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Chapitre 1 Introduction générale

4.3 Poursuite du projet sur un modèle animal

L’évaluation des pansements biologiques faits de CSTA ou de tissu adipeux sur un modèle animal constitue la prochaine étape de ce projet. Tel que discuté, le modèle in vitro permet de mettre en évidence les effets possibles des pansements, mais certains paramètres limitent les conclusions qui peuvent être tirées. Il est donc nécessaire d’utiliser un modèle animal afin de confirmer ou non le potentiel des pansements de CSTA ou de tissu adipeux tout en reproduisant le plus fidèlement possible l’utilisation clinique envisagée.

Plusieurs types d’animaux ont déjà été utilisés pour l’évaluation des effets des CSTA sur la guérison des plaies de la peau, tel que revu à la section 1.3.1 et 1.3.2. Certains auteurs ont utilisé des animaux sans pathologie particulière tandis que d’autres ont choisi des animaux irradiés, ischémiques ou diabétiques.

Les souris diabétiques offrent un modèle d’étude particulièrement intéressant pour l’évaluation des pansements biologiques. Le diabète est la cause la plus répandue d’ulcères chroniques chez l’homme et son mécanisme pathologique est particulièrement susceptible de répondre à une intervention favorisant potentiellement l’angiogenèse. De bonnes études récentes ont d’ailleurs utilisé ce modèle pour évaluer le potentiel des CSTA dans la guérison des plaies (Amos et al., 2010, Nambu et al., 2009). L’évaluation du potentiel des cellules adipeuses appliquées directement sur une plaie diabétique animale n’a jusqu’à ce jour jamais été évaluée, ce qui constitue un intérêt supplémentaire à utiliser ce modèle.

La contraction est un mécanisme de guérison particulièrement actif chez les rongeurs et il sera essentiel de réduire son impact afin de pouvoir reproduire le plus fidèlement possible la guérison humaine (Davidson, 1998). Une technique couramment

utilisée dans la littérature consiste à ancrer les marges de la plaie à l’aide d’une rondelle de silicone afin de retenir la peau saine en périphérie de la plaie. Cette technique est relativement simple à réaliser et peut être accomplie à faible coût. Une autre alternative dans l’évaluation des pansements serait le porc, mais les coûts reliés à l’utilisation de ces animaux restreignent la faisabilité d’utiliser une telle technique (Galiano et al., 2004).

La manière dont le pansement est utilisé sur les animaux est une autre considération importante. En clinique, les pansements synthétiques servant à recouvrir des plaies chroniques sont généralement changés trois fois par semaine. Il serait donc raisonnable de procéder à l’étude animale des pansements de CSTA et de tissu adipeux en les changeant à tous les deux jours tel que réalisé précédemment in vitro. Il demeure essentiel de tenter d’optimiser la durée de vie de ces pansements afin d’éventuellement en faire une alternative clinique encore plus attrayante et pratique à utiliser.

Enfin, l’utilisation de souris diabétiques comme modèle serait une occasion idéale de tenter de protéger davantage la surface externe des pansements adipeux ou de CSTA. L’utilisation d’un adhésif servant à la fois de protection pour le pansement et de support pour son maintien en place permettra peut-être d’optimiser son effet et de préserver son épaisseur initiale.

Le projet actuel a permis d’adapter un modèle de guérison des plaies in vitro à l’utilisation et l’évaluation de pansements biologiques. Il a également été possible de caractériser les forces et les faiblesses du modèle pour l’étude de l’efficacité de ces pansements sur le phénomène de réépithélialisation.

L’utilisation des techniques de culture bien établies par Dre Fradette a également permis de concevoir avec succès des pansements biologiques faits de CSTA ou de tissu adipeux par la technique d’auto-assemblage. Ces pansements se sont avérés être robustes et faciles d’utilisation. L’utilisation des CSTA, une source abondante et accessible de cellules souches, constitue une avenue de choix afin de permettre la création de technologies de pointe en guérison des plaies.

