Activité enzymatique

a) Métabolisme carboné.

La pulpe du fruit joue le rôle d’un organe de stockage avec la mobilisation de nutriments carbonés solubles, des feuilles, organes ‘source’ vers le fruit, organe ‘puit’ contre un gradient de concentration, qui deviennent insolubles sous forme d’amidon. L’activité photosynthétique de la peau des fruits est négligeable en comparaison de celle des feuilles (Chauhan et Pandey, 1984). Dès 1943, Leley et al. repris en 1975 par Lodh et Pantastico notent une augmentation de l’amidon de 1 à 13 % du poids de matière fraîche (MF) du fruit dans les différents cultivars de mangues pendant la phase de maturation. Ces données sont confirmées par Bernades Silva (2007) qui note une progression de 2 à 7 % du poids de MF sur le cv. Keitt. Il suggère que l’amidon constituerait la source principale de carbone pour la libération de sucres solubles (figure 7). Cependant en 2003, il avait observé que la teneur en amidon des fruits immatures n’est pas corrélée avec la teneur en sucres solubles des fruits mûrs et qu’il existe un approvisionnement continu de la plante en éléments carbonés en fonction des différents cultivars. Ces travaux mentionnent entre 2.5 % à 9 % d’amidon du poids MF pour, respectivement, le cv. Van Dyke et le cv. Palmer à maturité mais il montre aussi qu’à ce stade, plus de la moitié de la teneur en amidon s’est déjà dégradée.

hexokinase

 UTP glucose‐1‐phosphate  uridylyltransferase  UDP‐glucose pyrophosphorylase  a‐D‐glucosyl transferase 

sucrose phosphate synthase sucrose phosphatase       α‐ amylase  1,4‐α‐D‐glucan glucanohydrolase   

2 1,4-

1 1,4-

Figure 8. Métabolisme de dégradation de l’amidon et de synthèse du sucrose dans les

La figure 8 illustre le métabolisme des sucres et de la dégradation de l’amidon qui sont régulés par différentes enzymes particulièrement l’α-amylase (Mattoo et al., 1975) mais également la β-amylase et, l’amidon phosphorylase et d’autres isoamylases ou hydrolases pour le cv. Keitt (Bernades Silva, 2007). En effet si l’α-amylase est capable d’initier la dégradation des grains d’amidon et de promouvoir l’endo-hydrolyse des polysaccharides, d’autres enzymes peuvent contribuer à la dépolymérisation complète de ces derniers. Mattoo et Modi (1970) précisent cependant que le mésocarpe des mangues immatures des cv. Haden et cv. Alphonso contient également un inhibiteur de l’α-amylase qui permet l’accumulation d’amidon malgré l’activité croissante de l’amylase. Ce dernier n’est pas détectable dans les mangues mûres (Mattoo et Modi, 1969 ; Kamath et al., 1987).

Pratiquement absents en début de croissance dans la pulpe des mangues, les sucres solubles, qui sont principalement le saccharose, le glucose et le fructose augmentent progressivement jusqu’à fin de la prématuration (Hulme, 1971). Bernades Silva (2007) mentionne que les quantités de sucres solubles varient aussi selon les cultivars à la fin de la maturation : 12 % de MF pour le cv. Haden et le cv. Tommy Atkins, 9.8 % pour le cv. Palmer et 7.5 % pour le cv. Van Dyke. Il observe que pour le cv. Keitt (figure 7), les sucres solubles augmentent jusqu’à atteindre 10 % du poids frais mais cette élévation affecte uniquement le fructose et le saccharose alors que le glucose décroît. Ces résultats sont confirmés par ceux de Léchaudel (2004) qui note pour le fructose et le saccharose des pics maxima, respectivement, de 0.4 g et 1.25 g /g de (MS) structurale au cours du mûrissement. Le saccharose est donc le sucre principal contenu dans les mangues mûres. C’est l’enzyme saccharose-phosphate synthase (EC : 2.4.1.14) qui est responsable de sa synthèse à partir des hexoses phosphates (Hubbard et

al., 1991 ; Castrillo et al., 1992) comme le montre la figure 8. La saccharose-synthase (EC :

2.4.1.13) dans le cytosol catalyse, quant à lui, une réaction réversible qui va dégrader le saccharose et l’UDP en de l’UDP-glucose et du fructose. Les invertases (EC : 3.2.1.26) vont catalyser, dans le cytosol et les vacuoles, l’hydrolyse du diholoside en fructose et en glucose. Il semble que l’accumulation du saccharose pendant le mûrissement de la mangue résulte d’une balance entre dégradation et synthèse en fonction des stimuli reçus pendant cette phase (Castrillo et al., 1992). Mukherjee (1997) suggère que la quantité de saccharose est trois à quatre fois supérieure du fait de l’hydrolyse de l’amidon et représente 15 à 20 % des Extraits Secs Solubles (ESS) dans une mangue mûre. Par ailleurs Chaplin et al. (1990) observent que le centre du mésocarpe a un ESS supérieur aux zones périphériques.

