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Implication de la voie de signalisation Notch dans
l’organisation précoce du prosencéphale de l’embryon de
poulet : application à la physiopathologie de
l’holoprosencéphalie
Leslie Ratié
To cite this version:
Leslie Ratié. Implication de la voie de signalisation Notch dans l’organisation précoce du prosencéphale de l’embryon de poulet : application à la physiopathologie de l’holoprosencéphalie. Science des pro-ductions animales. Université Rennes 1, 2013. Français. �NNT : 2013REN1S176�. �tel-01126833�
THÈSE / UNIVERSITÉ DE RENNES 1
sous le sceau de l’Université Européenne de Bretagne
pour le grade de
DOCTEUR DE L’UNIVERSITÉ DE RENNES 1
Mention : Biologie
Ecole doctorale VAS
présentée par
Leslie Ratié
Préparée à l’unité de recherche UMR6290-CNRS
Institut de Génétique et Développement de Rennes
Université de Rennes 1
Thèse soutenue à Rennes le 19 Décembre 2013
devant le jury composé de :
Heater ETCHEVERS
Chargé de recherche 1, INSERM U910/ rapporteur
Fabienne PITUELLO
Directeur de recherche 2, CNRS, UMR5547/ rapporteur
Marie-Dominique GALIBERT-ANNE
Professeur des universités, Université de Rennes1 / examinateur
Valérie DUPÉ
Chargé de Recherche 1, INSERM UMR6290 / directeur de thèse
Implication de la voie
de signalisation Notch
dans l’organisation
précoce du
prosencéphale
de l’embryon de poulet
Application à la physiopathologie
de l’Holoprosencéphalie
À mes parents pour leur soutien infaillible, À mon frère qui foule lui aussi le chemin tortueux mais ô combien enrichissant de la thèse
Remerciements
En ce début de manuscrit, je souhaite adresser mes remerciements aux membres du jury, Heather Etchevers, Fabienne Pituello et MarieDominique GalibertAnne, qui ont accepter d’être rapporteurs et examinateurs de cette thèse.
De même, je remercie Claude Prigent et toute l’équipe de direction pour m’avoir accueilli au sein de l’Institut de Génétique et Développement de Rennes.
Bien évidemment je tiens à remercier très chaleureusement Valérie Dupé et Véronique David pour m’avoir encadrée lors de mon doctorat. Leurs conseils toujours avisés et leur investissement m’ont permis d’apprendre un peu plus chaque jour. Leur confiance, leur enthousiasme et leur soutien dans les moments heureux ou plus difficiles ont fait de ces années de thèse un épisode inoubliable.
Je remercie vivement Isabelle Gicquel qui m’a accompagné un bon bout de cette thèse, m’a beaucoup apporté tant dans le domaine scientifique que personnel et qui a contribué à la réalisation de ce travail. De même, je souhaite remercier tous ceux qui ont travaillé à mes côtés dans l’équipe : Christèle pour son aide, sa réactivité et sa gentillesse, Daniel, Sandra, Florence, Hélène pour ses gags sympathiques, Houda pour sa détermination, Julien pour son dévouement auprès de Bruno, bien évidemment Michelle pour ses leçons d’anglais, son travail titanesque, sa précieuse collaboration et pour le plaisir d’entendre le français avec l’accent britannique, et Charlotte qui reprend le flambeau de thésard !
Je tiens également à adresser mes remerciements à ma tutrice Sophie Langouet Prigent ainsi qu’aux membres de mon comité de thèse, Stéphanie LeBras, Cédric LeCaignec et Christophe Hitte qui m’ont suivi et guider tout au long de cette expérience.
Dans ces remerciements, je souhaite faire une petite dédicace spéciale à mon cher Stéphane, ce MacGyver de l’Institut. Merci à lui pour son travail, pour ses encouragements et pour tous nos échanges souvent à la pause café et devant une petite mousse. Et dernièrement merci à lui pour avoir même réussi à me dépanner avec un bidon d’huile d’olive….
Merci également à mes amis thésards puisque c’est sur, la solidarité est de mise quand on est dans le même bateau. Plus particulièrement, je souhaite remercier du fond du cœur, Manu, mon poto et surtout frangin de thèse, avec qui j’ai partagé tous les moments importants de ces 3 années au labo et en dehors. Il a su trouver les mots quand il le fallait et j’espère que notre amitié continuera fort fort longtemps puisque j’ai bien juré craché à Sophie de veiller sur lui !
Après bien sur, il y a « les gars » (comme on dit dans les couloirs) que je remercie pour l’ambiance chaleureuse, leurs coups de mains, les soirées à l’Amaryllis, les tennis, les picnics,
leurs encouragements le long des parcours de triathlon puis tout le reste mais surtout leur bonne humeur : Joce mon rabbitsitter, Benoit qui râle mais qui est le plus gentil, Nico charges comprises Loyer, Renaud un des rares qui connaît les règles de rugby, Ghislain ce gentleman qui a même un terrain de tennis, les anciens Pierre, Amaury et Massi. Et puis bien sur il y a les « copines » Nabila, qui m’a montré la voie, Claire, ma partenaire triathlète, Géraldine cette maman d’enfer, Ewa ma première prof d’anglais, Olivia ma première prof de québécois…et tous les autres qui font parti de cette grande famille et que j’ai peut être oublié parce que vous avez bien fini par vous rendre compte que j’avais une mémoire de poisson rouge.
En parlant de poisson rouge, je remercie Flic, Flac et Plouf mes petits poissons qui ont grandi en me regardant pipetter de leur joli bocal erlenmeyer géant et qui m’ont quitté trop vite…
Je souhaite remercier tous les membres de l’Institut avec lesquels j’ai pu échanger au cours de ma thèse : les Stéphanies, Anne, Virginie, les Géraldines, Nadine, Nathalie, Les Isabelles, les Gérards, Edouard, Clotilde, Christophe, Thomas, Pascale, Guillaume, Patricia, Aude, AnneGaelle, Laura, Chris, Blanca, Anthony, Elise, Laëtitia, Solange, Morgane, Françoise, Pauline…enfin voilà plus tous ceux (oui en fait la liste est assez longue) qui ont partager mes moments de doutes mais plus souvent de bonheur et de rigolade au cours de ces années.