La recherche actuelle et la littérature suggèrent que le tissu adipeux pourrait avoir un effet bénéfique sur la guérison des plaies. Le tissu adipeux pourrait être utilisé en complément ou alternativement aux fibroblastes dermiques pour la production de recouvrements autologues utiles dans le traitement des plaies cutanées comme des ulcères diabétiques. Les pansements contenant des adipocytes semblent avoir un potentiel au moins équivalent à ceux faits de fibroblastes dermiques, soit le type cellulaire actuellement utilisé dans la plupart des pansements biologiques disponibles commercialement.

De plus, la quantification de molécules bioactives confirme que les CSTA et le tissu adipeux produisent des facteurs proangiogéniques susceptibles de favoriser la guérison de plaies pathologiques in vivo tels que les ulcères diabétiques. La mise en évidence d’une considération majeure, l’exposition à l’air, dans l’efficacité et la durabilité des pansements oriente les améliorations prioritaires à apporter au concept de pansement biologique pour des études in vitro futures. La présente recherche confirme que la guérison des plaies en présence de pansements biologiques semble se dérouler de manière organisée.

La pertinence d’évaluer les pansements de CSTA et les pansements adipeux sur un modèle animal est importante. Cette démarche constitue la prochaine étape afin de caractériser pleinement l’effet de ces pansements. Le potentiel de cette technologie pour le traitement des ulcères chroniques est grand et mérite d’être approfondi dans un futur proche.

Bibliographie

ADAMSON, R. 2009. Role of macrophages in normal wound healing: an overview. J

Wound Care, 18, 349-51.

AHN, S. T. & MUSTOE, T. A. 1990. Effects of ischemia on ulcer wound healing: a new model in the rabbit ear. Ann Plast Surg, 24, 17-23.

ALTMAN, A. M., YAN, Y., MATTHIAS, N., BAI, X., RIOS, C., MATHUR, A. B., SONG, Y. H. & ALT, E. U. 2009. IFATS collection: Human adipose-derived stem cells seeded on a silk fibroin-chitosan scaffold enhance wound repair in a murine soft tissue injury model. Stem Cells, 27, 250-8.

AMOS, P. J., KAPUR, S. K., STAPOR, P. C., SHANG, H., BEKIRANOV, S., KHURGEL, M., RODEHEAVER, G. T., PEIRCE, S. M. & KATZ, A. J. 2010. Human adipose-derived stromal cells accelerate diabetic wound healing: impact of cell formulation and delivery. Tissue Eng Part A, 16, 1595-606.

AOKI, S., TODA, S., ANDO, T. & SUGIHARA, H. 2004. Bone marrow stromal cells, preadipocytes, and dermal fibroblasts promote epidermal regeneration in their distinctive fashions. Mol Biol Cell, 15, 4647-57.

ARAS, M. 2011. Diabète : Le Canada à l'heure de la remise en question : Tracer une nouvelle voie. Plein Soleil, 53, 9-11.

AUGER, F. A., LOPEZ VALLE, C. A., GUIGNARD, R., TREMBLAY, N., NOËL, B., GOULET, F. & GERMAIN, L. 1995. Skin equivalent produced with human collagen. In Vitro Cellular & Developmental Biology Animal, 31, 432-439.

AUMAILLEY, M. & KRIEG, T. 1996. Laminins: a family of diverse multifunctional molecules of basement membranes. Journal of Investigative Dermatology, 106, 209-214.

AUMAILLEY, M. & ROUSSELLE, P. 1999. Laminins of the dermo–epidermal junction.

Matrix Biology, 18, 19-28.

AUWERX, J. & STAELS, B. 1998. Leptin. The Lancet, 351, 737-742.

BARRANDON, Y. & GREEN, H. 1987. Cell migration is essential for sustained growth of keratinocyte colonies: the roles of transforming growth factor-alpha and epidermal growth factor. Cell, 50, 1131-7.

BASTELICA, D., MORANGE, P., BERTHET, B., BORGHI, H., LACROIX, O., GRINO, M., JUHAN-VAGUE, I. & ALESSI, M. C. 2002. Stromal cells are the main plasminogen activator inhibitor-1-producing cells in human fat: evidence of differences between visceral and subcutaneous deposits. Arterioscler Thromb Vasc

Biol, 22, 173-8.

