MÉTHODES
Certaines méthodes peuvent être utilisées uniquement pour la récolte de données qualitatives, tandis que d’autres, plus standardisées, peuvent être employées aussi bien dans le cadre d’un échantillonnage qualitatif, que pour une analyse quantitative des communautés. Dans ce second cas, les surfaces ou volumes prélevés et les méthodes employées sont standardisés de façon à assurer leur reproductibilité dans le temps et l’espace. Ainsi, une comparaison de plusieurs stations de prélèvement ou de plans d’eau peut être réalisée.
Quelques préconisations générales sont données pour l’ensemble des méthodes.
- La taille des mailles de filets ou filtres recommandée est variable selon l’objectif de l’étude et les groupes visés. En effet, les oligochètes nécessitent des vides de maille de 250 à 300 μm. Cependant, si les taxons de très petite taille, tels que les oligochètes, ne sont pas visés, il est préférable d’augmenter la largeur des mailles car des filets trop fins entraîneront des échantillons pollués par du substrat et des débris divers. Pour ce deuxième cas de figure, un vide de maille de 450 à 500 μm semble être un bon compromis (TACHET et al., 2000, GRANT et al. 2002).
- Les échantillons étant généralement déterminés après récolte sur le terrain, ils seront conservés dans de l’alcool à 70 °, ou éventuellement du formol à 4 % devant être manipulé avec précaution.
- Le rang taxonomique utilisé pour les déterminations doit être choisi en fonction des objectifs de l’étude. Dans certains cas, le rang de la famille ou du genre peut être suffisant, tandis que dans d’autres, le rang de l’espèce sera indispensable pour étudier finement certains critères tels que l’impact d’une pollution par exemple.
- Les techniques d’échantillonnage proposées sont destructrices. Elles doivent donc être utilisées avec parcimonie. Elles ne devront notamment pas induire la destruction, l’altération ou la dégradation totale des habitats et des populations des communautés animales.
En milieu lotique*, les stations de prélèvement sont souvent définies par des tronçons dont la longueur représente approximativement dix fois la largeur du cours d’eau. En milieu lentique*, les plans d’échantillonnage sont plus variés et dépendent des objectifs poursuivis : répartition des stations de prélèvement de façon à obtenir une bonne représentativité des différents types d’habitats existants, ciblage sur un microhabitat spécifique, échantillonnage aléatoire... Concernant les périodes d’échantillonnage, en milieux lentiques*
profonds, le début du printemps semble le plus adapté (période d’homogénéisation thermique printanière des eaux, entre mars et mai selon l’altitude) (vERNEAUx et al., 2004). Dans les autres cas, les périodes de basses eaux seront généralement privilégiées mais les dates précises sont à adapter à chaque cas en fonction des objectifs de l’étude, du contexte du site, de l’altitude… Il sera par ailleurs préférable de laisser un délai de quelques semaines après les périodes de crues en raison de la forte turbidité et du remaniement général du substrat (circulaire DCE*, 2007, STARCk et al., 2001).
Échantillonnage au troubleau ou à l’épuisette - Cette technique vise l’ensemble des macroinvertébrés (benthiques*, de la colonne d’eau, épiphytes*).
Elle est couramment employée en milieu d’eau courante notamment dans le cadre de l’IBGN [fiche 33] mais peut également être utilisée en eau stagnante. Des va-et-vient avec le troubleau ou l’épuisette sont réalisés en formant des huit dans toutes les dimensions. Les tiges et les substrats submergés peuvent également être raclés à l’aide du cadre métallique afin de récupérer les individus qui y sont accrochés. Le contenu du troubleau est ensuite trié et les macroinvertébrés y sont prélevés. Cette méthode peu standardisée permet difficilement de comparer les résultats obtenus entre stations ou entre plans d’eau (sauf dans les cas où les surfaces prospectées, et notamment raclées, sont clairement définies et bien respectées).
Prélèvement et examen des microhabitats (végétation aquatique, substrats rocheux…) Cette technique concerne uniquement les individus fixés sur des supports naturels.
