• Aucun résultat trouvé

Conclusions générales et perspectives

La mucoviscidose est une maladie héréditaire, causée par la mutation du canal CFTR. L’objectif principal de la thérapie pharmacologique consiste donc à restaurer la sécrétion des ions chlorures au niveau des épithéliums mucoviscidosiques. Les études présentées dans ce manuscrit ont été axées sur deux familles de molécules capables de restaurer cette sécrétion chlorure. La première famille de molécules étudiées agit en activant la protéine CFTR (Figure 76) : le membre le plus efficace de cette famille est le GPact-11a. Le second composé étudié active une voie alternative de sécrétion des ions chlorure dépendante du CaCC (Figure 76), il s’agit du guanabenz.

Figure 76 : Répresentation schématique de l’effet du guanabenz, du GPact11a et du GPact-26a sur les transports ioniques à la surface d’une cellule.

La première partie de ma thèse correspond à l’étude d’une nouvelle famille d’activateurs de CFTR, les adduits méthylglyoxal-alpha-aminoazahétérocycle, en collaboration avec le Département de Pharmacochimie Moléculaire dirigé par le Pr Jean-Luc Décout. Bien que les premières molécules de cette famille aient été caractérisée comme des inhibiteurs de CFTR, i.e le GPinh-5a (Routaboul et al., 2007), cette nouvelle étude nous a permis identifier deux activateur : le GPact-11a et le GPact-26a. En effet, nous avons décrit

Golgi CFTR TRPC6 CaCC RE Ca2+ Ca2+ Cl- Cl- Activateur du CaCC : Guanabenz H2O Activateurs du CFTR : GPact-11a et GPact-26a Golgi CFTR TRPC6 CaCC RE Ca2+ Ca2+ Cl- Cl- Activateur du CaCC : Guanabenz H2O Activateurs du CFTR : GPact-11a et GPact-26a

cellules issues de biopsies pulmonaires non-CF ou CF préalablement corrigées par le miglustat. Nous avons également démontré que le GPact-11a stimule ex vivo et in vivo l’activité du CFTR. Cependant des études complémentaires ont démontré un défaut d’accessibilité du GPact-11a à la membrane apicale de l’épithélium colonique causé par l’épaisse couche de mucus au niveau subapical. La première perspective de notre étude, consiste donc à la réalisation de complexes avec des molécules capables de solubiliser ou d’encapsuler le GPact-11a. Dans la littérature, des travaux ont décrit une amélioration de l’absorption intestinale lors de la co-administration d’un composé d’intérêt avec un agent mucolytique ou un surfactant non-ionique (Takatsuka et al., 2006a; Takatsuka et al., 2006b; Takatsuka et al., 2008). Bien que les premiers résultats préliminaires que nous avons obtenus avec la cystéine et la cyclodextrine ne soient pas concluant, nous allons continuer ces expériences en testant avec différents types d’agents mucolytiques et de surfactants non- ioniques.

La perspective de notre étude, consiste à réaliser des expériences de gavage intrapéritonéale et orale de souris cftrF508del/F508del avec le GPact-11a et un correcteur de CFTR tel que le miglustat. Ces expériences de gavages permettront d’évaluer les effets d’un traitement à long terme sur la survie et la sécrétion salivaire des souris. Les résultats de cette étude pourraient avoir un intérêt majeur dans l’optique d’une bithérapie de la mucoviscidose et d’un futur essai clinique.

Dans un deuxième temps, une étude structure-activité de la famille des adduits méthylglyoxal- alpha-aminoazahétérocycle a permis l’identification d’une autre molécule activatrice du CFTR : le GPact-26a (EC50 = 7.5 µM). L’effet activateur de cette molécule a également été

confirmé ex vivo et in vivo. Nous allons donc poursuivre l’étude structure-activité que nous réalisons en collaboration avec le Pr Jean-Luc Décout afin d’identifier des molécules plus efficaces et spécifiques du CFTR.