BENNETT, S. P., GRIFFITHS, G. D., SCHOR, A. M., LEESE, G. P. & SCHOR, S. L. 2003. Growth factors in the treatment of diabetic foot ulcers. Br J Surg, 90, 133-46. BEVIS, P. & EARNSHAW, J. 2011. Venous ulcer review. Clin Cosmet Investig Dermatol,

4, 7-14.

BLUME, P. A., WALTERS, J., PAYNE, W., AYALA, J. & LANTIS, J. 2008. Comparison of Negative Pressure Wound Therapy Using Vacuum-Assisted Closure With Advanced Moist Wound Therapy in the Treatment of Diabetic Foot Ulcers.

BORRADORI, L. & SONNENBERG, A. 1999. Structure and function of hemidesmosomes: more than simple adhesion complexes. Journal of Investigative

Dermatology, 112, 411-418.

BRANSKI, L. K., GAUGLITZ, G. G., HERNDON, D. N. & JESCHKE, M. G. 2009. A review of gene and stem cell therapy in cutaneous wound healing. Burns, 35, 171- 80.

BRUNICARDI, F. C. & DUNN, D. L. 2006. Schwartz's principles of surgery: self-

assessment and board review, McGraw-Hill Medical.

BUXMAN, M. M. & WUEPPER, K. D. 1975. Keratin cross-linking and epidermal transglutaminase. A review with observations on the histochemical and immunochemical localization of the enzyme. J Invest Dermatol, 65, 107-12.

CAMPBELL, C. A., CAIRNS, B. A., MEYER, A. A. & HULTMAN, C. S. 2010. Adipocytes constitutively release factors that accelerate keratinocyte proliferation in vitro. Ann Plast Surg, 64, 327-32.

CARRIER, P., DESCHAMBEAULT, A., TALBOT, M., GIASSON, C. J., AUGER, F. A., GUERIN, S. L. & GERMAIN, L. 2008. Characterization of wound reepithelialization using a new human tissue-engineered corneal wound healing model. Invest Ophthalmol Vis Sci, 49, 1376-85.

CHERUBINO, M., RUBIN, J. P., MILJKOVIC, N., KELMENDI-DOKO, A. & MARRA, K. G. 2011. Adipose-derived stem cells for wound healing applications. Ann Plast

Surg, 66, 210-5.

CHO, C. H., SUNG, H. K., KIM, K. T., CHEON, H. G., OH, G. T., HONG, H. J., YOO, O. J. & KOH, G. Y. 2006. COMP-angiopoietin-1 promotes wound healing through enhanced angiogenesis, lymphangiogenesis, and blood flow in a diabetic mouse model. Proc Natl Acad Sci U S A, 103, 4946-51.

COULOMB, B., LEBRETON, C. & DUBERTRET, L. 1989. Influence of human dermal fibroblasts on epidermalization. J Invest Dermatol, 92, 122-125.

CRANDALL, D. L., BUSLER, D. E., MCHENDRY-RINDE, B., GROELING, T. M. & KRAL, J. G. 2000. Autocrine regulation of human preadipocyte migration by plasminogen activator inhibitor-1. J Clin Endocrinol Metab, 85, 2609-14.

DALE, B. A., HOLBROOK, K. A. & STEINERT, P. M. 1978. Assembly of stratum corneum basic protein and keratin filaments in macrofibrils. Nature, 276, 729-731. DALE, B. A., RESING, K. A. & PRESLAND, R. B. 1994. Keratohyalin granule proteins.

In: LEIGH, I. M., LANE, E. B. & WATT, F. M. (eds.) The keratinocyte handbook.

Cambridge: Cambridge University Press.

DALLABRIDA, S. M., ZURAKOWSKI, D., SHIH, S. C., SMITH, L. E., FOLKMAN, J., MOULTON, K. S. & RUPNICK, M. A. 2003. Adipose tissue growth and regression are regulated by angiopoietin-1. Biochem Biophys Res Commun, 311, 563-71. DAVIDSON, J. M. 1998. Animal models for wound repair. Archives of Dermatological

Research, 290, S1-S11.