Un gigantesque merci à Romain, qui a affronté la dernière partie de ma thèse, et non la moindre, avec une solidité qui m’a permis de dépasser mes limites. J’adresse aussi un grand merci à mes amis de Rennes et d’autres horizons : Charlotte, Amélie, Mélanie, Aurore, Marion, Greg, Alex, Marion, Sylvain, Sophie, Tatiana, Yann et surement d’autres…
Pour finir, j’ai souhaité dédié ce manuscrit et l’aboutissement de mes années d’études à mes parents et à mon petit frère, puisque voilà, j’agrandi le cercle des docteurs Ratié mais surtout je voulais les remercier pour m’avoir soutenu dans tout ce que j’ai entrepris jusqu’à maintenant même dans mes cas d’échecs et pour être présent dès qu’il le faut, me montrant ainsi que je pourrai toujours compter sur eux. Alors ne vous épuisez pas trop mes chers parents, car Gildas marche dans mes pas…
« Dans les sciences, le chemin est plus important que le but » Erwin Chargaff
SOMMAIRE
Table des illustrations ... 1 Table des tableaux ... 3 Liste des abréviations ... 5 AVANTPROPOS ... 9 INTRODUCTION ... 13 Développement précoce du cerveau antérieur chez les vertébrés ... 13 1. L’induction neurale... 13 1.1. Apparition de la ligne primitive ... 15 1.2. Formation de la plaque préchordale ... 17 1.2.1. La voie de signalisation Shh ... 19 1.2.2. La voie de signalisation Nodal ... 21 1.2.3. La voie des BMP ... 23 2. Régionalisation du tube neural ... 23 2.1. Régionalisation antéropostérieure de la plaque neurale ... 23 2.2. Régionalisation dorsoventrale ... 25 3. Segmentation du cerveau antérieur ... 29 3.1. Le télencéphale ... 29 3.1.1. Morphologie du télencéphale ... 29 3.1.2. Formation du télencéphale ... 31 3.2. Le diencéphale ... 33 3.2.1. Morphologie et modèle prosomérique du diencéphale ... 33 3.2.2. Formation du diencéphale ... 35 4. L’hypothalamus, structure ventrale du diencéphale ... 37 4.1. Induction de l’hypothalamus ... 37 4.1.1. Rôle de SHH, BMP7 et TBX2 ... 37 4.1.2. Action de Nodal ... 39 4.1.3. Rôle du gradient Wnt ... 41 4.2. Spécification de l’hypothalamus ... 41
4.3. Guidage axonal des neurones de l’hypothalamus ventral ... 45
4.4. Pathologies associées ... 47
5. Modèles animaux ... 51
5.1. Modèle d’embryon de poulet ... 51
5.2. Intérêt du modèle d’embryon de poulet ... 51
5.3. Modèle d’embryon de souris ... 53
II. L’ Holoprosencéphalie, une pathologie du cerveau antérieur ... 57
1. Définition ... 57
2. Sévérité et classification anatomique ... 57
3. Pronostic ... 59
4. Etiologie de l’HPE ... 59
4.1. La voie Shh, majeure dans d’Holoprosencéphalie ... 63
4.2. La voie Nodal... 67 4.3. SIX3 et HPE ... 69 4.4. ZIC2 et HPE ... 69 4.5. TGIF et HPE ... 69 4.6. La voie FGF ... 71 5. Le modèle multihit ... 71
5.1. Le digénisme chez l’Homme ... 71
5.2. Le digénisme chez le modèle murin... 73
6. Travaux de l’équipe sur l’Holoprosencéphalie ... 75
III. La voie de signalisation Notch chez les vertébrés ... 81 1. Mécanismes moléculaires de la voie Notch ... 81 1.1. Les récepteurs Notch ... 81 1.2. Les ligands de Notch : familles Delta et Serrate ... 85 1.3. Etape régulatrice critique : le clivage par la sécrétase ... 87 1.4. La translocation du NICD et activation des effecteurs ... 89 1.5. Les facteurs de transcription Hes/Hey, cibles directes de la voie Notch ... 91 2. La voie Notch au cours de la neurogenèse chez les vertébrés ... 93 2.1. Mécanisme cellulaire de la neurogenèse ... 93 2.2. La voie Notch et le développement du SNC dans le modèle murin... 95 3. Rôle des facteurs de transcription de type bHLH dans la neurogenèse ... 97 3.1. Les gènes proneuraux ... 97 3.2. La détermination neurale liée aux gènes proneuraux ... 101 3.3. Antagonisme entre les facteurs de transcription bHLH proneuraux et Hes/Hey ... 103 3.4. Les protéines Id ... 107 4. L’inhibition latérale ... 107
4.1. Mode d’action de la voie Notch par inhibition latérale ... 107
4.2. Cibles des gènes proneuraux ... 109
4.2.1. La voie Notch ... 109
4.3.3. Effecteurs du cycle cellulaire ... 113
5. Interaction de la voie Notch avec d’autres voies de signalisation ... 113
4. Dysfonctionnement de la voie Notch et maladies chez l’Homme ... 115
4.1. Cancers... 115
4.2. Maladies héréditaires ... 117
4.3. Dll1 et Holoprosencéphalie ... 119
OBJECTIFS DE LA THESE ... 121
Validation de l’implication de la voie de signalisation Notch dans l’Holoprosencéphalie ... 121
Le modèle multihit pour l’Holoprosencéphalie : Etude clinique chez l’homme puis moléculaire chez l’embryon de poulet ... 123
RÉSULTATS ... 125
Partie 1. ... 125
Article 1. NOUVEAUX GÈNES SUREXPRIMÉS LORS DE L’INACTIVATION DE LA VOIE NOTCH AU COURS DU DÉVELOPPEMENT HYPOTHALAMIQUE ... 125 EXPRESSION DYNAMIQUE DE NOUVEAUX MARQUEURS DE NEUROGENÉSE DANS LE SYSTEME NERVEUX EMBRYONNAIRE ... 171 1. Dynamic expression in placodal cells of markers of later neurogenesis steps, Nhlh1 and Stmn2 ... 171 2. Dynamic expression in placodal cells for three novel neuronal markers, Chga, Tagln3 and Cntn2 ... 175 3. Coexpression of Nhlh1, Chga and Tagln3 and Cntn2 in epibranchialderivated ganglia ... 179 4. Coexpression of Nhlh1 and Chga in cells of lateral olfactory tract ... 181 LE GÈNE SHH EST RÉGULÉ PAR LA VOIE NOTCH AU NIVEAU DE LA LIGNE MÉDIANE ... 183
1. Plusieurs marqueurs de l’identité hypothalamique sont sousexprimés en absence d’activité Notch. ... 185
2. Les marqueurs de neurogenèse sont sous exprimés en présence de cyclopamine ... 189
Partie 2. ... 193
Article 2. NOUVELLES DONNÉES CONCERNANT LES CORRÉLATIONS GÉNOTYPEPHÉNOTYPE DANS UNE SÉRIE EUROPÉENNE DE CAS D’HOLOPROSENCÉPHALIE ... 193
Article 3. L’INHIBITION DOSEDÉPENDANTE DE NODAL ET SHH CONDUIT A UN PHÉNOTYPE DE TYPE HPE CHEZ L’EMBRYON DE POULET ... 215
DISCUSSION GENERALE ET PERSPECTIVES ... 235
La voie de signalisation Notch agit par inhibition latérale au sein de l’hypothalamus en développement ... 235
Une déficience de la voie Notch entraîne une neurogenèse précoce par perte de l’inhibition