Dans un troisième temps, la recherche du mécanisme d’action de ces composés représente une perspective importante. Des pistes sur le mécanisme d’action du GPact-11a ont été identifiées lors de notre étude. L’absence d’effet du GPact-11a sur le taux d’AMPc et son inefficacité à stimuler la sécrétion chlorure des mutants G551D-, G1349D-, et du double mutant G551D/G1349D-CFTR suggèrent un effet direct de la molécule sur le domaine NBD1 et/ou NDB2 du CFTR au niveau des sites de fixations et d’hydrolyse de l’ATP. Cette famille de

inhibiteur et le meilleur activateur ont une structure chimique très proche, il est donc probable qu’ils se lient sur le même site de fixation et y entrainent deux actions opposées (Figure 77).

Figure 77 : Structure chimique du GPinh-5a, GPact-11a et GPact-26a.

La partie hydrophile et chargée commune à ces trois molécules (entourée en noir, Figure 77) constituerait le site de fixation du GPact-11a sur le CFTR et la chaine hydrophobe qui diffère (entourée en rouge, Figure 77) déterminerait l’effet inhibiteur ou activateur.

Afin d’identifier le site de fixation exacte du GPact-11a sur le CFTR, des expériences complémentaires de « binding » doivent être menées, et pour cela des expériences de mutagénèses dirigées seront nécessaires. Ce type d’expérience est déjà réalisé, dans notre équipe, par Arnaud Billet, dans le but d’identifier le site de fixation du MBP-91 sur le CFTR. Nous disposons donc des compétences et des outils nécessaires pour la poursuite de cette étude. Par ailleurs, les constructions récentes de modèles en trois dimensions du CFTR réalisées entre autres par le Dr Callebaut (Mornon et al., 2008; Mornon et al., 2009) permettraient des approches d’études in silico pour l’identification du site de liaison du GPact-11a sur le CFTR.

La seconde partie de mon travail de thèse est basée sur l’étude d’un nouvel activateur du CaCC, le guanabenz, identifié en collaboration avec l’équipe de génétique moléculaire et génétique épidémiologique du Dr Marc Blondel. Tout d’abord, nous avons confirmé l’effet activateur du guanabenz sur le CaCC en utilisant deux lignées cellulaires trachéales et bronchiques humaines CF et non CF. Puis nous avons mis en évidence que le guanabenz stimule de la sécrétion chlorure CaCC ex vivo et in vivo.

De plus, la recherche du mécanisme d’action du guanabenz a permis l’identification d’une nouvelle voie d’activation du CaCC via une entrée de calcium extracellulaire par le canal

GPact-11aGPact-26a GPact-11aGPact-11a GPinh-5a A N N HN COO OH OH N N O OH HO GPinh-5a A N N HN COO OH OH N N O OH HO A N N HN COO OH OH N N O OH HO GPinh-5a

Nous avons démontré une relation entre le CaCC et le TRPC6 cependant nous ne pouvons pas conclure quand à la nature de celle-ci. En effet, l’interaction entre ces deux canaux peut être physique ou uniquement fonctionnelle. Une étude précédente réalisée dans notre équipe par Fabrice Antigny a déjà mis en évidence un couplage fonctionnel entre le canal TRPC6 et le CFTR dans un complexe moléculaire (Antigny et al., 2010). De plus, plusieurs études précédentes ont mis en évidence une relation entre le canal CFTR et le CaCC (Kunzelmann et al., 1997; Wei et al., 2001). On peut donc envisager que les canaux TRPC6, CaCC et CFTR fassent partie du même complexe moléculaire. De plus, nous émettons l’hypothèse que l’augmentation de calcium provoquée par le guanabenz est un phénomène local et sous membranaire, dans ce cas le TRPC6 et le CaCC seraient physiquement proches. Cependant nous ne pouvons pas exclure l’hypothèse que le TRPC6 induit une augmentation de la quantité totale de calcium dans la cellule. L’ensemble de ces hypothèses seront testées afin d’identifier le véritable lien qui unit ces deux protéines.

Un gavage de souris cftr-/- et cftrF508del/F508del au guanabenz peut également être envisagé afin

d’évaluer les effets d’un traitement à long terme sur la survie des souris. Des gavages de souris au guanabenz ont déjà été réalisés, dans l’équipe du Dr Marc Blondel, sur un modèle de souris présentant une maladie à prions. Le gavage au guanabenz ne pas induit d’effets secondaires indésirables sur les animaux (Tribouillard-Tanvier et al., 2008).