DCCT_RESEARCH_GROUP 1993. The Effect of Intensive Treatment of Diabetes on the Development and Progression of Long-Term Complications in Insulin-Dependent Diabetes Mellitus. New England Journal of Medicine, 329, 977-986.

DE VRIES, H. J., MIDDELKOOP, E., VAN HEEMSTRA-HOEN, M., WILDEVUUR, C. H. & WESTERHOF, W. 1995. Stromal cells from subcutaneous adipose tissue seeded in a native collagen/elastin dermal substitute reduce wound contraction in full thickness skin defects. Lab Invest, 73, 532-40.

DELAMAIRE, M., MAUGENDRE, D., MORENO, M., LE GOFF, M. C., ALLANNIC, H. & GENETET, B. 1997. Impaired leucocyte functions in diabetic patients. Diabet

Med, 14, 29-34.

DESLEX, S., NEGREL, R., VANNIER, C., ETIENNE, J. & AILHAUD, G. 1987. Differentiation of human adipocyte precursors in a chemically defined serum-free medium. Int J Obes, 11, 19-27.

DINH, T. L. & VEVES, A. 2006. The efficacy of Apligraf in the treatment of diabetic foot ulcers. Plast Reconstr Surg, 117, 152S-157S; discussion 158S-159S.

DUBE, J., ROCHETTE-DROUIN, O., LEVESQUE, P., GAUVIN, R., ROBERGE, C. J., AUGER, F. A., GOULET, D., BOURDAGES, M., PLANTE, M., GERMAIN, L. & MOULIN, V. J. 2010. Restoration of the transepithelial potential within tissue- engineered human skin in vitro and during the wound healing process in vivo.

Tissue Eng Part A, 16, 3055-63.

EAGLSTEIN, W. H., IRIONDO, M. & LASZLO, K. 1995. A composite skin substitute (graftskin) for surgical wounds. A clinical experience. Dermatol Surg, 21, 839-43. EBRAHIMIAN, T. G., POUZOULET, F., SQUIBAN, C., BUARD, V., ANDRE, M.,

COUSIN, B., GOURMELON, P., BENDERITTER, M., CASTEILLA, L. & TAMARAT, R. 2009. Cell Therapy Based on Adipose Tissue-Derived Stromal Cells Promotes Physiological and Pathological Wound Healing. Arterioscler

Thromb Vasc Biol.

ECKERT, R. L., STURNIOLO, M. T., BROOME, A.-M., RUSE, M. & RORKE, E. A. 2005. Transglutaminase Function in Epidermis. J Investig Dermatol, 124, 481-492. EL-GHALBZOURI, A., GIBBS, S., LAMME, E., VAN BLITTERSWIJK, C. A. &

PONEC, M. 2002. Effect of fibroblasts on epidermal regeneration. British Journal

of Dermatology, 147, 230-243.

EL GHALBZOURI, A., HENSBERGEN, P., GIBBS, S., KEMPENAAR, J., SCHORS, R. V. D. & PONEC, M. 2003. Fibroblasts facilitate re-epithelialization in wounded human skin equivalents. Lab Invest, 84, 102-112.

FALANGA, V. & SABOLINSKI, M. 1999. A bilayered living skin construct (APLIGRAF) accelerates complete closure of hard-to-heal venous ulcers. Wound Repair Regen, 7, 201-7.

FANG, R. C. & MUSTOE, T. A. 2008. Animal models of wound healing: utility in transgenic mice. Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition, 19, 989-1005. FAUCI, A. S., BRAUNWALD, E., KASPER, D. L., HAUSER, S. L., LONGO, D. L.,

JAMESON, J. L. & LOSCALZO, J. 2008. Harrison's Principles of Internal

Medicine, McGraw-Hill Medical.

FERRARA, N., GERBER, H. P. & LECOUTER, J. 2003. The biology of VEGF and its receptors. Nat Med, 9, 669-76.

FORCHERON, F., AGAY, D., SCHERTHAN, H., RICCOBONO, D., HERODIN, F., MEINEKE, V. & DROUET, M. 2012. Autologous Adipocyte Derived Stem Cells Favour Healing in a Minipig Model of Cutaneous Radiation Syndrome. PLoS ONE, 7, e31694.

