Mise en évidence de l'activité des ribosomes-QDs

Pour avoir une preuve absolue de l'activité des ribosomes mutés en molécule unique, notre stratégie consiste à colocaliser la protéine traduite par le ribosome avec le QD xé au ribosome. Pour visualiser la protéine, deux possibilités ont été envisagées. L'une consiste à incorporer des acides aminés marqués d'un uorophore à la protéine en cours de traduction : les lysines Bodipy- Fl. L'autre est de faire traduire une protéine uorescente à maturation rapide, l'emGFP. Marquage des acides aminés La première stratégie pour prouver l'activité de nos ribosomes mutés en molécule unique a été testée au tout début de ma thèse. Celle-ci consiste à localiser la protéine synthétisée par un uorophore, le Bodipy-Fl, xé sur chacune des lysines incorporées, et de colocaliser son signal avec celui du QD. Des ARN de transfert de la lysine, chargés avec des lysines déjà marquées par le Bodipy-Fl sont disponibles commercialement (FluorotectT M

GreenLys in vitro Translation Labeling System, Promega). La taille de ce uorophore est suf-

samment petite pour entrer dans le tunnel de sortie du ribosome sans trop perturber son activité.

Pour ces expériences, nous avons synthétisé un ARNm comprenant du côté 5' la séquence Shine Dalgarno ainsi que le codon start AUG, et du côté 3' une quarantaine d'adénines dont chaque triplet code pour une lysine marquée. Cet ARNm est en plus biotinylé en son extrémité 3', permettant de l'accrocher directement à la surface sans l'intermédiaire d'un oligonucléotide ADN biotinylé, et ne comprend pas de codon STOP.

Figure 5.14  Traduction d'un ARNm Poly-Adénines dans un microtube avec une reconstitu- tion des facteurs de la traduction. Le résultat de la traduction est ensuite injecté dans la cellule microuidique. On obtient à gauche : du signal des QDs xés aux ribosomes en l'absence du facteur d'élongation, l'EF-G, nécessaire au ribosome pour avancer sur l'ARNm. A droite : l'ab- sence de signal lorsque l'EF-G est présent avec les autres facteurs de la traduction. Ce dernier résultat laisse suggérer une activité traductionnelle du ribosome dans le mélange des facteurs de la traduction.

Les premières expériences de traduction ont été eectuées dans un microtube contenant une reconstitution des facteurs de la traduction avec notamment de l'EF-G et des ARNt-Lysine- Bodipy-Fl (voir en annexe pour le détail du protocole). Le résultat a ensuite été injecté sur les surfaces fonctionnalisées. En l'absence du facteur d'élongation EF-G, nécessaire aux ribosomes

pour avancer sur l'ARNm, ces derniers s'accrochent bien à la surface via l'ARNm, tandis qu'en présence de l'EF-G nous n'observons pas, ou peu, de signal des QDs à la surface (voir gure 5.14). Ces tests ont été réalisés plusieurs fois avec le même résultat. Deux hypothèses peuvent expliquer ces observations. La première serait que la biotine, d'une taille similaire à celle de l'adénine, soit entrée dans le ribosome à l'issue de la traduction, ne donnant pas accès à l'avidine de la surface et empêchant donc sa xation. La seconde serait que le ribosome ne soit pas stable sur la séquence poly-adénines et se dissocie de l'ARNm. Dans les deux cas, cela signie que les ribosomes sont actifs dans ce mélange des facteurs de la traduction contenant comme seuls acides aminés les lysines marquées.