A plus long terme, la recherche de l’identité moléculaire du CaCC dans nos modèles de cellules trachéales apparait comme une perceptive séduisante. Il serait d’abord nécessaire pour cette étude d’identifier les protéines TMEM16, bestrophines et SL26 présentent dans nos cellules. Par exemple, une étude récente a permis la quantification des ARNm de différents candidats moléculaire du CaCC dans plusieurs tissus, par la technique de RT-PCR quantitative (Braun et al., 2010).

L’ensemble de ces résultats nous permettent aujourd’hui d’aborder de nouveaux champs d’investigation et de découverte de traitement de la mucoviscidose. La pharmacologie associée à la mucoviscidose est de plus en plus riche et diversifiée (Figure 78).

1 Correcteurs du F508del-CFTR

(MPB, VRT325, VX809, aminoarylthiazoles, Cmp-48 corr4a, composés Verkman’s, CPX, roscovitine)

Inhibiteurs de la pompe SERCA

(Thapsigargine, curcumin) Class I

Vésicules sécrétoires RE CNX Lysosome Endosome Golgi CFTR * * * HSP Recyclage Protéasome CFTR-Ub-Ub-Ub Ca2+ GI, GII I II III IV V Class II Class III Class IV Class V Molécules à doubles-activités (MPB, aminoarylthiazoles) Potentiateurs et activateurs

(GPact-11a, GPact-26a,VX770, isoxazoles, phenylbenzamine, MPB, aloisine, pyrrolopyrazines, xanthines, phenylglycine, sulfonamide, DHP)

Inhibiteurs des phosphodiésterases (sildenafil, vardenafil, zaprinast, KM11060) PDE Activateurs du CaCC (Denufosol, INO-4995, Moli1901, guanabenz) ENaC CaCC Inhibiteurs de l’endocytose et stabilisateurs de la maturation (Corr4a, dynasore) Inhibiteurs de la dégradation (MPB) Inhibiteurs du protéasome (Bortezomib)

Inhibiteurs des protéines chaperonnes (4-PBA, deoxyspergualine, geldanamycine, herbimycine A) Inhibiteurs de glucosidases (Miglustat) Suppresseurs du codon stop (PTC-124, gentamicine) Inhibiteurs de ENaC (BAY399437, QUA145, amiloride)

Figure 78 : Schéma représentatif des molécules pharmacologiques existantes dans le traitement de la mucoviscidose.

Les classes de mutation de la protéine CFTR sont encerclée en bleu et numérotée de I à IV. ENac : canaux sodiques épithéliaux, RE : réticulum endoplasmique, GI et GII : glucosidases I et II,

HSP : protéine de choc thermique, IBMX : isobutyl méthlyxanhine, MPB : benzoquinolizinium, PDE : phosphodiesterases, SERCA : pompe calcium ATPase, Ub : ubiquitine.

Au vue du grand nombre de cibles pharmacologiques pour le traitement de la mucoviscidose, il est possible de concevoir des thérapies multiples associant par exemple un correcteur de CFTR, et un activateur des CaCC afin de potentialiser au maximum la sécrétion chlorure au niveau des épithéliums.

En conclusion, dans notre étude, l’identification de deux nouvelles familles de molécules capables de restaurer la sécrétion chlorure au niveau des épithéliums CF et d’une voie d’activation du CaCC apparaissent désormais comme autant de nouvelles stratégies de traitement pharmacologique de la mucoviscidose.

BIBLIOGRAPHIE

A

Abbott, B. J., Fukuda, D. S., Dorman, D. E., Occolowitz, J. L., Debono, M., & Farhner, L. (1979). Microbial transformation of A23187, a divalent cation ionophore antibiotic. Antimicrob.Agents Chemother. 16, 808-812.

Ai, T., Bompadre, S. G., Wang, X., Hu, S., Li, M., & Hwang, T. C. (2004). Capsaicin potentiates wild-type and mutant cystic fibrosis transmembrane conductance regulator chloride-channel currents. Mol.Pharmacol. 65, 1415-1426.

Al Nakkash, L. & Hwang, T. C. (1999). Activation of wild-type and deltaF508-CFTR by phosphodiesterase inhibitors through cAMP-dependent and -independent mechanisms. Pflugers Arch. 437, 553-561.

Andersen, D. H (1938). Cystic fibrosis of the pancreas and its retention to celac disease. Am.J.Dis.Child 56, 344-399.