FORTIER, G. M., GAUVIN, R., PROULX, M., VALLÉE, M. & FRADETTE, J. 2013. Dynamic culture induces a cell type-dependent response impacting on the thickness of engineered connective tissues. Journal of Tissue Engineering and Regenerative

FRADETTE, J., GERMAIN, L., SESHAIAH, P. & COULOMBE, P. A. 1998. The type I keratin 19 possesses distinct and context-dependent assembly properties. The

Journal of Biological Chemistry, 273, 35176-35184.

FRANK, S., STALLMEYER, B., KAMPFER, H., KOLB, N. & PFEILSCHIFTER, J. 2000. Leptin enhances wound re-epithelialization and constitutes a direct function of leptin in skin repair. J Clin Invest, 106, 501-9.

FRANKE, W. W., COWIN, P., SCHMELZ, M. & KAPPRELL, H. P. 1987. The desmosomal plaque and the cytoskeleton. Ciba Found Symp, 125, 26-48.

FRIEDMAN, J. M. & HALAAS, J. L. 1998. Leptin and the regulation of body weight in mammals. Nature, 395, 763-70.

FU, X., FANG, L., LI, H., LI, X., CHENG, B. & SHENG, Z. 2007. Adipose tissue extract enhances skin wound healing. Wound Repair Regen, 15, 540-8.

FUCHS, E. 1990. Epidermal differentiation: the bare essentials. J Cell Biol, 111, 2807- 2814.

FUCHS, E. 1995. Keratins and the skin. Annu Rev Cel Dev Biol, 11, 123-152.

FUCHS, E. & GREEN, H. 1980. Changes in keratin gene expression during terminal differentiation of the keratinocyte. Cell, 19, 1033-1042.

FUCHS, E. & WEBER, K. 1994. Intermediate filaments: structure, dynamics, function, and disease. Annual Review of Biochemistry, 63, 345-382.

GALIANO, R. D., MICHAELS, J. T., DOBRYANSKY, M., LEVINE, J. P. & GURTNER, G. C. 2004. Quantitative and reproducible murine model of excisional wound healing. Wound Repair Regen, 12, 485-92.

GAME, F. L., HINCHLIFFE, R. J., APELQVIST, J., ARMSTRONG, D. G., BAKKER, K., HARTEMANN, A., LONDAHL, M., PRICE, P. E. & JEFFCOATE, W. J. 2012. A systematic review of interventions to enhance the healing of chronic ulcers of the foot in diabetes. Diabetes Metab Res Rev, 28 Suppl 1, 119-41.

GARCIA-OLMO, D., HERREROS, D., PASCUAL, I., PASCUAL, J. A., DEL-VALLE, E., ZORRILLA, J., DE-LA-QUINTANA, P., GARCIA-ARRANZ, M. & PASCUAL, M. 2009. Expanded adipose-derived stem cells for the treatment of complex perianal fistula: a phase II clinical trial. Dis Colon Rectum, 52, 79-86. GARLICK, J. A. & TAICHMAN, L. B. 1994. Fate of human keratinocytes during

reepithelialization in an organotypic culture model. Lab Invest, 70, 916-24.

GAUGLITZ, G. G. & JESCHKE, M. G. 2011. Combined gene and stem cell therapy for cutaneous wound healing. Mol Pharm, 8, 1471-9.

GERDES, J., LEMKE, H., BAISCH, H., WACKER, H. H., SCHWAB, U. & STEIN, H. 1984. Cell cycle analysis of a cell proliferation-associated human nuclear antigen defined by the monoclonal antibody Ki-67. J Immunol, 133, 1710-5.

GERDES, J., SCHWAB, U., LEMKE, H. & STEIN, H. 1983. Production of a mouse monoclonal antibody reactive with a human nuclear antigen associated with cell proliferation. Int J Cancer, 31, 13-20.

GERMAIN, L., ROUABHIA, M., GUIGNARD, R., CARRIER, L., BOUVARD, V. & AUGER, F. A. 1993. Improvement of human keratinocyte isolation and culture using thermolysin. Burns, 2, 99-104.