Les expériences de traduction en cellule microuidique pour colocaliser le signal des QDs avec celui des Lysines marquées, n'ont quant à elles pas donné de résultats concluants. Lors de l'injection des facteurs de la traduction, contenant les lysines-Bodipy-Fl à 20 nM, les QDs restent xés à la surface et aucun signal de Bodipy-Fl colocalisé n'est visible après rinçage, ce qui laisse suggérer que la traduction n'a pas lieu. Une possibilité serait que la longueur de l'ARNm soit trop courte et par conséquent le ribosome trop proche de la surface pour pouvoir avancer sans être gêné. On soulignera ici la diculté de ces expériences, notamment pour visualiser la protéine traduite. Deux facteurs rendent en eet l'identication des Lysines- Bodipy-Fl incorporées délicate, d'une part à cause des propriétés photophysiques modestes du Bodipy-Fl qui compliquent son identication parmi le bruit d'autouorescence de l'aminosilane aux mêmes longueurs d'onde, et d'autre part à cause des accroches non spéciques rencontrées avec l'utilisation des ARNt-Lysine-Bodipy-Fl, malgré l'utilisation de surfaces PEG. Les résul- tats récents obtenus avec l'utilisation du système ROXS pour augmenter la durée de vie et le nombre de photons émis par le Bodipy-Fl (voir chapitre 4), ainsi que les améliorations du protocole de chimie de surface (voir chapitre 3) réduisant l'autouorescence de l'aminosilane, devraient améliorer la détectivité pour les prochaines expériences.

Protéines uorescentes Une deuxième stratégie a été utilisée pour visualiser la uorescence d'une protéine synthétisée par le ribosome, nous nous sommes pour cela inspirés des travaux de Katranidis et al. [42] ainsi que de Uemura et al. [41]. Nous nous inspirons des premiers auteurs pour la séquence de l'ARNm traduite par le ribosome qui code pour une emGFP, une protéine uorescente à maturation rapide (<5 minutes), ainsi que pour une courte chaîne peptidique permettant de relier, via le tunnel de sortie, le site peptidyl transferase du ribosome à la séquence peptidique de la protéine uorescente (sortie du ribosome), tandis que nous nous inspirons des seconds auteurs pour la séquence d'arrêt permettant de stabiliser le ribosome sur l'ARNm, une fois la protéine traduite, et ainsi de laisser le temps à la protéine de maturer (et ainsi devenir uorescente) tout en restant colocalisée au QD du ribosome xé à la surface. A ce stade de ma thèse nous avons toutefois commencé à manquer de ribosomes mutés et ces expériences ont alors été réalisées sur deux types de ribosomes : soit mutés et dans ce cas la protéine est, comme nous venons de le dire, colocalisée avec le QD, ou soit sauvages et dans ce cas la protéine est colocalisée avec le signal d'un oligonucléotide ADN marqué d'un uorophore, l'ATTO647N, hybridé sur une séquence non traduite de l'ARNm.

Ces expériences n'ont toutefois pas encore été concluantes. Elles sont en eet plus délicates à réaliser du fait que l'ecacité de la séquence d'arrêt n'est pas de 100% et dépend de la température et des concentrations des extraits cellulaires. Une dilution d'un facteur 2 du RTS par rapport au protocole conseillé par le fournisseur, ainsi qu'une température de 22C donnent, en mesure d'ensemble, une ecacité de la séquence d'arrêt optimale. Nous avons également

tenté de faire la traduction dans un microtube puis d'injecter le résultat sur nos lamelles, mais là encore les résultats ne sont pas concluants, ce qui laisse penser que soit la tradution n'a pas eu lieu, soit les ribosomes ne sont pas susamment stables sur la séquence d'arrêt. Une diculté supplémentaire vient, de la même façon qu'avec les expériences impliquant l'utilisation des Lysines-Bodipy-Fl, du fond d'autouorescence de l'aminosilane utilisé pour fonctionnaliser les surfaces et y xer le PEG. Ce fond émet aux mêmes longueurs d'onde que la uorescence de l'emGFP et rend donc l'identication d'une protéine unique dicile. Ici aussi les optimisations récentes des protocoles de silanisation devrait améliorer la détectivité de la protéine uorescence pour les prochaines expériences.