Elle consiste à prélever de la végétation aquatique et à soulever des pierres, morceaux de bois et autres substrats afin de les examiner et de récolter les individus présents. Les éléments récoltés peuvent être placés dans un filet ou une épuisette avant d’être sortis de l’eau, afin d’éviter la perte d’individus. Une adaptation d’un dispositif de type filet Surber pour le milieu lentique* peut également être réalisée pour prélever les individus
fixés sur un substrat benthique* et les projeter à l’intérieur du filet. Cette adaptation consiste à fixer un coffre en bois à trois côtés pour éviter la dispersion du substrat et des individus lors de la récolte (CUCHERAT, 2003). Elle ne peut toutefois être utilisée que sur des zones peu profondes.
Lorsque les surfaces ou les volumes prospectés sont clairement définis et bien respectés, cette
méthode peut éventuellement être utilisée pour une approche quantitative.
Plongée et utilisation d’un aquascope - Ces techniques de recherche à vue en milieu aquatique peuvent présenter une efficacité variable selon le type de milieux (limpidité, profondeur…) mais peuvent être suffisantes dans certains cas ou lorsque des groupes bien précis sont recherchés.
Elles sont notamment employées dans le cadre de la recherche de bivalves* d’eau douce [fiche 9].
Elles semblent toutefois moins courantes en milieu lentique* et pour les individus mobiles.
Substrats artificiels - Ils visent principalement les espèces benthiques* et épiphytes*.
Ils peuvent être constitués de différents matériaux qui imitent ou remplacent les substrats naturels utilisés par les macroinvertébrés. L’utilisation de substrats artificiels identiques présente l’avantage de pouvoir comparer les résultats de diverses stations. Quelques exemples de substrats employés : cailloux et graviers enfermés dans une cage en grillage, brosse, plante artificielle, tampon à récurer, plaques posées sur le substrat, briques perforées. Il est généralement recommandé de poser ces substrats durant 2 semaines et d’éviter la perte d’individus lors de la récolte en les enveloppant d’un sac ou en les glissant dans un filet au moment de les sortir de l’eau (GRANT et al.
2002 et LAPRUN, 2008).
Nasses - Elles visent les espèces mobiles de la colonne d’eau et peuvent être constituées de différents systèmes. Citons notamment l’utilisation de bouteilles en plastique dont le tiers supérieur est retourné vers l’intérieur pour former un entonnoir, ou la confection de nasses en grillage à mailles fines
avec un entonnoir à chaque extrémité. La durée de pose recommandée peut être variable selon les auteurs (24 h à 2 semaines) car, en cas de pose trop longue, il est noté le risque de prédation au sein des nasses par de petits poissons ou autres invertébrés prédateurs.
Figure 23 bis Flotteur
(pour eaux profondes)
Cage en fil de fer
(maille de 1 à 2 cm)
Cailloux et gravier
Environ 20 cm
Exemples de substrats artificiels (GRANT et al. 2002 et LAPRUN, 2008)
MACRO-INVERTÉBRÉS
Adaptation d’un dispositif de type Surber au milieu lentique* (cucherat, 2003)
X. Cucherat
M. Parisot-Laprun
12
Figure 24
Figure 25
Piège à émergence (GRANT et al. 2002)
Cylindre échantillonneur (GRANT et al. 2002)
Échantillonneurs à volume fixe - Ces échantillonneurs permettent de prélever un volume fixe d’eau avec les individus qu’il contient. Ils visent donc les espèces mobiles au sein de la colonne d’eau. Des systèmes permettent de déclencher le prélèvement à une profondeur précise. Bien que cette technique soit plus couramment employée pour échantillonner le plancton aquatique, elle peut également être utilisée pour les macroinvertébrés.
Pièges à émergence - Cette technique a pour objectif de récolter soit des exuvies*, soit la phase aérienne des espèces (imagos*), provenant de la transformation de larves aquatiques. Dans le cadre de cette technique, la détermination s’effectue alors soit sur les exuvies, soit sur les imagos.
Dans le cas de la récolte des exuvies, les pièges à émergence peuvent être constitués d’un support placé dans l’eau sur lequel les larves vont se fixer pour leur métamorphose en imagos.