GILLESPIE, D. L., KISTNER, B., GLASS, C., BAILEY, B., CHOPRA, A., ENNIS, B., MARSTON, B., MASUDA, E., MONETA, G., NELZEN, O., RAFFETTO, J., RAJU, S., VEDANTHAM, S., WRIGHT, D. & FALANGA, V. 2010. Venous ulcer diagnosis, treatment, and prevention of recurrences. J Vasc Surg, 52, 8S-14S.

GOULET, F., POITRAS, A., ROUABHIA, M., CUSSON, D., GERMAIN, L. & AUGER, F. A. 1996. Stimulation of human keratinocyte proliferation through growth factor exchanges with dermal fibroblasts in vitro. Burns, 22, 107-112.

GREEN, H., KEHINDE, O. & THOMAS, J. 1979. Growth of cultured human epidermal cells into a multiple epithelia suitable for grafting. Proc Natl Acad Sci USA, 76, 5665-5668.

HACKAM, D. J. & FORD, H. R. 2002. Cellular, biochemical, and clinical aspects of wound healing. Surg Infect (Larchmt), 3 Suppl 1, S23-35.

HADAD, I., JOHNSTONE, B. H., BRABHAM, J. G., BLANTON, M. W., ROGERS, P. I., FELLERS, C., SOLOMON, J. L., MERFELD-CLAUSS, S., DESROSIERS, C. M., DYNLACHT, J. R., COLEMAN, J. J. & MARCH, K. L. 2010. Development of a Porcine Delayed Wound-Healing Model and Its Use in Testing a Novel Cell-Based Therapy. International Journal of Radiation Oncology, Biology and Physics, 78, 888-896.

HARDING, K. G., MORRIS, H. L. & PATEL, G. K. 2002. Science, medicine and the future: healing chronic wounds. BMJ, 324, 160-3.

HAUNER, H., ENTENMANN, G., WABITSCH, M., GAILLARD, D., AILHAUD, G., NEGREL, R. & PFEIFFER, E. F. 1989. Promoting effect of glucocorticoids on the differentiation of human adipocyte precursor cells cultured in a chemically defined medium. J Clin Invest, 84, 1663-70.

HAYWARD, P. G. & ROBSON, M. C. 1991. Animal models of wound contraction. Prog

Clin Biol Res, 365, 301-12.

HUNT, T. K. 1988. The physiology of wound healing. Ann Emerg Med, 17, 1265-73. JACK, G. S., ZHANG, R., LEE, M., XU, Y., WU, B. M. & RODRIGUEZ, L. V. 2009.

Urinary bladder smooth muscle engineered from adipose stem cells and a three dimensional synthetic composite. Biomaterials, 30, 3259-70.

JEFFCOATE, W. J. & HARDING, K. G. 2003. Diabetic foot ulcers. Lancet, 361, 1545-51. JEFFCOATE, W. J., PRICE, P. E., PHILLIPS, C. J., GAME, F. L., MUDGE, E., DAVIES,

S., AMERY, C. M., EDMONDS, M. E., GIBBY, O. M., JOHNSON, A. B., JONES, G. R., MASSON, E., PATMORE, J. E., PRICE, D., RAYMAN, G. & HARDING, K. G. 2009. Randomised controlled trial of the use of three dressing preparations in the management of chronic ulceration of the foot in diabetes. Health

Technol Assess, 13, 1-86.

JIANG, Y., JAHAGIRDAR, B. N., REINHARDT, R. L., SCHWARTZ, R. E., KEENE, C. D., ORTIZ-GONZALEZ, X. R., REYES, M., LENVIK, T., LUND, T., BLACKSTAD, M., DU, J., ALDRICH, S., LISBERG, A., LOW, W. C., LARGAESPADA, D. A. & VERFAILLIE, C. M. 2002. Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow. Nature, 418, 41-9.

KAMPFER, H., PFEILSCHIFTER, J. & FRANK, S. 2001. Expressional regulation of angiopoietin-1 and -2 and the tie-1 and -2 receptor tyrosine kinases during cutaneous wound healing: a comparative study of normal and impaired repair. Lab

Invest, 81, 361-73.