b) Dégradation des parois cellulaires

Des changements chimiques et structuraux des polysaccharides des parois cellulaires (polysaccharides pectiques, celluloses, hémicelluloses et protéines) vont également accompagner la phase de mûrissement et entrainer le ramollissement de la chair des mangues

(Lazan et al., 1986 ; Sozzi et al., 1996). La dégradation des parois cellulaires du mésocarpe se

fait sous l’effet conjoint de différentes hydrolases, enzymes de polymérisation des parois cellulaires et plus particulièrement la polygalacturonase (Chaimanee, 1992). Cette dernière est composées de deux isoenzymes : l’endopolygalacturonase pour la solubilisation des fractions de pectines et l’exopolygalacturonase pour catalyser la dégradation de cette fraction de pectine solubilisée pour une hydrolyse complète. Une variabilité d’activité de la polygalacturonase et de ses deux isoenzymes est observée chez différents cultivars. L’activité de la polygalacturonase du cv. Nam Doc Mai est soixante dix fois plus importante que celle du cv. Keitt (Lazan al., 1986). De plus, Chaimanee (1992) démontre que pour ce même cultivar l’activité de l’exopolygalactorunase dépasse largement l’activité de l’endopolygalacturonase et ne peut pas expliquer à elle seule le ramollissement des mangues. Les cellulases ou endo-β-(1-3) glucanases, glycosidases et pectinesterases, autres enzymes des parois cellulaires ont également été impliquées dans le ramollissement des mangues respectivement pour la dégradation des fractions de pectines, des résidus des sucres neutres (galactosyl, arabinosyl et rhamanosyl) et des pectines méthylées (Roe et Bruemmer, 1981 ; Lazan et al., 1986 ; Ali et al., 1995).

Le ramollissement des tissus du mésocarpe se fait de l’intérieur vers l’extérieur (Chaplin et

al., 1990) et non en suivant longitudinalement l’axe du fruit comme cela avait été démontré

sur dattes et avocats (Hasegawa et al., 1969 ; Pesis et al., 1978). Chaplin et al. (1990) observent cependant que la différence de fermeté entre le centre et les régions périphériques varie selon les cultivars, que le mésocarpe à l’apex du fruit est plus mou que le centre du fruit pour le cv. Keitt et que la région pédonculaire pour le cv. Kensington.

c) Synthèse de l’éthylène

La production d’éthylène est faible pendant la maturation du fruit. Le mûrissement du fruit de la mangue est initié par un pic climactérique. Ce dernier se traduit par une intensité respiratoire et un dégagement d’éthylène qui augmentent brutalement (Cua et Lizada, 1990) atteignant 0.02 à 0.08 ppm selon les différents cultivars (Burg et Burg, 1961). Ces phénomènes interviennent pour le cv. Keitt, comme le démontre la figure 7, respectivement

Figure 9. Biosynthèse de l’éthylène chez les végétaux supérieurs. Les numéros indiquent les

différents enzymes impliqués. SAM, S-adénosyl méthionine ; ACC, acide carboxylique 1-amino cyclopropane (Gomez-Lim et al., 1997).

Figure 10. Régulation du mûrissement des fruits climactériques. Exemple du melon. Pech et al. (2008)

huit jours et trois jours après la récolte (Bernades Silva, 2007). La figure 9 décrit l’activité de deux enzymes qui vont catalyser l’une, la conversion de la S-adenosylmethionine (SAM) en acide 1-aminocyclopropane-1-carboxylique (ACC) et l’autre, l’ACC en éthylène. Il s’agit de l’ACC synthase et de l’ACC oxydase.

Pech et al. (2008) mentionnent dans leur synthèse bibliographique que la désactivation de

l’expression de l’ACC synthase et l’ACC oxydase permet une forte inhibition du mûrissement. Ainsi les gènes codant pour le mûrissement des fruits sont régulés par l’éthylène mais ces auteurs observent également une régulation indépendante de l’éthylène sur tomate et sur melon (figure 10). Ainsi dans ces recherches menées par Pech et al. (2008), la coloration de la pulpe, l’accumulation des sucres et la perte d’acidité de la pulpe seraient des paramètres de mûrissement indépendants de la production d’éthylène. Par contre le jaunissement de la peau, le ramollissement de la chair, le développement d’une zone d’abscission sur le pédoncule, la formation de l’arôme et l’accroissement de la respiration seraient partiellement ou totalement régulés par l’éthylène.