Notion de la courbure membranaire induite par les lipides lors de la fusion

La bicouche membranaire est caractérisée par une distribution asymétrique des lipides de part et d’autre de la membrane. La majorité des lipides structuraux de la membrane des cellules eucaryotes sont les glycérophospholipides, dont le PA est l’élément de base. Ces glycérophospholipides sont formés par un groupement glycérol, d’un groupement phosphate H3PO4 et deux acides gras (AG) caractérisés par une chaine longue (>= 14C), avec le plus souvent un AG insaturé en position 2.

Par exemple, la membrane synaptique est enrichie en AG insaturés, tel que l’acide arachidonique.

On peut distinguer 4 classes différentes de phospholipides, selon leurs groupements alcool : i) les phosphatidylsérines (PS), ii) les phosphatidyléthanolamines (PE), iii) les phosphatidylcholines (PC) et iv) les phosphatidylinositols (PI). Dans la membrane synaptique on trouve environ 10% PC, 20% PS, 60% PE, 5% PI et 15% de sphingomyélines (SM) (Davletov and Montecucco, 2010). La forme moléculaire ou géométrique des phospholipides au sein de la bicouche lipidique est déterminée par la compatibilité entre la taille de la tête polaire et celle de la queue hydrophobe. Si les deux sont complètement compatibles le phospholipide a une forme cylindrique. Sinon il a une forme conique, quand la queue est plus large que la tête et dans le cas inverse, il a une forme de cône inverse (Voir Figure 9). La PC et la SM sont larges et cylindriques et n’entrainent pas de courbure, alors que la PE, le cholestérol, les acides gras et le PA ont une forme conique qui entraine une courbure négative de la membrane. En revanche, la LPC et le PIP2 ont une forme conique inverse et favorisent donc une courbure positive.

Selon le modèle de la tige de fusion, la formation de l’intermédiaire d’hémifusion est favorisée par les lipides induisant une courbure négative, alors que les lipides induisant une courbure positive inhibent ce processus (Gaudin, 2000, Chen et al., 2008)). Des donnés expérimentales renforcent l’idée que la fusion membranaire dépend de la présence de certaines lipides. En effets ces données ont montré que les trois étapes de la formation et l’ouverture du pore de fusion sont facilitées par l’augmentation de la courbure et la tension membranaire. L’ouverture du pore de fusion et sa croissance dépendent énormément de cette tension membranaire, qui est induite par le stress élastique de la courbure membranaire plasmique ou vésiculaire. L’énergie élastique de la courbure de l’intermédiaire d’hémifusion dépend fortement de la forme effective des lipides composant la bicouche membranaire proximale. Ainsi les lipides qui ont une tête polaire relativement petite, ont une forme conique, prédite pour correspondre à la configuration de la tige de fusion (Chernomordik and Kozlov, 2003). En accord avec ce modèle, la PE potentialise

la tige de fusion et le diaphragme d’hémifusion inhibant ainsi l’hémifusion (Chernomordik and Kozlov, 2003). En revanche, la LPC ou d’autres molécules avec une forme en cône inverse favorise la formation du pore de fusion quand ils sont insérés à la bicouche externe (Chernomordik et al., 1997, Grote et al., 2000).

Figure 9: La géométrie des lipides et leur fonction dans la formation du pore de fusion. La

phospholipase A2 (PLA₂) convertie les phospholipides en AG conique et en lysophospholipide, de forme conique inverse. En revanche, la lysophosphatidyl-acyltransferase (LPAT) catalyse la réaction inverse. (b) Effet de la géométrie de lipides sur la courbure membranaire. Dans un milieu aqueux les lipides cylindriques forment une bicouche plane, alors que les lipides de forme conique ou conique inverse forment une courbure spontanée négative ou positive, respectivement. (c) Implication des lipides dans la fusion membranaire et la formation du pore de fusion. En rouge les phospholipides de forme conique et en bleu ceux de forme conique inverse. La formation de l’intermédiaire de fusion nécessite la formation transitoire d’une monocouche courbée négativement, qui est facilitée par une accumulation locale de lipides coniques, tels que le DAG, le PA et le PE. Ultérieurement, la tige s’élargi pour générer le pore de fusion, ce qui implique la génération d’une monocouche courbée positivement, favorisée par la présence des lipides conique inverse tels que les lysophospholipides et les phosphatidylinositides (Adapté de (Piomelli et al., 2007).

En résumé, les lipides de forme conique dans la couche interne de la membrane favoriseront une courbure négative et la fusion alors que ceux de forme conique inverse empêcheraient ce phénomène (Figure 9). En revanche, lorsque ces derniers sont dans la membrane externe, ils favoriseront la fusion et l’exocytose. Des

modulations dans le niveau de ces différents lipides semblent avoir lieu au niveau même des sites d’exocytose et elle semblent contrôler notamment par des phospholipases (Ammar et al., 2013b).

2. L’endocytose

L’endocytose représente l’ensemble des processus impliqués dans l’internalisation à l’intérieur de la cellule à partir de la membrane plasmique. Il existe différents types d’endocytose dont l’une est dépendante de la clathrine et d’autres indépendantes de la clathrine, comme l’endocytose dépendante de la cavoline, la macropinocytose et même la phagocytose (Figure 10)(Bohdanowicz et al., 2013).

Figure 10: Les principales voies d'endocytose.

Adapté (Conner and Schmid, 2003)

2.1. L’endocytose dépendante de la clathrine ou clathrin-mediated endocytosis (CME)

Ce mécanisme permet l’internalisation d’une variété de composants membranaires. Parmi eux, on retrouve les récepteurs transmembranaires couplés à leurs ligands. La membrane ainsi internalisée est acheminée vers le système endo-lysosomal ou le Golgi. L’invagination/internalisation d’une partie de la membrane plasmique est fortement dépendante du lipide PIP2 (Antonescu et al., 2011) qui est synthétisé par la phosphoinositide 4-phosphate 5 kinase (PI4P5K), elle-même activée par Arf6 (Krauss et al., 2003). La PI4P5K est aussi activée par le PA suggérant que ce lipide puisse également jouer un rôle dans l’endocytose (Jenkins et al., 1994, Antonescu et al., 2010). Cette dépendance au PIP2 est expliquée par le fait que plusieurs