KARP, G. 2004. Biologie cellulaire & moléculaire, De Boeck Supérieur.

KARR, J. C. 2011. Retrospective comparison of diabetic foot ulcer and venous stasis ulcer healing outcome between a dermal repair scaffold (PriMatrix) and a bilayered living cell therapy (Apligraf). Adv Skin Wound Care, 24, 119-25.

KIERSZENBAUM, A. L., VALIDIRE-CHARPY, P. & VALIDIRE, P. 2006. Histologie et

biologie cellulaire: Une introduction à l'anatomie pathologique, De Boeck

Supérieur.

KIM, S. H., TURNBULL, J. & GUIMOND, S. 2011. Extracellular matrix and cell signalling: the dynamic cooperation of integrin, proteoglycan and growth factor receptor. J Endocrinol, 209, 139-51.

KIM, W. S., PARK, B. S., SUNG, J. H., YANG, J. M., PARK, S. B., KWAK, S. J. & PARK, J. S. 2007. Wound healing effect of adipose-derived stem cells: a critical role of secretory factors on human dermal fibroblasts. J Dermatol Sci, 48, 15-24. KIRFEL, G. & HERZOG, V. 2004. Migration of epidermal keratinocytes: mechanisms,

regulation, and biological significance. Protoplasma, 223, 67-78.

L'HEUREUX, N., PAQUET, S., LABBE, R., GERMAIN, L. & AUGER, F. A. 1998. A completely biological tissue-engineered human blood vessel. FASEB J, 12, 47-56. LABBÉ, B., MARCEAU FORTIER, G. & FRADETTE, J. 2011a. Cell Sheet Technology

for Tissue Engineering: The Self-Assembly Approach Using Adipose-Derived Stromal Cells. Adipose-Derived Stem Cells: Methods and Protocols. Humana Press. LABBÉ, B., TROTTIER, V., PROULX, M., VINCENT, C. & FRADETTE, J. 2011b. Adipose Stem Cells, Tissue Engineering, and Solid Organ Transplantation and Regeneration. In: ILLOUZ, Y.-G. & STERODIMAS, A. (eds.) Adipose Stem Cells

and Regenerative Medicine. Springer Berlin Heidelberg.

LANGER, A. & ROGOWSKI, W. 2009. Systematic review of economic evaluations of human cell-derived wound care products for the treatment of venous leg and diabetic foot ulcers. BMC Health Serv Res, 9, 115.

LAPLANTE, A. F., GERMAIN, L., AUGER, F. A. & MOULIN, V. 2001. Mechanisms of wound reepithelialization: hints from a tissue-engineered reconstructed skin to long- standing questions. FASEB Journal, 15, 2377-2389.

LAROCHELLE, S., LANGLOIS, C., THIBAULT, I., LOPEZ-VALLE, C. A., ROY, M. & MOULIN, V. 2004. Sensitivity of myofibroblasts to H2O2-mediated apoptosis and their antioxidant cell network. J Cell Physiol, 200, 263-71.

LAROUCHE, D., PAQUET, C., FRADETTE, J., CARRIER, P., AUGER, F. A. & GERMAIN, L. 2009. Regeneration of skin and cornea by tissue engineering.

Methods Mol Biol, 482, 233-56.

LIAPAKIS, I. E., ANAGNOSTOULIS, S., KARAYIANNAKIS, A. J., KORKOLIS, D. P., LAMBROPOULOU, M., ARNAUD, E. & SIMOPOULOS, C. E. 2008. Recombinant leptin administration improves early angiogenesis in full-thickness skin flaps: an experimental study. In Vivo, 22, 247-52.

LIM, J. S. & YOO, G. 2010. Effects of adipose-derived stromal cells and of their extract on wound healing in a mouse model. J Korean Med Sci, 25, 746-51.

LLOYD, C., YU, Q.-C., CHENG, J., TURKSEN, K., DEGENSTEIN, L., HUTTON, E. & FUCHS, E. 1995. The basal keratin network of stratified squamous epithelia: defining K15 function in the absence of K14. Journal of Cell Biology, 129, 1329- 1344.