latérale ... 243
Caractérisation de nouvelles cibles de la boucle de régulation Notch/gènes proneuraux dans des territoires neurogéniques ... 247
Ascl1 orchestre la neurogenèse de l’hypothalamus ... 247
De nouveaux gènes cibles d’Ascl1 sont des marqueurs de l’hypothalamus ... 251
Nouveaux acteurs généraux de la neurogenèse ... 257
Perspectives ... 259
Notch, une nouvelle voie de signalisation dans l’Holoprosencéphalie ... 263
La voie de signalisation Notch et l’Holoprosencéphalie ... 263
Notch régule l’expression de Shh dans la plaque neurale antérieure ... 267
CONCLUSION ... 273 RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 275 ANNEXES ... 303 Annexe 1. ... 303 Article 4. Des analyses de CGHarray suggèrent une hétérogénéité génétique du Rhombencéphalosynapsis. ... 303 Annexe 2. ... 317 Poster présenté lors du congrès « British societies of Cellular Biology and Developpemental Biology », Coventry, Angleterre. ... 317
TABLE
DES ILLUSTRATIONS
Figure 1. La ligne primitive. ... 14
Figure 2. Voies de signalisations Nodal et BMP et leur antagonisme. ... 16
Figure 3. Expérience d’ablation de la plaque préchordale. ... 18
Figure 4. Signalisation Sonic Hedgehog ... 20
Figure 5. Représentation schématique des voies de signalisation lors de la régionalisation antéropostérieure de la plaque neurale. ... 24
Figure 6. Interactions entre Shh et Gli3 au sein du tube neural. ... 26
Figure 7. Représentation simplifiée des différentes interactions entre voies de signalisation et facteurs de transcription au cours de la régionalisation dorsoventrale du prosencéphale. ... 26
Figure 8. Schéma de la segmentation du cerveau embryonnaire chez l’Homme. ... 28
Figure 9. Représentation schématique du télencéphale ... 28
Figure 10. Représentation des voies de signalisation dans le télencéphale en formation. .... 32
Figure 11. Représentation schématique des patrons d’expression des principaux gènes de molécules de signalisation ou de facteurs de transcription du diencéphale... 34
Figure 12. Représentation schématique des patrons d’expressions de facteurs de transcription et molécules de signalisation au sein du diencéphale. ... 34
Figure 13. Représentation schématique de la formation de l’hypothalamus. ... 38
Figure 14. Les différents noyaux de l’hypothalamus. ... 42
Figure 15. Etapes du développement embryonnaire chez le poulet de 4h à 72h. ... 50
Figure 16. Représentation des différentes formes principales d’HPE. ... 56
Figure 17. Proposition d’un réseau de gènes impliqués dans le développement du cerveau antérieur et identifiés dans des cas d’Holoprosencéphalie. ... 70
Figure 18. Défauts craniofacial et squelettique chez des mutants Gas1 et Shh. ... 74
Figure 19. Cartographie répertoriant les délétions et les gènes impliqués dans l’HPE. ... 76
Figure 20. Comparaison des expressions de Dll1 et Fgf8 chez des embryons de poulet en conditions normales et lors de l’inhibition de la voie Fgf. ... 78
Figure 21. Structure moléculaire des récepteurs Notch et des ligands chez les vertébrés. .... 82
Figure 22. Schématisation de la voie de signalisation Notch. ... 86
Figure 23. Neurogenèse au sein du cerveau antérieur en développement. ... 94
Figure 24. Les gènes proneuraux ... 98
Figure 25. Représentation simplifiée de la boucle de régulation entre les facteurs bHLH ... 104
Figure 26. Représentation schématique du mécanisme d’inhibition latérale. ... 108
Figure 27. Différentes cibles des protéines proneurales. ... 112
Figure 28. Les différentes étapes de la culture roller d’embryons de poulet. ... 126
Figure 29. Expression of neuronal markers in the developing chick nervous system detected by in situ hybridisation. ... 172
Figure 30. Coexpression of panneural marker, HuC/D and novel markers ... 174
Figure 31. Une perte systématique de l’expression de Shh dans l’hypothalamus en développement ... 184
Figure 32. Validation de l’expression différentielle de Nkx2.1 et Nkx2.2 chez des embryons traités au DAPT ... 186
Figure 33. Localisation de la perte d’expression d’Ascl1, Nhlh1 et Tagln3 chez des embryons traités à la cyclopamine ... 190
2
TABLE
DES TABLEAUX
Tableau 1. Exemples de signes radiologiques des formes classiques d’HPE. ... 56 Tableau 2. Cas de digénisme rapportés chez l’Homme. ... 72 Tableau 3. Brève description des phénotypes au niveau du système nerveux central chez des souris mutantes pour les principaux gènes de la voie Notch (A) et les principaux gènes proneuraux (B). ... 96 Tableau 4. Maladies humaines associées à des gènes de la voie Notch et les phénotypes de souris homozygotes mutantes correspondantes. ... 116 Tableau 5 : Valeurs d’expression différentielles obtenues lors de l’analyse transcriptomique sur des embryons traités à la cyclopamine. ... 188
4
LISTE
DES ABRÉVIATIONS
ADN : acide désoxyribonucléique Ascl1 : achaetescute complex like1 AR : Acide rétinoïque bHLH : Basic helixloophelix BMP : Bone Morphogenic protein CDON (ou CDO) : Cell adhesion moleculerelated/downregulated by oncogenes homologues CGH : Comparative genomic hybridization DISP1 : Dispatched homolog 1 DKK1 Dickkopf homolog 1 Dll1 : Deltalike1 DRG : dorsal root ganglia (ganglion rachidien) EVA : Endoderme viscéral antérieur FGF : Fibroblast growth factor GAS1 : Growth arrestspecific 1 GLI2 : GLI family zinc finger 2 GLI3 : GLI family zinc finger 3HH : HamburgerHamilton (auteurs d’une table de développement du poulet) Hes : Hairy enhancer of split Hey: Hairy/E(spl)related with YRPW motif HIS : Hybridation in situ HPE : Holoprosencéphalie MLPA : Multiplex ligationdependent probe amplification MLF : Medial longitudinal fascile NICD : Notch intra cellular domain Neurog : Neurogénines NODAL : Nodal homolog PTCH1 : Patched 1 RES : Rhombencéphalosynapsis SHH : Sonic Hedgehog
6