5.3.3 Conclusions et perspectives

Au travers de cette section sur l'étude du ribosome procaryote, nous avons exploré plusieurs stratégies pour observer la traduction de ribosomes mutés en molécule unique. La mutation de la protéine L22 ou L4 sur la grande sous-unité nous permet de xer un nanocristal semiconducteur (QD) et ainsi d'observer la présence des ribosomes sur des surfaces pegylées sur de longues durées. Ces ribosomes marqués sont complexés sur un ARNm attaché à la surface, puis les extraits cellulaires sont injectés dans la cellule microuidique pour observer la traduction. La n de cette traduction, qui correspond au décrochage du ribosome de l'ARNm lorsque le ribosome atteint le codon stop, étant mise en évidence par la disparition du QD de la surface de l'échantillon, nous avons pu mesurer une vitesse de traduction de 6 acides aminés par seconde pour de tels ribosomes. Cette activité traductionnelle du ribosome est soutenue par un contrôle dans lequel un antibiotique, l'érythromycine, est ajouté aux extraits cellulaires inhibant la traduction.

An de prouver sans ambiguïtés l'activité de ces ribosomes mutés, nous avons cherché à colocaliser la protéine traduite avec la uorescence du QD. Pour ce faire nous avons testé deux stratégies. La première consiste à incorporer des acides aminés marqués dans la protéine en croissance. Ces acides aminés sont commercialisés sous la forme d'ARN de transfert portant une lysine marquée du Bodipy-Fl. Les premières expériences de traduction en microtube ont montré que les ribosomes étaient actifs dans un mélange reconstituant les facteurs de la traduction et uniquement les acides aminés marqués. Les tests de traduction eectués en cellule microui- dique n'ont par contre pas été concluants. Une cause possible serait la taille trop courte de la séquence du poly-adénines à traduire, qui ramènerait le ribosome trop près de la surface pour qu'il soit actif. Malgré ce test négatif, l'utilisation d'acides aminés marqués reste une approche avec un grand potentiel pour étudier la traduction. En combinant le système ROXS décrit dans le chapitre 4 à nos expériences de traduction, nous pourrions observer l'incorporation des Bodipy-Fl en temps réel tout en prouvant l'activité du ribosome. Un premier test a toutefois montré un problème de compatibilité entre le PCD et la traduction (la traduction dans le RTS étant inhibée en présence du PCD), mais une purication de cette enzyme, voire un remplace- ment du système enzymatique PCA/PCD (consommant l'oxygène) par une solution à base de galactose oxydase [124], pourront être envisagés pour solutionner ce problème.

La deuxième conguration testée pour prouver formellement l'activité de nos ribosomes consiste à traduire une protéine uorescente à maturation rapide, l'emGFP, stabilisée avec le ribosome sur l'ARNm par une séquence d'arrêt sur ce dernier. Du fait de la faible ecacité de cette séquence d'arrêt ainsi que du fond de uorescence de la lamelle, nous n'avons pas été en mesure de colocaliser les signaux désirés. Les optimisations récentes des protocoles de fonctionnalisation de la lamelle pour accrocher notre système biologique ont permis de

diminuer ce fond de uorescence, ce qui facilitera les futures expériences pour l'identication de la protéine uorescente en molécule unique. Les expériences à venir consisteront à visualiser la uorescence d'une autre protéine à maturation rapide, la YFP (Venus), dont la séquence d'arrêt a montré en mesure d'ensemble une meilleure ecacité, et dont le spectre d'émission, décalé vers le jaune par rapport à celui de l'emGFP, facilitera son observation.

Ces ribosomes mutés présenteront également un grand intérêt pour l'étude de la traduction par pince optique. Le marquage par GST sur la grande sous-unité pourrait être utilisée (ou remplacée par un autre type de marquage ayant une meilleure anité avec son anticorps) pour accrocher le ribosome sur une bille ou une surface et de suivre la traduction en mesurant les déviations d'une autre bille piégée et xée à l'extrémité 3' de l'ARNm.

5.4 Etude de la cinétique de traduction du ribosome eucaryote