata est favorisée par une concentration de NAA de 2,7 pM dans le milieu de culture (4 microtubercules par plant sur les plants traités avec 2,7 pM NAA, contre 2 microtubercules par plant chez les plants non traités) (Jean et Cappadocia, 1992). Par contre, le taux de plants ayant tubérisé chez D. alata et chez D. abyssinica n’est pas significativement influencé peir l’apport de NAA dans le milieu de culture (Jean et Cappadocia, 1992).

4.2.2.2. Les cytokinines

L’effet de la kinétine sur la tubérisation chez l'igname avait été observé en 1968 par Asahira et Nitsch. Les travaux de Mantell et Hugo (1989) ont confirmé l'effet initiateur de la kinétine (2,5 pM) sur la tubérisation chez D. rotundata et chez D. alata (un taux de tubérisation de 52% pour les plants traités, contre 17% pour les plants non traités), ainsi que chez D.

bulbifera (un taux de tubérisation de 52% pour les plants traités, contre 7% pour les plants non traités). Les travaux de Kefi et al. (1995) chez la pomme de terre ont aussi confirmé l’effet initiateur de la kinétine (9,3 et 23,2 pM) sur la tubérisation. Ammirato (1982) a montré qu'une autre cytokinine, la zéatine, initie le phénomène de la tubérisation chez D. bulbifera à la concentration de 0,1 pM.

4.2.23. Les gibbérellines

Nous n’avons pas trouvé dans la littérature de travaux qui décrivent l’effet des gibbérellines sur la tubérisation chez l’igname. Par contre, la littérature montre que les gibbérellines sont impliquées dans le processus de la tubérisation chez la pomme de terre (Ewing, 1995). Les

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l’induction de la tubérisation causent une diminution de la concentration endogène des gibbérellines (Ewing,1995; Jackson, 1999). Chez la pomme de terre, un traitement par des inhibiteurs de la synthèse de gibbérellines (tels que les coumarines ou le chlorure de chloro- éthyl-trimethylammonium) favorise le déclenchement du processus de tubérisation in vitro (Stallknecht et Famsworth, 1982; Ewing, 1995). Un apport d’acide gibbérellique exogène (5,8 et 14,4 pM) inhibe fortement la tubérisation chez la pomme de terre (Kefi et al., 1995). Ces résultats ont été confirmés par Vreugdenhil (1998).

4.2.2.4. L’acide abscissique

Chez la pomme de terre, la variation du niveau endogène d’acide abscissique (ABA) est similaire lorsque les plants sont placés en conditions inductives de la tubérisation (en présence du milieu de culture contenant 8% de saccharose) et lorsqu’ils sont placés en conditions non inductives de la tubérisation (en présence du milieu contenant 1% de saccharose ou 8% de saccharose avec 0,5 pM de GA» ou de GA?) (Xu et al., 1998). En efiet, l’ABA ne semble pas être un facteur majeur dans le processus de la tubérisation, car, un mutant de S. tuberosum L., déficient en ABA est capable de tubériser (Quarrie, 1982). La variation du niveau endogène d’ABA chez la pomme de terre n’est donc pas corrélée avec le processus de la tubérisation.

Les travaux de Jean et Cappadocia (1992) ont montré que les concentrations d’ABA de 0,038 ; 0,38 et 3,8 pM influencent significativement l’augmentation du poids des tubercules chez D. alata. En utilisant ces concentrations, on obtient, après 28 semaines de culture, des tubercules ayant respectivement un poids moyen frais de 75, 86 et 130 mg. Pour les plants non traités, les tubercules ne pèsent en moyeime que 48 mg.

On peut conclure que, bien que l’effet de l’ABA endogène ne soit pas clair, l’apport exogène d’ABA favorise l’augmentation du poids des tubercules.

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4.2.2.5. L’éthylène

Chez la pomme de terre, l'éthylène inhibe la tubérisation (Vreugdenhil et Van Dijle, 1989).