SIX3 : Sine oculis homeobox homolog 3 SMAD : Small mothers against dpp SNC : Système nerveux central TDGF1 : Teratocarcinomaderived growth factor 1 TGFb : Transforming growth factor b TGIF : TGFbinduced factor homeobox 1 TPOC : tract of the postoptic commissure Wnt : Wingless/Int ZIC2 : Zic family member 2 ZLI : Zona limitans intrathalamica Nomenclature génétique officielle utilisée
EspècesHumains, domestiques Primates, Souris, Rat, Poulet Poisson Drosophile Nom du
gène
insulinlike growth factor
insulinlike growth
factor cyclops hedgehog
Symbole du
gène IGF1 Igf1 cyc hh
Symbole de
la protéine IGF1 IGF1 Cyc
Hh ou Hedgehog
8
AVANT
PROPOS
Au sein de l’équipe où j’ai effectué mon travail de thèse, nous nous intéressons à une pathologie nommée l’Holoprosencéphalie (HPE). Cette pathologie implique une anomalie qui se met en place au cours du développement embryonnaire précoce du cerveau antérieur qui est lié à un défaut de formation de la ligne médiane. Aujourd’hui il est clair que des déficiences de la voie de signalisation Sonic Hedgehog (Shh) conduisent à l’apparition d’un phénotype HPE. Dans une moindre mesure, d’autres voies de signalisation ont été impliquées dans cette pathologie, telles que les voies Nodal ou Fgf.
L’équipe Génétique des Pathologies Liées au Développement s’appuie sur un centre de référence pour cette pathologie qui a permis le recrutement d’une cohorte regroupant des individus atteints, au niveau national et international. Au cours de ma thèse au sein de l’équipe, j’ai contribué aux études de génomique moléculaire réalisées par hybridation comparative du génome (CGHarray) sur la cohorte ainsi qu’au regroupement des données collectées par l’équipe pour réaliser une base de données dédiée. Ces travaux ont permis à l’équipe de générer un profil de corrélation entre le phénotype et le génotype des patients HPE.
Dans l’introduction, j’exposerai le contexte dans lequel l’HPE se met en place. Pour cela je résumerai de façon générale les différentes phases du développement cérébral chez les vertébrés. Dans un deuxième temps, je définirai l’HPE, puis je me concentrerai sur la voie de signalisation moléculaire Notch qui a récemment été impliquée par l’équipe dans cette pathologie (Dupé et al., 2011).
Lorsque j’ai débuté ma thèse, le rôle de la voie Notch au cours du développement précoce du cerveau antérieur n’avait pas été décrit. Il était alors difficile d’aborder le rôle de la voie Notch à des stades très précoces du développement à l’aide de souris transgéniques puisque la perte de fonction Notch s’accompagne d’une létalité très précoce des embryons. Afin d’observer les effets de l’inactivation de la voie Notch sur la régionalisation du cerveau nous avons choisi d’utiliser le modèle d’embryon de poulet. J’ai mis en place l’inactivation
10
Ce modèle m’a permis d’aborder le rôle de la voie Notch dans la mise en place du cerveau antérieur chez les vertébrés par analyse transcriptomique et analyse de patron d’expression de gènes.
Les principaux résultats décrits dans ce manuscrit démontrent l’existence d’un rôle précoce de la voie Notch au cours du développement du plancher du cerveau antérieur chez l’embryon de poulet. En particulier, mes résultats précisent le rôle de cette voie au cours de la neurogenèse au sein de l’hypothalamus. Grâce à ces travaux de nouvelles cibles de la voie Notch ont été identifiées puis caractérisées au cours du développement embryonnaire précoce.
12
INTRODUCTION
Développement
précoce du cerveau antérieur chez les
vertébrés
Au cours du développement embryonnaire, la mise en place de la ligne médiane du cerveau antérieur survient après l’induction neurale, la mise en place de l’axe antéro postérieur et la spécification des structures du cerveau antérieur. Cependant, ces différents processus se chevauchent dans le temps et impliquent souvent les mêmes acteurs. Je résume donc ici les premiers stades de développement du cerveau antérieur afin de fournir une vision globale de ces différents processus
L’induction du cerveau antérieur débute au cours de la gastrulation et est étroitement liée à la spécification de l’identité neurale de l’ectoderme embryonnaire. Quels sont les mécanismes du développement qui conduisent à la mise en place du cerveau antérieur ?
1. L’induction neurale
Après la fécondation, une active multiplication mitotique aboutit à un ensemble cellulaire à faible niveau d’organisation. Cela correspond à la phase de segmentation. Elle est suivie de la prégastrulation où se forme le disque embryonnaire didermique. Un dédoublement de la masse cellulaire interne se met en place pour former l’épiblaste et l’hypoblaste chez l’embryon de poulet (la structure équivalente de l’endoderme viscéral antérieur (EVA) de la souris et de l’Homme). Puis la gastrulation va conditionner l’organisation interne de l’individu selon des axes corporels caractéristiques de l’espèce considérée. A partir de l’épiblaste, les trois feuillets embryonnaires principaux vont se développer : l’ectoderme, le mésoderme et l’endoderme. L’ectoderme va se modifier pour donner le neurectoderme et l’épiderme. Le mésoderme est à l’origine des organes comme le
14 Figure 1. La ligne primitive.
A. Vue dorsale. La flèche rouge indique la direction de migration des cellules de l’épiblaste qui induiront plus tard le processus notochordal. Ant : antérieur ; D : droite ; Dor : dorsal ; G : gauche ; Post : postérieur ; Ven : ventral (D’après www.embryology.ch). B. Vue transversale au niveau du sillon primitif lors de la gastrulation. Les flèches noires indiquent les mouvements d’invagination des cellules épiblastiques de l’ectoderme primitif pour former les 3 feuillets embryonnaires. Le neurectoderme est différencié au niveau antérieur du nœud de Hensen ce qui constituera plus tard la plaque neurale (D’après (Dias and Partington, 2004).
cœur ou les muscles ainsi que des éléments du squelette. L’endoderme permettra le développement des appareils digestif et respiratoire.