Anderson, M. P. & Welsh, M. J. (1992). Regulation by ATP and ADP of CFTR chloride channels that contain mutant nucleotide-binding domains. Science 257, 1701-1704.

Antigny, F., Norez, C., Dannhoffer, L., Bertrand, J., Raveau, D., Corbi, P., Jayle, C., Becq, F., & Vandebrouck, C. (2010). TRPC6 Links Ca2+ Mishandling to CFTR Channel Dysfunction in Cystic Fibrosis. Am.J.Respir.Cell Mol.Biol.

Antigny, F., Norez, C., Becq, F., & Vandebrouck, C. (2008). Calcium homeostasis is abnormal in cystic fibrosis airway epithelial cells but is normalized after rescue of F508del- CFTR. Cell Calcium 43, 175-183.

Arniges, M., Vazquez, E., Fernandez-Fernandez, J. M., & Valverde, M. A. (2004). Swelling- activated Ca2+ entry via TRPV4 channel is defective in cystic fibrosis airway epithelia. J.Biol.Chem. 279, 54062-54068.

Arreola, J., Begenisich, T., Nehrke, K., Nguyen, H. V., Park, K., Richardson, L., Yang, B., Schutte, B. C., Lamb, F. S., & Melvin, J. E. (2002). Secretion and cell volume regulation by salivary acinar cells from mice lacking expression of the Clcn3 Cl- channel gene. J.Physiol 545, 207-216.

Arreola, J., Melvin, J. E., & Begenisich, T. (1995). Inhibition of Ca(2+)-dependent Cl- channels from secretory epithelial cells by low internal pH. J.Membr.Biol. 147, 95-104. Avella, M., Loriol, C., Boulukos, K., Borgese, F., & Ehrenfeld, J. (2010). SLC26A9 stimulates CFTR expression and function in human bronchial cell lines. J.Cell Physiol.

B

Bachmann, A., Russ, U., & Quast, U. (1999). Potent inhibition of the CFTR chloride channel by suramin. Naunyn Schmiedebergs Arch.Pharmacol. 360, 473-476.

Bakall, B., McLaughlin, P., Stanton, J. B., Zhang, Y., Hartzell, H. C., Marmorstein, L. Y., & Marmorstein, A. D. (2008). Bestrophin-2 is involved in the generation of intraocular pressure. Invest Ophthalmol.Vis.Sci. 49, 1563-1570.

Baron, A., Pacaud, P., Loirand, G., Mironneau, C., & Mironneau, J. (1991). Pharmacological block of Ca(2+)-activated Cl- current in rat vascular smooth muscle cells in short-term primary culture. Pflugers Arch. 419, 553-558.

Barro-Soria, R., Aldehni, F., Almaca, J., Witzgall, R., Schreiber, R., & Kunzelmann, K. (2010). ER-localized bestrophin 1 activates Ca2+-dependent ion channels TMEM16A and SK4 possibly by acting as a counterion channel. Pflugers Arch. 459, 485-497.

Barro-Soria, R., Schreiber, R., & Kunzelmann, K. (2008). Bestrophin 1 and 2 are components of the Ca(2+) activated Cl(-) conductance in mouse airways. Biochim.Biophys.Acta 1783, 1993-2000.

Bebok, Z., Collawn, J. F., Wakefield, J., Parker, W., Li, Y., Varga, K., Sorscher, E. J., & Clancy, J. P. (2005). Failure of cAMP agonists to activate rescued deltaF508 CFTR in CFBE41o- airway epithelial monolayers. J.Physiol 569, 601-615.

Becq, F. (2010). Cystic fibrosis transmembrane conductance regulator modulators for personalized drug treatment of cystic fibrosis: progress to date. Drugs 70, 241-259.

Becq,F. (2006). On the discovery and development of CFTR chloride channel activators. Curr.Pharm.Des 12, 471-484.

Becq, F., Mettey, Y., Gray, M. A., Galietta, L. J., Dormer, R. L., Merten, M., Metaye, T., Chappe, V., Marvingt-Mounir, C., Zegarra-Moran, O., Tarran, R., Bulteau, L., Derand, R., Pereira, M. M., McPherson, M. A., Rogier, C., Joffre, M., Argent, B. E., Sarrouilhe, D., Kammouni, W., Figarella, C., Verrier, B., Gola, M., & Vierfond, J. M. (1999). Development of substituted Benzo[c]quinolizinium compounds as novel activators of the cystic fibrosis chloride channel. J.Biol.Chem. 274, 27415-27425.

