Mise au point du dispositif microfluidique

Le dispositif microfluidique utilisé au laboratoire, tel que décrit dans le chapitre 2 et dans l’annexe B, a été optimisé pour coupler les mesures en électrochimie à celles de la microscopie de fluorescence. Il a donc été nécessaire de l’adapter pour tenir compte des nouvelles contraintes imposées par ce type de couplage.

Ainsi, le dispositif utilisé doit être adapté pour effectuer des mesures de microscopie confocale avec un objectif de grossissement . En effet, la résolution est liée au volume confocal considéré : plus il est petit, meilleure est la résolution. L’utilisation d’un objectif permet d’avoir une résolution suffisante, de l’ordre du micromètre. Différentes approches ont été mises en œuvre afin d’atteindre cet objectif.

3.2.1 Dispositif verre-PDMS

Les dispositifs utilisés dans les précédentes études (Figure 2.18) ne sont pas adaptés à la microscopie confocale. Ils sont réalisés sur des lames de microscope d’épaisseur trop importante ( ) pour pouvoir travailler avec l’objectif . En effet, la distance focale de ce dernier est inférieure au millimètre (distance de travail ). Ainsi, nous utilisons des lamelles de verre plus fines d’épaisseur . La mise au point des mesures est effectuée en utilisant des électrodes bandes de platine déposées par photolithographie comme précédemment ainsi qu’un canal moulé dans du PDMS. La finesse des lamelles utilisées rend la fabrication du dispositif très délicate. La photographie du dispositif utilisé, ainsi que des schémas de l’expérience sont présentés sur la Figure 4.19.

Un tel montage permet d’établir localement une cartographie de la concentration suivant , l’objectif du microscope confocal étant positionné à une distance du bord aval de l’électrode. Les détails de la mesure électrochimique sont précisés dans l’Annexe C. Nous effectuons cette expérience à .

Une première voltamétrie cyclique permet de déterminer le potentiel à appliquer à l’électrode afin de réduire la benzoquinone en hydroquinone. Cette étape est répétée à chaque

pratique, le potentiel de réduction est relativement stable, et sa valeur est fixée à

. Dans ces conditions le courant est suffisant pour que la réduction des espèces soit significative mais sans risquer une dégradation des électrodes.

Figure 4.19 : (A) Photographie vue du dessus d’un dispositif microfluidique. Les canaux sont moulés dans du PDMS (hauteur , largeur , les électrodes sont en platine, et

l’écoulement se fait ici de droite à gauche. (B) Schéma du montage expérimental utilisé pour l’analyse par microscopie confocale. Le cylindre noir représente la position de l’objectif du microscope confocal, placé en aval de l’électrode. (C) Vue de côté suivant le plan du schéma (B).

Au début de l’expérience, l’électrode est polarisée au potentiel jusqu’à ce que le courant stationnaire soit atteint. Ce délai est faible, de l’ordre de . Par la suite, il est nécessaire d’attendre la stabilisation du gradient de concentration sur la zone de mesure, située à . Ce délai est d’environ . Ainsi, les mesures confocales peuvent commencer à

être effectuées après le début de la polarisation de l’électrode. En pratique, nous les débutons au bout de .

Les cartographies de fluorescence obtenues , , et après le début de la polarisation de l’électrode sont portés sur la Figure 4.20.

Figure 4.20 : Cartographie de la fluorescence électrogénérée suivant et en micromètre

après différents temps de génération ( , , et ). Le rectangle rouge symbolise

la position de l’électrode et la ligne discontinue blanche la position du plafond. Hauteur de canal de et largeur de canal de . Taille d’électrode . , , .

Notons que pour chaque cartographie les réglages du microscope confocal sont différents afin d’avoir la résolution maximale dans chacun des cas. Il n’est donc pas possible d’effectuer une comparaison d’intensité entre les différentes images.

La hauteur du canal dans le système choisi est de (mesurée au profilomètre). La fluorescence est apparente au-delà du plafond théorique, s’étendant avec le temps jusqu’à pratiquement au bout de (Figure 4.20). Nous attribuons ce phénomène à la diffusion des espèces dans le PDMS. Cette limitation est fortement rédhibitoire pour notre étude, et nous choisissons donc de passer à un dispositif dont le sol et le plafond sont en verre.

3.2.2 Nouvelle approche : dispositif verre-verre

Le dispositif ainsi créé permet de coupler l’électrochimie avec la microscopie confocale en s’affranchissant des problèmes de diffusion dans le PDMS en utilisant un plafond et un sol en verre, et des parois en colle NOA 81.

Ce dispositif est constitué de deux lamelles de verre perpendiculaires. Sur la première (épaisseur ) sont lithographiées les électrodes bandes, et sur la seconde (épaisseur ) des trous ont été effectuées à l’aide d’une souffleuse à sable afin de permettre la circulation de la solution. Les deux lamelles sont collées entre elles par de la colle NOA81, qui permet de créer les parois du canal microfluidique. La fabrication détaillée du dispositif est expliquée dans l’Annexe B. Les contraintes techniques liées à cette fabrication imposent de travailler avec une hauteur de canal de . Les mesures effectuées avec un profilomètre donnent une hauteur effective de . Avec une largeur de , ce canal présente un rapport d’aspect de . La Figure 4.21 présente une photographie du dispositif verre-verre utilisé.

Figure 4.21 : Photographie d’un microdispositif verre-verre tel que ceux utilisés pour l’étude. Sur une lame de verre fine ( ) sont déposées les électrodes bandes. Nous avons

, et . Sur celle-ci, une lame de microscope

est collée à l’aide de la NOA 81. Dans cette lame a été percée à l’aide d’une souffleuse à sable les entrées et sorties. Enfin des réservoirs en PDMS sont collés afin d’assurer l’étanchéité et de permettre la jonction avec le pousse-seringue. Le canal microfluidique est de de large et de de haut.