Par contre, chez d’autres espèces comme Dahlia sp., la tubérisation est corrélée avec le niveau endogène d’éthylène (Biran et al., 1972). L’effet de l’éthylène sur la tubérisation chez l’igname n’est pas connu.

Notre recherche bibliographique nous permet de conclure que les cytokinines comme la kinétine et la zéatine induisent la tubérisation. Les auxines telles que le NAA, ainsi que les gibbérellines, inhibent la tubérisation. Quant à l’ABA et l’éthylène, leur rôle sur la tubérisation n’est pas clairement défini.

4.2.2.6. Le saccharose

La tubérisation est fortement influencée par la teneur en saccharose du milieu de culture. Les concentrations élevées de saccharose (5 - 12 %) (p/v) dans les milieux de culture induisent la tubérisation chez l’igname et chez la pomme de terre (Forsyth et Van Staden, 1984 ; Banfalvi et al., 1997 ; Jackson, 1999). Selon Ross et al. (1994), une augmentation du contenu en saccharose dans les tissus a lieu pendant le processus de la tubérisation chez la pomme de terre. Les travaux de Takahashi et al. (1995a) chez la pomme de terre ont montré que l'application de JA, qui est bien connu comme étant un fecteur induisant la tubérisation, résulte en une augmentation de la concentration en saccharose dans les tissus. Au cours de leurs travaux, ces auteurs ont mis en culture, après le dosage préalable de leur concentration en saccharose, des disques de tubercules de S. tuberosum, sur un milieu sans saccharose, en présence ou non de 30 pM de JA. Après trois jours de culture, ces chercheurs ont constaté que sur le milieu sans JA, le volume des cellules et la concentration en saccharose étaient restés constants. Par contre, sur le milieu contenant du JA, ils ont noté ime expansion radiale des

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cellules ainsi qu’une concentration en saccharose quatre fois plus élevée que celle observée sur les disques cultivés sur le milieu sans JA. Takahashi et al. (1995a) suggèrent que l'accroissement de la concentration en saccharose dans les cellules provoque une augmentation de la pression osmotique, nécessaire pour l'expansion des cellules des tubercules en formation.

4.2.2.7. Le calcium

Le calcium intervient, en général, dans les voies de transduction des signaux (Bethke et al., 1995 ; Libbenga et Mermes, 1995). Il est également un co-facteur indispensable à certaines activités enzymatiques telles que l’a-amylase (Bush et al., 1993) et la callose synthase (Amor et al., 1995). La littérature ne cite pas de travaux concernant l’effet du calcium sur la tubérisation chez l’igname. Néanmoins, chez la pomme de terre, elle signale que le calcium est impliqué dans le processus de tubérisation, car la tubérisation d'explants de pomme de terre est inhibée par un traitement chélatant le calcium, et un traitement au CaCL restaure la tubérisation (Ewing et Struik, 1992). Les inhibiteurs de la calmoduline inhibent également la tubérisation chez la pomme de terre (Balamani et al., 1986). Il apparaît donc que les ions Ca"^, ainsi que la calmoduline sont nécessaires pour le déclenchement du processus de la tubérisation.

4.3. Aspects biochimiques et moléculaires de la tubérisation

Peu d’informations existent concernant l’aspect biochimique et moléculaire de la tubérisation chez l’igname. Néanmoins, Conlan et al. (1995) ont détecté, au niveau des jeunes tubercules de D. cayenensis en développement, de l’ARNm codant pour la dioscorine, protéme majoritaire dans les tubercules d’igname. Les travaux de Treche et Guion (1979) ont montré

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une augmentation de la concentration en amidon et en protéines totales pendant la maturation des tubercules.