Becq, F., Verrier, B., Chang, X. B., Riordan, J. R., & Hanrahan, J. W. (1996). cAMP- and Ca2+-independent activation of cystic fibrosis transmembrane conductance regulator channels by phenylimidazothiazole drugs. J.Biol.Chem. 271, 16171-16179.

Becq, F., Jensen, T. J., Chang, X. B., Savoia, A., Rommens, J. M., Tsui, L. C., Buchwald, M., Riordan, J. R., & Hanrahan, J. W. (1994). Phosphatase inhibitors activate normal and defective CFTR chloride channels. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A 91, 9160-9164.

Becq, F., Fanjul, M., Merten, M., Figarella, C., Hollande, E., & Gola, M. (1993). Possible regulation of CFTR-chloride channels by membrane-bound phosphatases in pancreatic duct cells. FEBS Lett. 327, 337-342.

Bedwell, D. M., Kaenjak, A., Benos, D. J., Bebok, Z., Bubien, J. K., Hong, J., Tousson, A., Clancy, J. P., & Sorscher, E. J. (1997). Suppression of a CFTR premature stop mutation in a bronchial epithelial cell line. Nat.Med. 3, 1280-1284.

Beech, D.J. (2005). TRPC1: store-operated channel and more. Pflugers Arch. 451, 53-60. Benham, C. D., Gunthorpe, M. J., & Davis, J. B. (2003). TRPV channels as temperature sensors. Cell Calcium 33, 479-487.

Berger, A. L., Ikuma, M., & Welsh, M. J. (2005a). Normal gating of CFTR requires ATP binding to both nucleotide-binding domains and hydrolysis at the second nucleotide-binding domain. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A 102, 455-460.

Berger, A. L., Randak, C. O., Ostedgaard, L. S., Karp, P. H., Vermeer, D. W., & Welsh, M. J. (2005b). Curcumin stimulates cystic fibrosis transmembrane conductance regulator Cl- channel activity. J.Biol.Chem. 280, 5221-5226.

Bertrand, C. A., Zhang, R., Pilewski, J. M., & Frizzell, R. A. (2009). SLC26A9 is a constitutively active, CFTR-regulated anion conductance in human bronchial epithelia. J.Gen.Physiol 133, 421-438.

Bertrand, J., Boucherle, B., Billet, A., Melin-Heschel, P., Dannhoffer, L., Vandebrouck, C., Jayle, C., Routaboul, C., Molina, M. C., Decout, J. L., Becq, F., & Norez, C. (2010). Identification of a novel water soluble activator of wild-type and F508del CFTR: GPact-11a. Eur.Respir.J.

Best, J. A. & Quinton, P. M. (2005). Salivary secretion assay for drug efficacy for cystic fibrosis in mice. Exp.Physiol 90, 189-193.

Bianchet, M. A., Ko, Y. H., Amzel, L. M., & Pedersen, P. L. (1997). Modeling of nucleotide binding domains of ABC transporter proteins based on a F1-ATPase/recA topology: structural model of the nucleotide binding domains of the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR). J.Bioenerg.Biomembr. 29, 503-524.

Billet, A., Melin, P., Jollivet, M., Mornon, J. P., Callebaut, I., & Becq, F. (2010). The C- terminus of nucleotide binding domain 1 contains critical features for cystic fibrosis transmembrane conductance regulator trafficking and activation. J.Biol.Chem.

Bleich,M., Briel,M., Busch,A.E., Lang,H.J., Gerlach,U., Gogelein,H., Greger,R., & Kunzelmann,K. (1997). KVLQT channels are inhibited by the K+ channel blocker 293B Pflugers Arch. 434, 459-501.

Boucher, R. C., Cheng, E. H., Paradiso, A. M., Stutts, M. J., Knowles, M. R., & Earp, H. S. (1989). Chloride secretory response of cystic fibrosis human airway epithelia. Preservation of calcium but not protein kinase C- and A-dependent mechanisms. J.Clin.Invest 84, 1424-1431. Boucher, R. C., Stutts, M. J., Knowles, M. R., Cantley, L., & Gatzy, J. T. (1986). Na+ transport in cystic fibrosis respiratory epithelia. Abnormal basal rate and response to adenylate cyclase activation. J.Clin.Invest 78, 1245-1252.