Il existe chez les vertébrés des centres organisateurs du cerveau antérieur qui se trouvent en dehors du système nerveux en développement. Ces organisateurs non neuraux agissent avant et au cours de la gastrulation pour induire l’identité neurale et l’identité antéropostérieure. Par la suite, ils vont induire les centres organisateurs au sein même du cerveau antérieur. Ces organisateurs non neuraux comprennent l’endoderme viscéral antérieur et le nœud de Hensen. Ils vont générer au cours de la gastrulation, la ligne primitive de l’embryon puis la plaque préchordale et la notochorde.
1.1. Apparition de la ligne primitive
Au cours de la gastrulation, c’est un épaississement du sillon médian dans la partie caudale de l’embryon qui permet l’apparition de la ligne primitive. Cette structure va s’allonger pour donner naissance, à son extrémité craniale, au nœud de Hensen grâce à une multiplication des cellules de l’épiblaste. La ligne primitive définit les principaux axes corporels à savoir l’axe rostrocaudal, l’axe médiolatéral, l’axe gauchedroite et le futur axe dorsoventral (Figure 1A). Le nœud de Hensen correspond à la limite antérieure de la ligne primitive. Ensuite la migration des cellules de l’épiblaste vers la ligne primitive va fournir les trois feuillets embryonnaires primordiaux : ectoderme, mésoderme et endoderme (Figure 1B).
C’est tout d’abord la signalisation Nodal (Figure 2) qui va intervenir précocement au niveau de l’épiblaste pour permettre la mise en place de l’hypoblaste antérieur ou EVA (Mesnard et al., 2006). Une absence de signalisation Nodal provoque un arrêt de la gastrulation par défaut de formation de la ligne primitive chez l’embryon de souris (Conlon et al., 1994). Par la suite, ce sont des molécules antagonistes de la voie Nodal (LEFTY et CERBERUS) qui vont être exprimées par la partie antérieure de l’hypoblaste et vont inhiber l’action de Nodal présent au niveau de la ligne primitive. Elles sont nécessaires à l’établissement de l’identité neurale antérieure puisque qu’en leur absence, des lignes primitives ectopiques vont se développer empêchant l’induction de la tête (PereaGomez et al., 2002). A ce stade, un équilibre entre le ligand Nodal et ses antagonistes est requis pour le développement ultérieur correct du cerveau. Ceci a été illustré par des modèles
16 Figure 2. Voies de signalisations Nodal et BMP et leur antagonisme. A. La voie de signalisation Nodal. Le ligand Nodal active des récepteurs Activine de
type I et II à activité sérine/thréonine kinase via l’interaction avec le corécepteur TDGF1. Cette liaison provoque une cascade de signalisation des facteurs de transcription SMAD2/3 qui pourront interagir avec SMAD4. Lors de sa translocation dans le noyau le complexe s’associe à d’autres facteurs de transcription tel FOXH1 pour réguler l’expression de gènes cibles. B. La voie de signalisation BMP. Les BMP se lient à des récepteurs de type I et II à activité sérine/thréonine kinase. S’en suit une phosphorylation des récepteurs de type I par les récepteurs de type II. La transduction du signal est ensuite assurée par les facteurs SMAD1/5/8 qui se complexent avec SMAD4 avant de pouvoir être transloqués dans le noyau pour l’activation des gènes cibles. Les antagonistes NOGGIN/CHORDIN vont empêcher la liaison des BMP aux récepteurs (Adapté de (Geng and Oliver, 2009)). C. Antagonisme des
voies Nodal et BMP lors de l’induction neurale. Deux gradients de concentration de polarité
opposée se mettent en place au niveau de l’épiblaste entre Nodal et BMP. Les antagonistes des deux voies sont sécrétés au niveau de l’endoderme viscéral antérieur. NOGGIN et CHORDIN sont également produits au niveau du nœud de Hensen. NH : nœud de Hensen ;
d’inactivation partielle de la voie Nodal où des défauts de la ligne médiane vont entrainer des anomalies du cerveau apparentées à la cyclopie (Hagos and Dougan, 2007; Klingensmith et al., 2010; Lowe et al., 2001; Lu and Robertson, 2004). Il faut noter que la voie Nodal est également régulée négativement par les protéines TGIF capables de bloquer l’activité des protéines SMAD (Powers et al., 2010).
Par ailleurs, une boucle de régulation entre la voie Nodal et la voie BMP (Bone morphogenic protein) permet l’établissement postérieur de la ligne primitive. D’une part, l’activité Nodal est amplifiée au niveau de l’épiblaste par une cascade de signalisation entre BMP4 et WNT3, euxmêmes induits par la signalisation Nodal (BenHaim et al., 2006; Shen, 2007). D’autre part, la voie des BMP peut réguler l’activité Nodal par interférence au niveau de la formation du complexe SMAD2/4/FOXH1. Les cascades d’activation des deux voies de signalisation partagent le même cofacteur SMAD4, ce qui limite probablement la disponibilité de ces cofacteurs (Figure 2A et 2B) (pour revue (Liu and Niswander, 2005)). Récemment, la formation d’un autre complexe inhabituel entre SMAD2 et SMAD5 avec une fonction inhibitrice sur l’activité Nodal a été décrite, ce qui conforte le phénomène d’interférence entre les cofacteurs des voies Nodal et BMP (Pereira et al., 2012).
Afin de maintenir l’axe antéropostérieur du tissu neural en formation, des antagonistes des BMP (Noggin, Chordin et Follistatin) sont également exprimés au niveau de l’hypoblaste chez l’embryon de poulet et du nœud de Hensen. On observe donc des gradients de concentration inverses des molécules Nodal et BMP au cours de l’induction neurale (Figure 2C). Ces voies de signalisation sont complémentaires lors de cette étape du développement embryonnaire puisqu’il a été montré chez le modèle poulet que la signalisation des BMP n’était pas suffisante pour l’acquisition de l’identité neurale (Stern, 2002). Cependant, d’autres signaux et de façon la plus probable, la voie Fgf, permettrait aux cellules d’acquérir d’abord un état neural prospectif avant l’action des antagonistes des BMP pour assurer définitivement leur identité neurale (Streit et al., 2000).