Contrairement à l’igname, chez la pomme de terre, il est bien connu que pendant l’initiation de la tubérisation, plusieurs événements biochimiques et moléculaires sont déclenchés (Taylor et al., 1992a, et b; Lavieville et Sangwan, 1994; Mitsumori et al., 1994). L’analyse protéique des extrémités de stolons des plants de pomme de terre, à différents stades de tubérisation, montre im changement qualitatif et quantitatif des polypeptides pendant l’initiation du processus de tubérisation (Hannapel, 1991; Taylor et al., 1991). Les changements les plus précoces, détectables au moment de l’initiation des tubercules, sont l’accumulation d’amidon et la synthèse de protéines (Duncan et Ewing, 1984 ; Lavieville et Sangwan, 1994), dont la patatine, glycoprotéine majoritaire dans les tubercules de pomme de terre. La corrélation entre la tubérisation et la présence de la patatine a été rapportée par Paiva et al. (1983), ainsi que par l’équipe de Park (1985). Les travaux de Park et al. (1985) chez la pomme de terre ont montré que l’expression de l’ARNm codant pour la patatine, absente au niveau des extrémités des stolons des plants ne présentant aucun signe de tubérisation, augmente rapidement pendant les premiers stades de la tubérisation.

Une étude par immunoblotting menée chez la pomme de terre par Mitsumori et al. (1994) a montré que les inhibiteurs de protéases peuvent également être des marqueurs de la tubérisation. La concentration en inhibiteurs de protéases, élevée au début de la tubérisation, décroît ensuite, et ces inhibiteurs de protéases ne sont plus décelables au niveau des tubercules matures (Mitsumori et al., 1994).

L’analyse de l’ARNm des extrémités de stolons de plants de pomme de terre, au cours de la tubérisation révèle un changement qualitatif et quantitatif, corrélé avec le processus de la tubérisation (Hannapel, 1991 ; Taylor et al., 1991). Chez la pomme de terre, l’équipe de Taylor (1992a et b) a cloné quatre ADNc: TUBg, TUBb, TUBL? et TUBS19 dont l’expression

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augmente au début de la tubérisation, au niveau de l’extrémité du stolon. Le POTMl-1 (l’ADNc correspondant à un gène MADS-box) a montré également une forte expression chez la pomme de terre au début de la tubérisation (Kang et Hannapel, 1996). Le niveau du POTMl-1 étant relativement bas dans les tubercules matures (Kang et Hannapel, 1996).

5. Dormance et germination des tubercules

5.1. DéfînitiGD et caractéristiques de la dormance et de la germination

En dépit du feit que plusieurs chercheurs travaillent sur la dormance, la définition de ce phénomène est très ambiguë, car la dormance ne se manifeste pas de la même manière chez différentes espèces végétales (Suttle, 1996; Bewley, 1997), et que les manifestations qu’elle implique peuvent être constatées dans plusieurs autres circonstances (stress notamment) pendant le développement du végétal. Selon Reust (1986), chez la pomme de terre, la dormance des tubercules se définit comme étant un état p>endant lequel le tubercule est incapable de germer, même lorsqu’il est placé dans de bonnes conditions de germination.

L’équipe de Lang (1987) a proposé une définition générale de la dormance. Selon cette équipe, « la dormance est une suspension temporaire et visible de la croissance de n’importe quelle structure de la plante contenant un méristème ».

Partant de leur définition, et tenant compte des fecteurs causant l’arrêt temporaire de la croissance, Lang et al. (1987) ont classé la dormance en trois catégories ;

- l’endodormance, qui est régulée par des facteurs chimiques endogènes à la structure affectée ;

- la paradormance, qui est régulée par des fecteurs chimiques exogènes à la structure affectée, mais localisés à l’intérieur de la plante. Cette notion implique un signal biochimique spécifique venant d’une autre structure que la structure affectée;

- l’écodormance, qui est régulée par des facteurs environnementaux.

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D’après Suttle (2000), selon les cas, les tubercules de pomme de terre peuvent être classés dans les trois catégories de dormance décrites par Lang et al. (1987) (endodormance, paradormance et écodormance).

Nous pouvons dire également que les tubercules d’igname peuvent être classés dans ces trois catégories de dormance, car dans des conditions naturelles, ces tubercules sont endodormants à la récolte, et ce, jusqu’à une certaine période. Ensuite, plusieurs bourgeons peuvent être initiés au niveau de la partie proximale du tubercule (partie du tubercule la plus proche du collet), mais généralement un seul bourgeon, celui qui est dominant, continue à se développer pour former une plante, et les autres bourgeons restent inhibés (Degras et al., 1977 ; Trouslot, 1985); ils sont dans ce cas, paradormants. Lorsque les tubercules d’igname sont conservés à des basses températures, la germination des bourgeons est empêchée par écodormance.