Boulay, G., Zhu, X., Peyton, M., Jiang, M., Hurst, R., Stefani, E., & Birnbaumer, L. (1997). Cloning and expression of a novel mammalian homolog of Drosophila transient receptor potential (Trp) involved in calcium entry secondary to activation of receptors coupled by the Gq class of G protein. J.Biol.Chem. 272, 29672-29680.

Braun, J., Mundhenk, L., Range, F., & Gruber, A. D. (2010). Quantitative expression analyses of candidates for alternative anion conductance in cystic fibrosis mouse models. J.Cyst.Fibros.

C

Cabantchik, Z. I. & Greger, R. (1992). Chemical probes for anion transporters of mammalian cell membranes. Am.J.Physiol 262, C803-C827.

Callebaut, I., Eudes, R., Mornon, J. P., & Lehn, P. (2004). Nucleotide-binding domains of human cystic fibrosis transmembrane conductance regulator: detailed sequence analysis and three-dimensional modeling of the heterodimer. Cell Mol.Life Sci. 61, 230-242.

Caputo, A., Caci, E., Ferrera, L., Pedemonte, N., Barsanti, C., Sondo, E., Pfeffer, U., Ravazzolo, R., Zegarra-Moran, O., & Galietta, L. J. (2008). TMEM16A, a membrane protein associated with calcium-dependent chloride channel activity. Science 322, 590-594.

Chan, H. C., Kaetzel, M. A., Gotter, A. L., Dedman, J. R., & Nelson, D. J. (1994). Annexin IV inhibits calmodulin-dependent protein kinase II-activated chloride conductance. A novel mechanism for ion channel regulation. J.Biol.Chem. 269, 32464-32468.

Canessa,C.M., Schild,L., Buell,G., Thorens,B., Gautschi,I., Horisberger,J.D., & Rossier,B.C. (1994). Amiloride-sensitive epithelial Na+ channel is made of three homologous subunits. Nature 367, 463-467.

Chen,E.Y.; Bartlett,M.C.; Loo,T.W.; Clarke,D.M. (2004) The DeltaF508 mutation disrupts packing of the transmembrane segments of the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator. J.Biol.Chem. 279, 39620-39627.

Cheng, S. H., Gregory, R. J., Marshall, J., Paul, S., Souza, D. W., White, G. A., O'Riordan, C. R., & Smith, A. E. (1990b). Defective intracellular transport and processing of CFTR is the molecular basis of most cystic fibrosis. Cell 63, 827-834.

Chinet, T., Fajac, I., Ferec, C., Garcia, C. T., & Nguyen-Khoa, T. (2000). [Diagnosis of cystic fibrosis in adults]. Rev.Mal Respir. 17, 739-748.

Choo-Kang, L. R. & Zeitlin, P. L. (2001). Induction of HSP70 promotes DeltaF508 CFTR trafficking. Am.J.Physiol Lung Cell Mol.Physiol 281, L58-L68.

Clancy, J. P., Bebok, Z., & Sorscher, E. J. (1997). Purification, characterization, and expression of CFTR nucleotide-binding domains. J.Bioenerg.Biomembr. 29, 475-482.

Clapham, D. E., Montell, C., Schultz, G., & Julius, D. (2003). International Union of Pharmacology. XLIII. Compendium of voltage-gated ion channels: transient receptor potential channels. Pharmacol.Rev. 55, 591-596.

Clarke, L. L., Grubb, B. R., Gabriel, S. E., Smithies, O., Koller, B. H., & Boucher, R. C. (1992). Defective epithelial chloride transport in a gene-targeted mouse model of cystic fibrosis. Science 257, 1125-1128.

Corteling, R. L., Li, S., Giddings, J., Westwick, J., Poll, C., & Hall, I. P. (2004). Expression of transient receptor potential C6 and related transient receptor potential family members in human airway smooth muscle and lung tissue. Am.J.Respir.Cell Mol.Biol. 30, 145-154.

Cotten, J. F. & Welsh, M. J. (1997). Covalent modification of the regulatory domain irreversibly stimulates cystic fibrosis transmembrane conductance regulator. J.Biol.Chem. 272, 25617-25622.