1.2. Formation de la plaque préchordale
Une fois la ligne primitive en place, les cellules migrent à travers le nœud de Hensen en direction caudale entre l’ectoderme et l’endoderme (Figure1). Les cellules qui migrent antérieurement, le long de la ligne médiane forment une structure endomésodermique appelée plaque préchordale. Les cellules qui migrent en position caudale forment
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Figure 3. Expérience d’ablation de la plaque préchordale.
A. Vues ventrales du système nerveux rostral au stade HH11 après ablation du centre
inducteur précoce de la tête (YHP : young head process), du centre inducteur antérieur de la tête (HP) ou de la plaque préchordale (PP) au st HH5. Les embryons de poulet ont été hybridés avec la sonde Nkx2.1 avant dissection du mésenchyme de la tête. L’expression de Nkx2.1 est corrélée avec la présence de la plaque préchordale ou du centre inducteur antérieur de la tête. Une cyclopie est observée lors de l’ablation du YHP ou de la PP et une seule vésicule optique est observée (flèche rouge) (Pera and Kessel, 1997). B. Photomicrographies de vues frontales au stade 30 somites d’un embryon contrôle (E) et d’embryons après ablation de la plaque préchordale (F et G) ainsi que d’un embryon Shh/ (H) (Aoto et al., 2009) C. Représentation schématique du défaut de clivage entrainant une holoprosencéphalie caractérisée par une cyclopie.
progressivement la notochorde. Ces deux structures sont transitoires et vont permettre la régionalisation du tube neural. De nombreux gènes sont exprimés spécifiquement dans ces deux centres organisateurs afin de permettre l’induction de la plaque neurale au bon endroit et au bon moment.
La plaque préchordale est la partie la plus axiale du mésoderme antérieur. Elle constitue un centre organisateur des motifs ventraux qui sous tendent le développement du cerveau antérieur. L’ablation de ce tissu chez l’embryon de poulet conduit à la fusion des domaines de l’œil et à la suppression des tissus du cerveau antérieur ventral, un phénotype comparable à une forme sévère d’HPE (Pera and Kessel, 1997) (Figure 3).
La plaque préchordale partage de nombreuses similitudes avec la notochorde et en particulier la production de la molécule SHH.
1.2.1. La voie de signalisation Shh
Le mécanisme de transduction du signal Shh a fait l’objet d’intenses recherches (pour revue (Briscoe and Therond, 2013)) (Figure 4). La protéine précurseur est clivée dans le cytoplasme en un domaine de signalisation Nterminal (SHHN) et un domaine Cterminal (SHHC) (Porter et al., 1996). Après formation de ces domaines, le cholestérol s’unit au domaine SHHN (Zeng et al., 2001) qui subit également une palmitoylation catalysée par Skinny Hedgehog (Skn). Le domaine SHHN subit ensuite deux modifications lipidiques et est appelé SHHNp. C’est le clivage de ces lipides qui va permettre la sécrétion de SHH hors de la cellule (Zeng et al., 2001). La sécrétion de SHH est médiée par une série de protéines, incluant DISPATCHED (DISP1) (Burke et al., 1999). Des protéines comme CDON (ou CDO) et GAS1 facilitent l’interaction de SHHNp avec le récepteur PATCHED homologue 1 (PTCH1). En absence de ligand SHHNp, le récepteur PATCHED inhibe la fonction de SMOOTHENED (SMO). L’inhibition sera levée lors de l’interaction ligandrécepteur et une cascade de signalisation intracellulaire est alors déclenchée. Il en résulte l’activation transcriptionnelle de gènes cibles via la régulation des gènes de la famille GLI (Figure 4). Les protéines GLI sont des facteurs de transcription à doigts de zinc et interviennent dans la voie Shh soit comme activateurs, soit comme inhibiteurs de la transcription (pour revue (Krauss, 2007)). Récemment, le cil primaire, un organite présent à la surface de la plupart des cellules, a été impliqué dans la transmission du signal Shh. L’intégrité structurale et fonctionnelle de celui ci est nécessaire pour l’activation de la voie Hedgehog (Simpson et al., 2009).
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Figure 4. Signalisation Sonic Hedgehog
SHH est initialement produit sous forme de précurseur (SHH(pre)) qui subit un clivage autocatalytique, un transfert de cholestérol et une palmitoylation grâce à Skinny hedgehog (Skn). SHH mature (SHHNp) est sécrété par la cellule en impliquant DISPATCHED1 (DISP1). Pour les cellules non exposées à SHHNp, PATCHED1 (PTCH1) inhibe l’activité de SMOOTHENED (SMO) bloquant ainsi la voie Shh. Les facteurs de transcription GLI2 et GLI3 agissent sous forme de répresseurs (GLI2R et GLI3R) qui peuvent transloquer dans le noyau pour réprimer des gènes cibles. Lorsque SHHNp se lie à PTCH1, avec l’aide des cofacteurs (CDO et GAS1), l’inhibition de SMO est levée ; les facteurs GLI sont présents à l’état d’activateurs (GLI2A et GLI3A) et sont capables d’activer l’expression de gènes cibles après translocation dans le noyau (D’après (Krauss, 2007)).
La signalisation Shh mise en place au niveau de la plaque préchordale va également y permettre la maintenance des cellules de la plaque préchordale. Par la suite, la voie Shh va agir sur la formation des structures ventrales du cerveau antérieur comme l’hypothalamus ou le chiasma optique (Aoto et al., 2009). En effet, lors de l’ablation de la plaque préchordale, les embryons de souris vont présenter un phénotype HPE comme chez les mutants Shh/ (Figure 3C). Chez ces embryons, on observe également une absence d’expression de Shh et Nkx2.1, marqueurs de l’hypothalamus. Cependant l’expression de
Shh n’est pas affectée au niveau de la moelle épinière (Aoto et al., 2009). D’autre part, chez
les mutants Shh/, les cellules de la plaque préchordale n’acquièrent pas leur identité et subissent une forte apoptose (Aoto et al., 2009).
SHH est normalement sécrété à partir du mésoderme axial et initie sa propre transcription au niveau de la plaque neurale. SHH va induire la formation de la partie ventrale du tube neural qui à sont tour va sécréter SHH et engendrer la régionalisation dorsoventrale du cerveau. En effet, les souris mutantes Shh/ ne possèdent pas de structures ventrales tout au long du tube neural (Chiang et al., 1996).
Cependant, contrairement à la notochorde, la plaque préchordale produit plusieurs autres protéines de signalisation comme NODAL, BMP7 et les antagonistes de WNT (Dale et al., 1997; Muller et al., 2000). Ces molécules vont coopérer pour contrôler l’identité antérieure de la plaque neurale.