Notons que la dormance est un processus qui peut être divisé en trois phases distinctes:

l’induction, la maintenance et la levée.

La période de la dormance s’achève qxoand le processus de la germination commence. Dans le cas des graines. Caboche et al. (1998) définissent la germination comme étant la phase de mise en place des mécanismes qui permettent la reprise du développement d’un embryon ayant achevé sa maturation. Dans le cas des tubercules, la germination peut être considérée comme étant la phase de mise en place des mécanismes permettant le développement d’im ou de plusieurs bourgeons sur le tubercule après la phase de la dormance. Dans les tubercules d’igname, durant cette phase transitoire de germination, plusieurs changements physiologiques sont notés (Ravi et Aked, 1996; Suttle, 1996), tels qu’une perte importante d’eau et des réserves en hydrates de carbone, ainsi qu’une intense activité respiratoire.

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5.2. Facteurs affectant la dormance et la germination des tubercules

5.2.1. L’âge physiologique du tubercule

La dormance des tubercules peut être influencée par l’âge physiologique du tubercule. Ce terme est utilisé pour définir le stade de développement du tubercule à la plantation (Wiltshire et Cobb, 1996). Il est influencé principalement par le cultivar, les conditions de culture et le moment de la récolte (Wiltshire et Cobb, 1996). Les études menées chez l’igname ont montré que les tubercules récoltés avant leur complète maturité, ont une période de dormance plus longue que ceux récoltés à l’état mature (Ravi et Aked, 1996).

5.2.2. Facteurs physiques

La dormance et la germination peuvent être influencées par divers facteurs physiques, parmi lesquels, la température est l’un des plus déterminants. Elle affecte la dormance, aussi bien chez l’igname que chez la pomme de terre. La dormance des tubercules d’igname est prolongée lorsque la température de conservation est comprise entre 10 et 20°C (Demeaux et Vivier, 1984; Ravi et Aked, 1996; Suttle, 1996). La dormance des tubercules d’igname est levée par des tenpératures voisines de 5°C. Ainsi, les travaux de Okagami et Tanno (1993) ont montré que la dormance des tubercules d’igname induite par l’acide gibbérellique est levée par une incubation des tubercules à une température de 5°C. Les températures comprises entre 25 et 35°C fevorisent également la levée de la dormance des tubercules chez l’igname (Degras, 1986).

Chez la pomme de terre, les basses tenq)ératures prolongent la durée de la dormance, les températures les plus basses prolongeant cette dormance étant de 2 à 3°C (Suttle, 1996). Selon Wiltshire et Cobb (1996), en considérant une gamme de température de 3 à 20°C, les tubercules de pomme de terre conservés à des feibles températures auront une période de dormance plus longue que ceux conservés à des teirqjératures plus élevées. Notons qu’une

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humidité relative de 60 à 80% et des températures de 16 à 20°C constituent les conditions environnementales favorables pour la germination des tubercules de pomme de terre (Beukema et Van der Zaag, 1990; Rousselle et al., 1996). Chez l’igname, un taux d’humidité élevé (humidité relative supérieure à 70%) induit également la levée de la dormance (Degras, 1986); il en est de même pour l’usage des radiations ionisantes (0,08 à 0,12 KGy) (Demeaux et Vivier, 1984). Les travaux de Kocaçaliskan et al. (1989) ont montré que le courant électrique a également un effet sur la levée de la dormance des tubercules. L’application d’ime différence de potentiel de 50 ou de 100 Voks au niveau des tubercules de pomme de terre peut induire la levée de leur dormance (Kocaçaliskan et al., 1989).