Cunningham, S. A., Worrell, R. T., Benos, D. J., & Frizzell, R. A. (1992). cAMP-stimulated ion currents in Xenopus oocytes expressing CFTR cRNA. Am.J.Physiol 262, C783-C788. Curci, S., Debellis, L., Caroppo, R., & Fromter, E. (1994). Model of bicarbonate secretion by resting frog stomach fundus mucosa. I. Transepithelial measurements. Pflugers Arch. 428, 648-654.

Cuthbert, A. W. (2003). Benzoquinolines and chloride secretion in murine colonic epithelium. Br.J.Pharmacol. 138, 1528-1534.

Cutting, G. R., Kasch, L. M., Rosenstein, B. J., Zielenski, J., Tsui, L. C., Antonarakis, S. E., & Kazazian, H. H., Jr. (1990). A cluster of cystic fibrosis mutations in the first nucleotide- binding fold of the cystic fibrosis conductance regulator protein. Nature 346, 366-369.

D

Davis, P. B., Drumm, M., & Konstan, M. W. (1996). Cystic fibrosis. Am.J.Respir.Crit Care Med. 154, 1229-1256.

Dean, M., Hamon, Y., & Chimini, G. (2001). The human ATP-binding cassette (ABC) transporter superfamily. J.Lipid Res. 42, 1007-1017.

DeCarvalho, A. C., Ndi, C. P., Tsopmo, A., Tane, P., Ayafor, J., Connolly, J. D., & Teem, J. L. (2002). A novel natural product compound enhances cAMP-regulated chloride conductance of cells expressing CFTR[delta]F508. Mol.Med. 8, 75-87.

Dechecchi, M. C., Nicolis, E., Norez, C., Bezzerri, V., Borgatti, M., Mancini, I., Rizzotti, P., Ribeiro, C. M., Gambari, R., Becq, F., & Cabrini, G. (2008). Anti-inflammatory effect of miglustat in bronchial epithelial cells. J.Cyst.Fibros. 7, 555-565.

Derand, R., Bulteau-Pignoux, L., & Becq, F. (2003). Comparative pharmacology of the activity of wild-type and G551D mutated CFTR chloride channel: effect of the benzimidazolone derivative NS004. J.Membr.Biol. 194, 109-117.

Derand, R., Bulteau-Pignoux, L., & Becq, F. (2002). The cystic fibrosis mutation G551D alters the non-Michaelis-Menten behavior of the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) channel and abolishes the inhibitory Genistein binding site. J.Biol.Chem. 277, 35999-36004.

Derand, R., Bulteau-Pignoux, L., Mettey, Y., Zegarra-Moran, O., Howell, L. D., Randak, C., Galietta, L. J., Cohn, J. A., Norez, C., Romio, L., Vierfond, J. M., Joffre, M., & Becq, F. (2001). Activation of G551D CFTR channel with MPB-91: regulation by ATPase activity and phosphorylation. Am.J.Physiol Cell Physiol 281, C1657-C1666.

Devor, D. C. & Schultz, B. D. (1998). Ibuprofen inhibits cystic fibrosis transmembrane conductance regulator-mediated Cl- secretion. J.Clin.Invest 102, 679-687.

Devor, D. C., Singh, A. K., Bridges, R. J., & Frizzell, R. A. (1996). Modulation of Cl- secretion by benzimidazolones. II. Coordinate regulation of apical GCl and basolateral GK. Am.J.Physiol 271, L785-L795.

Doring, G. (1996). Mechanisms of airway inflammation in cystic fibrosis. Pediatr.Allergy Immunol. 7, 63-66.

Dormer, R. L., Harris, C. M., Clark, Z., Pereira, M. M., Doull, I. J., Norez, C., Becq, F., & McPherson, M. A. (2005). Sildenafil (Viagra) corrects DeltaF508-CFTR location in nasal epithelial cells from patients with cystic fibrosis. Thorax 60, 55-59.

Dormer, R. L., Derand, R., McNeilly, C. M., Mettey, Y., Bulteau-Pignoux, L., Metaye, T., Vierfond, J. M., Gray, M. A., Galietta, L. J., Morris, M. R., Pereira, M. M., Doull, I. J., Becq, F., & McPherson, M. A. (2001). Correction of delF508-CFTR activity with benzo(c)quinolizinium compounds through facilitation of its processing in cystic fibrosis