1.2.2. La voie de signalisation Nodal
Un rôle essentiel de la voie Nodal est l’initiation de la transcription de Shh dans la plaque préchordale et la notochorde (Gritsman et al., 2000; Muller et al., 2000; Rohr et al., 2001). Une inactivation partielle de la voie Nodal par mutation hypomorphe, doubles hétérozygotes ou par l’utilisation d’un inhibiteur pharmacologique, permet de dépasser le stade de la gastrulation mais engendre des défauts de régionalisation antérieure (Luxardi et al., 2010; Vincent et al., 2003).
Chez le poissonzèbre, des mutations dans les composants de la voie Nodal provoquent la perte ou la réduction de la plaque préchordale entrainant de graves déficits
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du cerveau antérieur qui s’inscrivent dans le spectre HPE (Brand et al., 1996; Schier et al., 1997). Par exemple, les mutants pour le gène oep (OneEyed Pinhead) montrent une déficience de la voie Nodal, bien qu’ils conservent une source maternelle de cette protéine. En effet, l’expression des gènes spécifiques de la plaque préchordale débute normalement mais ne parvient pas à se maintenir. Au contraire, la notochorde sera correctement établie et exprimera Shh. Ces résultats suggèrent qu’un faible niveau de signalisation Nodal est suffisant au développement de la notochorde mais ne l’est pas pour la plaque préchordale particulièrement sensible à une réduction de l’activité Nodal (Schier et al., 1997).
1.2.3. La voie des BMP
Par ailleurs, les antagonistes de BMP continuent d’être exprimés au niveau du nœud de Hensen et de l’hypoblaste antérieur pour permettre la formation du neurectoderme. Cela permet de lever l’inhibition effectuée par la voie BMP sur la spécification en tissu neural (Dale et al., 1997; Manning et al., 2006). La signalisation BMP sera très active dorsalement et très faible ou absente ventralement. Des doubles mutants pour les antagonistes Chordin et
Noggin (Chr/ ; Nog/+) ou les récepteurs BMPR1a et BMPR1b présentent des malformations cérébrales et craniofaciales caractéristiques de l’HPE (Fernandes and Hebert, 2008; Klingensmith et al., 2010).
2. Régionalisation du tube neural
La plaque neurale correspond à un épaississement de l’ectoderme qui se met en place au niveau de la ligne médiane de l’embryon en avant de la ligne primitive. La partie antérieure va s’élargir pour donner le futur cerveau alors que la partie postérieure donnera la moelle épinière. Sous l’influence de la plaque préchordale et de la notochorde, la plaque neurale est régionalisée le long des axes dorsoventral et antéropostérieur. Simultanément, des mouvements cellulaires vont permettre la fusion de la plaque neurale pour former le tube neural.
2.1. Régionalisation antéropostérieure de la plaque neurale
L’axe antéropostérieur de la plaque neurale est soumis à plusieurs molécules de signalisation. Cette étape est fondamentale pour une constitution correcte de l’ensemble
24 Figure 5. Représentation schématique des voies de signalisation lors de la régionalisation antéropostérieure de la plaque neurale. Les différents tissus sont présentés en superposition dans un but pédagogique. Les signaux arrivant des tissus situés sous la plaque neurale vont influencer le développement du cerveau antérieur. Les antagonistes des BMP et de Nodal dérivent de l’hypoblaste. Les BMP vont ensuite réguler le devenir de la plaque neurale dans sa périphérie tandis que la plaque préchordale, la notochorde et l’hypoblaste produisent différents signaux (Shh, BMP, Nodal, Fgf8, Wnt, acide rétinoïque) pour induire la régionalisation de la plaque neurale et la mise en place du prosencéphale. L’hypoblaste va disparaître au profit des autres tissus embryonnaires. Les stades de développement embryonnaire sont indiqués pour l’embryon de poulet.
NH : Nœud de Hensen ; Lp : Ligne primitive ; Nt : Notochorde ; PpC : plaque préchordale ; PN : plaque neurale
des structures du système nerveux central. Pour cela, la plaque neurale va être soumise à des facteurs caudalisants tels que les voies Fgf, Wnt et de l’acide rétinoïque. Les tissus embryonnaires protégés de ces facteurs caudalisants formeront le cerveau antérieur prospectif. La plaque préchordale et la notochorde situées sous la plaque neurale vont influencer sa régionalisation grâce à l’activité des signaux SHH, NODAL et BMP restreints à la région antérieure. Une activité FGF8 provenant de l’hypoblaste agit également sur la plaque neurale antérieure de façon complémentaire aux autres signaux bien que plus tardivement au cours du développement (Stern, 2005). Les BMP vont également réguler le devenir de la plaque neurale dans sa périphérie (pour revue (Monuki, 2007; Wilson and Houart, 2004).
D’autre part, un gradient d’activité WNT est principalement impliqué dans la mise en place de l’axe antéropostérieur. Cette activité WNT est localisée au niveau des tissus postérieurs de la plaque neurale (Nordstrom et al., 2002) et son action sera limitée au niveau antérieur par la sécrétion de ses antagonistes tels que DKK (Dickkopf) (Carmona Fontaine et al., 2007). Il existe également une action postériorisante de l’acide rétinoïque grâce à un gradient d’expression (Dupé and Lumsden, 2001; Niederreither et al., 2000) (Figure 5).
Au niveau de la région antérieure de la plaque neurale en développement, on note également l’expression de Six3, un gène à homéoboite codant pour un facteur de transcription à homéodomaine (Oliver et al., 1995). Il est requis pour le développement antérieur du prosencéphale en réprimant la transcription des gènes Wnt et Fgf8 chez le poisson zèbre et la souris. Chez les souris mutantes pour Six3, une absence des structures antérieures de la tête et des yeux est observée (Lagutin et al., 2003 ; Carl et al., 2002). 2.2. Régionalisation dorsoventrale La polarité dorsoventrale est établie un peu plus tardivement que la polarité antéro postérieure et est également régie par la plaque préchordale et la notochorde. Au niveau de la notochorde comme de la plaque préchordale, il est bien établi que l’action morphogène de Shh est nécessaire à la spécification ventrale dans ces régions (Briscoe and Ericson, 1999; Chiang et al., 1996; Gunhaga et al., 2000).