5.2.3. Facteurs chimiques 5.23.1. Les Hormones

La littérature montre que certaines hormones régulent les processus de la dormance et de la germination (Suttle, 1996; Bewley, 1997; Obroucheva et Antipova, 1997).

Chez l’igname, les mécanismes de régulation hormonale de ces processus ne sont pas élucidés. Les travaux de Hasegawa et Hashimoto (1973) ont montré que le niveau endogène d’ABA est élevé dans les tubercules ou les bulbilles dormants, et diminue lors de la levée de la dormance. Cette tendance est la même chez la pomme de terre (Korableva et al., 1980;

Suttle, 1995). Chez l’igname, l’application exogène d’ABA est inefficace sur la prolongation de la dormance (Wickham et al., 1984).

Une application de l’acide 2,4-dichlorophénoxyacétique (2,4-D) sur des tubercules de D.

alata prolonge la durée de la dormance (Degras, 1986). Les travaux de Sukhova et son équipe (1993) chez la pomme de terre, ont montré que la variation du niveau d’acide indolacétique (AIA) pendant la dormance et la germination des tubercules n’est pas significative. Selon

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Wikshire et Cobb (1996), le rôle des auxines sur la dormance chez la pomme de terre n’est pas connu.

L’application de cytokinines (kinétine ou zéatine) (232 ou 456 pM respectivement) sur des tubercules dormants peut permettre une levée précoce de la dormance (Hemberg, 1970). Les cytokinines paraissent plus efficaces lorsqu’elles sont appliquées à la fin de la période naturelle de dormance (Tumbull et Hanke, 1985). Le niveau endogène de cytokinines dans les tubercules de pomme de terre (principalement la zéatine riboside et l’isopentenyladénosine) reste constant pendant la conservatioa Ce niveau augmente durant le processus de germination, et cette augmentation coïncide avec le développement des germes (Sukhova et al., 1993).

En ce qui concerne l’éthylène, selon Okazawa (1974), sa production par les tubercules dormants de pomme de terre, est très faible. Cette production augmente avec l’initiation de la croissance des germes. Les travaux de Suttle (1998) chez la pomme de terre ont montré que l’éthylène joue im rôle dans l’induction de la dormance, mais pas dans la maintenance de cette dormance. En effet, cet auteur a cultivé in vitro des expiants de nœuds de pomme de terre. Le traitement des plants tubérisés par le 2,5-norbomadiene (NBD) (2 à 5 ml/l), un antagoniste de l’éthylène, a permis d’obtenir une germination précoce des microtubercules. Un traitement exogène par l’éthylène supprime l’effet du NBD. Pour être efficace, Suttle (1998) a montré que le traitement au NBD doit être appliqué dès le début de la culture des expiants de nœuds.

L’application en prérécolte de l’éthrel, (dérivé de l’éthylène), prolonge la dormance des tubercules de pommes de terre pendant leur conservation (Sukhova et al., 1993).

L’application de gibbérellines sur des bulbilles ou des tubercules dormants d’igname prolonge la période de dormance (Passam, 1977 et 1978). Les travaux de Okagami et Tanno (1993) ont permis de prolonger la durée de la dormance de plus de 500 jours chez plusieurs espèces de Dioscorea en traitant les tubercules avec une concentration d’acide gibbérellique de 100 pM.

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Au contraire, l’application d’inhibiteurs de biosynthèse de gibbéréllines favorise une germination précoce de tubercules (Tanno et al., 1992). Chez la pomme de terre, la dormance des tubercules est levée par un traitement aux gibbérellines (Wiltshirè et Cobb, 1996), ce qui est tout à fait le contraire de ce que la littérature décrit chez l’igname. Les travaux de Smith et Rappaport (1961), ont montré que la teneur endogène en GA^ augmente avec l’initiation de la germination chez la pomme de terre. Outre le GA3, d’autres gibbérellines ont été détectées au niveau des tubercules au début de la germination, c’est le cas du GAi et du GA20 (Jones et al.,

1988).

5.23.2. Autres facteurs chimiques

Des facteurs chimiques peuvent influencer les processus de la dormance et de la germination des tubercules; c’est le cas du chlorure de chloroéthyl-trimethyl ammonium qui stimule la levée de la dormance chez l’igname (Degras, 1986).