LONDAHL, M., KATZMAN, P., NILSSON, A. & HAMMARLUND, C. 2010. Hyperbaric oxygen therapy facilitates healing of chronic foot ulcers in patients with diabetes.

Diabetes Care, 33, 998-1003.

LOOTS, M. A., LAMME, E. N., ZEEGELAAR, J., MEKKES, J. R., BOS, J. D. & MIDDELKOOP, E. 1998. Differences in cellular infiltrate and extracellular matrix

of chronic diabetic and venous ulcers versus acute wounds. J Invest Dermatol, 111, 850-7.

LOPEZ VALLE, C. A., AUGER, F. A., ROMPRÉ, P., BOUVARD, V. & GERMAIN, L. 1992. Peripheral anchorage of dermal equivalents. British Journal of Dermatology, 127, 365-371.

LU, F., MIZUNO, H., UYSAL, C. A., CAI, X., OGAWA, R. & HYAKUSOKU, H. 2008. Improved viability of random pattern skin flaps through the use of adipose-derived stem cells. Plast Reconstr Surg, 121, 50-8.

MAHARLOOEI, M. K., BAGHERI, M., SOLHJOU, Z., JAHROMI, B. M., AKRAMI, M., ROHANI, L., MONABATI, A., NOORAFSHAN, A. & OMRANI, G. R. 2011. Adipose tissue derived mesenchymal stem cell (AD-MSC) promotes skin wound healing in diabetic rats. Diabetes Res Clin Pract, 93, 228-34.

MAN, X. Y., YANG, X. H., CAI, S. Q., YAO, Y. G. & ZHENG, M. 2006. Immunolocalization and expression of vascular endothelial growth factor receptors (VEGFRs) and neuropilins (NRPs) on keratinocytes in human epidermis. Mol Med, 12, 127-36.

MANSBRIDGE, J. 2006. Commercial considerations in tissue engineering. J Anat, 209, 527-32.

MANTZOROS, C. S., MAGKOS, F., BRINKOETTER, M., SIENKIEWICZ, E., DARDENO, T. A., KIM, S. Y., HAMNVIK, O. P. & KONIARIS, A. 2011. Leptin in human physiology and pathophysiology. Am J Physiol Endocrinol Metab, 301, E567-84.

MARSTON, W. A., HANFT, J., NORWOOD, P. & POLLAK, R. 2003. The efficacy and safety of Dermagraft in improving the healing of chronic diabetic foot ulcers: results of a prospective randomized trial. Diabetes Care, 26, 1701-5.

MARTIN, P. 1997. Wound healing--aiming for perfect skin regeneration. Science, 276, 75- 81.

MEHREL, T., HOHL, D., ROTHNAGEL, J. A., LONGLEY, M. A., BUNDMAN, D., CHENG, C., LICHTI, U., BISHER, M. E., STEVEN, A. C. & STEINERT, P. M. 1990. Identification of a major keratinocyte cell envelope protein, loricrin. Cell, 61, 1103-1112.

MENON, G. & GHADIALLY, R. 1997. Morphology of lipid alterations in the epidermis: a review. Microsc Res Tech, 37, 180-92.

MICHEL, M., L'HEUREUX, N., POULIOT, R., XU, W., AUGER, F. A. & GERMAIN, L. 1999. Characterization of a new tissue-engineered human skin equivalent with hair.

In Vitro Cellular & Developmental Biology, 35, 318-326.

MICHEL, M., TOROK, N., GODBOUT, M. J., LUSSIER, M., GAUDREAU, P., ROYAL, A. & GERMAIN, L. 1996. Keratin 19 as a biochemical marker of skin stem cells in vivo and in vitro: keratin 19 expressing cells are differentially localized in function of anatomic sites, and their number varies with donor age and culture stage. J Cell

Sci, 109 ( Pt 5), 1017-28.

MISAGO, N., TODA, S., SUGIHARA, H., KOHDA, H. & NARISAWA, Y. 1998. Proliferation and differentiation of organoid hair follicle cells co-cultured with fat cells in collagen gel matrix culture. Br J Dermatol, 139, 40-8.