Ce support peut être un simple piquet ou une branche mais l’emploi d’un grillage fixé de façon à être mi-émergé, mi-immergé est plus courant.
Cette technique est généralement employée pour les odonates [fiche 14], ou dans certains cas pour les éphéméroptères. Dans le cas de la récolte directe des imagos, des dispositifs flottants constitués d’une pyramide grillagée placée à la surface de l’eau et surmontée d’un récipient de collecte pour la réception des imagos dans un liquide conservateur sont utilisés.
Prélèvements de sédiments - Cette technique vise uniquement les espèces benthiques* vivant au sein des sédiments.
Les prélèvements peuvent être réalisés à l’aide d’une drague ou d’une benne. Ils consistent alors à prélever un certain volume de sédiments (sur quelques centimètres de profondeur) puis de le filtrer et trier afin de récolter les macroinvertébrés présents. Cette technique est notamment utilisée dans le cadre de l’Indice Oligochètes de Bio-indication lacustre [fiche 40].
Un cylindre échantillonneur peut également être
employé : il est enfoncé dans le substrat sur quelques centimètres de profondeur puis des mouvements rotatifs sont réalisés, l’eau entrant dans le cylindre permettant d’entraîner les individus vers le filet et le flacon de collecte. Cette technique est utilisée en milieu lotique* car elle nécessite un courant. Enfin, on peut également utiliser une épuisette dont le cadre est enfoncé sur quelques centimètres de profondeur dans les sédiments et qui est poussée vers l’avant sur une distance déterminée.
(verre ou plastique transparent)
Sens du courant
Échantillonnage à la dérive - Utilisée uniquement en milieu d’eau courante, cette technique permet de filtrer l’eau pénétrant dans un filet. L’ensemble des individus récoltés pendant une durée de pose définie sont ensuite récupérés
dans un flacon collecteur. Le filet et le flacon peuvent par exemple être vidés à intervalles de temps réguliers et des densités d’individus peuvent être calculées à partir du nombre récolté et du débit du cours d’eau.
Figure 26 Filet rectangulaire pour échantillonnage à la dérive (GRANT et al. 2002)
!
Piquet
Filet échantillonneur rectangulaire
Filet Flacon à échantillons Cadre métallique
(découpé dans un baril de pétrole)
Sens du courant
Protocole utilisé dans le cadre du programme ROSELIERE
Un protocole standardisé regroupant plusieurs techniques est proposé au sein du programme ROSELIERE pour le suivi des plans d’eau issus de l’extraction de granulats. Cette méthode a l’avantage de coupler plu-sieurs techniques dans un dispositif unique composé de trois modules :
- un ensemble de substrats artificiels constitué d’une brosse en chiendent et d’une brique perforée permet-tant d’échantillonner les espèces benthiques ;
- une nasse bouteille comme présenté ci-dessus visant les espèces de la colonne d’eau ; - un piège à émergence, sous forme de grillage, pour la récolte des exuvies d’odonates.
Pour faciliter la pose et le transport, l’ensemble est fixé sur un piquet qui est placé à une profondeur d’1 mètre au sein du plan d’eau. Seule la brique reste indépendante et est placée à proximité du piège à plus faible profondeur. L’ensemble du dispositif reste en place durant deux semaines. Afin d’éviter la perte d’individus lors de la relève, une bourriche de pêche ou un filet est placé sous et autour du piège au moment de le sortir de l’eau.
MACRO-INVERTÉBRÉS
M. Parisot-Laprun M. Parisot-Laprun
12
Caractéristiques d’application de l’inventaire des macroinvertébrés
Tableau 15
Méthodes
Méthodes qualitatives Coups de troubleau ou
épuisette Microhabitats Plongée et aquascope
Domaines
d’application Tous les milieux aquatiques Milieux aquatiques peu profonds
Milieux aquatiques suffisamment limpides
Limites Espèces de sédiments non échantillonnées
Espèces de la colonne d’eau et de sédiments non
échantillonnées
Limitée par la visibilité
Compétences
artificiels Nasses Échantillonneurs à volume fixe
Tous les milieux aquatiques
Tous les milieux aquatiques
Tous les milieux aquatiques vivant dans les
sédiments
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R. Lecomte (Encem)