Les travaux de Ireland et Passam (1984) ont révélé un rôle possible des batatasines (composés phénoliques) sur la prolongation de la dormance chez D. alata et chez D. esculenta. Ces auteurs ont constaté que les batatasines s’accumulent rapidement dans les tubercules au début de la dormance, et ce, surtout dans la partie proximale des tubercules ainsi que dans la zone sous-épidermique. Un traitement exogène des tubercules au GA3 cause une augmentation significative du niveau de batatasines et une prolongation de la dormance (Ireland et Passam, 1984).

L’acide phytique semble également prolonger la dormance chez l’igname. Une diminution du taux d’acide phytique est observée dans les tubercules d’igname au cours de leur conservation (Ravi et Aked, 1996).

Chez la pomme de terre, l’apport exogène de certains produits chimiques comme le chlorprophame [chloro- isopropyl-N-phenylcarbamate (CIPC)], le prophame [(isopropyl-N-

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phenylcarbamate) (IPC)], le tecnazene (l,2,3,5-tetrachloro-3-nitrobenzene), l’hydrazide maléique, ou le méthylnaphthalène, prolonge la dormance des tubercules (Wiltshire et Cobb, 1996).

La revue bibliographique que nous venons de présenter sur les fecteurs influençant les processus de la dormance et de la germination des tubercules, montre que l’ABA inhibe la germination des tubercules chez l’igname et chez la pomme de terre. Les cytokinines stimulent ce processus chez la pomme de terre. Le rôle des cytokinines sur la dormance et la germination chez l’igname n’est pas connu. Les gibbérellines stimulent la germination chez la pomme de terre, mais elles prolongent la dormance chez l’igname. Le 2,4-D prolonge la durée de la dormance chez l’igname. Quant aux autres auxines, leur rôle sur les processus de la dormance et de la germination des tubercules chez l’igname et chez la pomme de terre n’est pas connu. L’éthylène induit la dormance chez la pomme de terre.

5.3. Aspects biochimiques et moléculaires de la dormance et de la germination des tubercules

Sur le plan biochimique, la dormance est présentée comme étant le résultat de la déficience des voies métaboliques primaires qui conduit à la rareté des métabolites essentiels à la croissance et au développement des plantes (Rappaport et Wolf^ 1969).

Les tubercules dormants, bien qu’incapables de soutenir la croissance, sont néanmoins métaboliquement actifs, car durant cette période de dormance, plusieurs activités métaboliques p>euvent être notées (Suttle, 1996). Loin d’être métaboliquement quiescents, les tubercules dormants réagissent aux stimuli abiotiques et biotiques externes. Par exemple, des blessures au niveau d’un tubercule de pomme de terre dormant induisent des stimulations massives et variées de processus cellulaires, dont la respiration, la synthèse d’éthylène, de

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protéines et d’acides nucléiques (Kahl, 1978 ; Bostock et Stenner, 1989). L’exposition des tubercules donnants de pomme de terre au Phytophtora infestons ou à son éliciteur présumé, l’acide arachidonique, induit la synthèse de phytoalexines (Choi et al., 1992).

Contrairement au processus de la tubérisation, peu d’études liées à la dormance et à la germination des tubercules ont été entreprises sur les aspects biochimiques et moléculaires.

Néanmoins, les travaux de Macdonald et Osbome (1988) ont montré que pendant la dormance, les tubercules de pomme de terre continuent à synthétiser de 1’ ADN, de l’ARN et des protéines au niveau de leurs bourgeons. L’intensité de cette synthèse augmente au moment de la levée de la dormance et pendant la germination des tubercules. Selon Ewing et Struik (1992), la palatine, une glycoprotéine toujours présente dans les tubercules de pomme de terre, semble jouer le rôle de protéine de stockage et de pourvoyeur d’azote pendant la germination et aussi pendant les premiers stades de développement des plants. Selon Racusen (1983), le taux de palatine reste constant pendant la conservation des tubercules, jusqu’au moment du développement des germes sur les tubercules.

Plusieurs études réalisées au niveau biochimique et moléculaire n’ont pas permis de détecter de r ARNm ou des protéines spécifiques au phénomène de la dormance des tubercules chez la pomme de terre (Désiré et al., 1995b). Les processus biochimiques et moléculaires qui régulent le phénomène de la dormance chez la pomme de terre restent incoimus (Suttle, 2000).

Au niveau du cycle cellulaire, les travaux de Campbell et al. (1996) chez la pomme de terre, basés sur la cytofluorimétrie de flux, ont montré qu’environ 70 % de noyaux de cellules de méristèmes (yeux) de tubercules endodormants sont bloqués en phase Gj du cycle cellulaire (la phase Gi du cycle cellulaire étant la phase qui précède la réplication de l’ADN).

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Comme pour la tubérisation, les aspects biochimiques et moléculaires des processus de la dormance et de la germination restent à étudier chez l’igname. Néanmoins, chez cette plante, la httérature décrit que la concentration en protéines totales augmente au cours de la conservation de tubercules (Treche et Agbor-Egbe, 1996). Les travaux de Wellington et Ahmad (1993, 1994) ont montré que chez D. alata et chez D. cayenensis, l’initiation de la germination des fragments de tubercules est corrélée avec l’augmentation de la concentration en glutathion. Le rôle joué par le glutathion sur la germination chez l’igname n’est pas décrit dans la littérature.

6. Rôle et effet des jasmonates chez les végétaux

6.1. Généralités

Les jasmonates sont largement répandus chez les végétaux (Meyer et al., 1984 ; Sembdner et Parthier, 1993). Ils ont été détectés dans toutes les parties de la plante, surtout dans les tissus en croissance comme les apex de tiges, les jeunes feuilles, les fixiits immatures et les

extrémités de jeunes racines (Vick et Zimmerman, 1984 ; Sembdner et al., 1990).

Les jasmonates sont connus comme étant impliqués dans plusieurs phénomènes morphologiques, physiologiques et moléculaires chez les végétaux. La littérature décrit que le niveau d’acide jasmonique (JA) (Figure 3) endogène augmente chez les végétaux, en réponse à un stimulus externe tel que la blessure (Creelman et al., 1992; Albrecht et al, 1993), les forces mécaniques (Falkenstein et al., 1991), les attaques par des agents pathogènes (Gundlach et al., 1992) et le stress osmotique (Kramell et al, 1995; Lehmann et al., 1995).

L’application exogène des jasmonates chez les végétaux peut également induire des réponses aux niveaux morphologiques, physiologiques et moléculaires. Les jasmonates sont capables d’induire la fermeture des stomates (Sembdner et Gross, 1986 ; Sembdner et al., 1989). Ils peuvent également induire la sénescence, l’abscission des feuilles, la dégradation de la

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chlorophylle, la réduction de l’activité photosynthétique, la dégradation de la ribulose-1, 5- bisphosphate carboxylase, ainsi que l’inhibition de la biosynthèse de cette dernière (Weidhase et al., 1987 ; Popova et al., 1988 ; Parthier, 1991; Staswick, 1995). Les jasmonates peuvent induire la synthèse d’autres protéines. Cependant, la fonction de ces protéines n’a été élucidée que dans peu de cas (Sembdner et Parthier, 1993). Ces protéines peuvent être classées en deux groupes: les protéines de réserve et les protéines impliquées dans la défense des cellules végétales contre les pathogènes (pathogenesis related proteins, PR) et les stress physiques et chimiques (Sembdner et Parthier, 1993). Parmi les protéines induites par le JA, dont la fonction est connue, on peut citer la lipoxygénase chez le soja (Bell et Mullet, 1991), et les inhibiteurs de protéases chez la tomate et chez la pomme de terre (Farmer et al., 1992; Pena- Cortés et al., 1992).

O

Figure 3. Structure chimique de l’acide jasmonique (Nojiri et al., 1992)