Il est maintenant clairement défini que c’est un équilibre dosedépendant entre Shh et Gli3 qui établit la polarité dorsoventrale du cerveau antérieur en formation (Figure 6). En
26 Figure 6. Interactions entre Shh et Gli3 au sein du tube neural.
Les domaines d’expression de Gli3 (en rouge) et Shh (en jaune) sont présentés lors des stades précoces de développement dorsoventral du cerveau antérieur. Ces deux gènes maintiennent des patrons d’expression complémentaires au cours du développement. C’est l’expression de Shh au niveau de la partie ventrale qui permet l’activation de Gli2, qui va agir ensuite comme un répresseur sur Gli3. Le gradient d’expression de Shh au niveau de la ligne médiane ventrale laisse place ensuite à un gradient d’expression de Gli3 qui va avoir une action beaucoup plus dorsalisante. EGL : éminence ganglionnaire latérale ; EGM : éminence ganglionnaire médiane (D’après (Rallu et al., 2002a)).
Figure 7. Représentation simplifiée des différentes interactions entre voies de signalisation et facteurs de transcription au cours de la régionalisation dorsoventrale du prosencéphale.
La voie Nodal va agir de façon précoce sur l’activation de la signalisation Shh. Cette activation peut être contrebalancée par la protéine GLI3 activée par SIX3. Ce dernier conjointement à GLI3 exerce une activité répressive sur Fgf8 au niveau ventral. FGF8 quant à lui va favoriser la ventralisation par activation de Zic2. Au niveau dorsal, des interactions entre la voie des BMP, Wnt et de l’acide rétinoïque vont permettre l’activation de gènes dorsalisants, implémentée par l’action de GLI3. (D’après (Fernandes and Hebert, 2008)).
effet, la voie Shh permet l’activation de gènes cibles comme Gli2, qui va par la suite inhiber le gène Gli3. GLI3 est quant à lui, un facteur de transcription activateur de gènes dorsalisants tel que Pax7 (Meyer and Roelink, 2003). De plus il a été montré qu’en absence de l’activité fonctionnelle de GLI3, le cerveau antérieur est anormalement ventralisé et présente un retard de croissance (Tole et al., 2000; Yu et al., 2009). La signalisation Shh va également activer des gènes cibles tels que Nkx2.1, Olig2 et Nkx6.1 pour permettre la caractérisation de cellules progénitrices neurales ventrales (p3, pMN, p2). Dans le cas d’une perte de fonction
Gli3, l’expression de ces cibles va s’étendre à la région dorsale du tube neural (Persson et al.,
2002).
Chez le poissonzèbre, deux orthologues de Shh sont identifiés ShhA et ShhB. L’analyse des mutants pour ces deux gènes se révèle plus complexe dans ce modèle compte tenu de la compensation qui peut s’exercer entre les deux gènes. En raison de cette redondance, la perte de fonction Shh a été étudiée chez le mutant du récepteur Smo (Varga et al., 2001) qui contrairement à Shh, ne semble pas dupliqué au sein du génome du poissonzèbre. Les animaux vont présenter des phénotypes sévères correspondant à une dorsalisation du cerveau antérieur et une absence totale de tissu hypothalamique. Ce même phénotype a été observé chez le poissonzèbre lors de l’utilisation de la cyclopamine. Ce composant se lie et inhibe directement le récepteur SMO, inactivant ainsi la signalisation Shh (Chen et al., 2002a).
Par ailleurs, FGF8 exerce également une action ventralisante du tube neural et permet l’activation d’autres protéines telles que ZIC2 qui exerce également un rôle ventralisant au niveau de la ligne médiane (Figure 7) (Fernandes and Hebert, 2008). En effet, chez la souris, la perte de fonction de Zic2 entraîne un défaut de régionalisation ventrale et de sévères malformations du cerveau antérieur (Warr et al., 2008). Au niveau dorsal, les voies WNT, BMP et de l’acide rétinoïque vont permettre l’activation de gènes dorsalisants comme Bmp4 (pour revue (Bertrand and Dahmane, 2006) ; (Hu et al., 2004; Rallu et al., 2002a) (Figure 7).
Il apparaît donc que la régionalisation dorsoventrale du cerveau antérieur implique de multiples interactions entre les voies de signalisation impliquées dans ce processus. C’est un défaut de la régulation de ces voies au niveau de la ligne médiane qui va entrainer une
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Figure 8. Schéma de la segmentation du cerveau embryonnaire chez l’Homme.
A. Les trois vésicules primaires (prosencéphale, mésencéphale et rhombencéphale) et la moelle épinière se différencient au niveau de la partie la plus antérieure du tube neural. B. La division du prosencéphale se fait ultérieurement pour donner le télencéphale et le diencéphale (D’après Sunderland, 2001).
Figure 9. Représentation schématique du télencéphale
A. Schéma du recouvrement du diencéphale par les vésicules télencéphaliques en vues latérale et ventrale. La ligne médiane (LM) traversant le télencéphale dorsalement et le diencéphale ventralement est représentée en pointillés gris B. Section transversale du cerveau antérieur. On distingue les deux vésicules télencéphaliques correspondant aux futurs hémisphères cérébraux. CC : cortex ; Vl : ventricule latéral ; PC3V : plexus choroïde du 3ème ventricule ; PCVl : plexus choroïde du ventricule latéral ; EGL : éminence ganglionnaire latérale ; EGM : éminence ganglionnaire médiane ; Et : épithalamus ; Th : thalamus ; Ht : hypothalamus ; 3V : 3ème ventricule (D’après www.embryology.ch)
3. Segmentation du cerveau antérieur
Simultanément aux processus de régionalisation, le tube neural va se segmenter le long de l’axe antéropostérieur (Figure 8A). L’encéphale présomptif dérivant de la plaque neurale rostrale va donner le prosencéphale (cerveau antérieur), le mésencéphale (cerveau moyen) et le rhombencéphale (cerveau postérieur). La partie caudale du tube neural donnera la moelle épinière. Ensuite, le prosencéphale se divise en deux vésicules secondaires, le télencéphale et le diencéphale. Le télencéphale se divisera le long de la ligne médiane pour donner les deux hémisphères cérébraux. Au niveau du diencéphale se développeront l’hypothalamus, le thalamus, l’épithalamus, la rétine neurale et la glande pinéale. De son côté, le mésencéphale voit sa taille augmenter alors que le rhombencéphale se divise également en deux vésicules secondaires : le métencéphale et le myélencéphale (Figure 8B).
3.1. Le télencéphale
3.1.1. Morphologie du télencéphale
Le télencéphale est composé de deux vésicules latérales qui correspondent aux futurs hémisphères cérébraux. Elles sont séparées par la ligne médiane. La face ventrale des vésicules télencéphaliques fusionne avec les faces latérales du diencéphale (Figure 9A). La voute de chaque hémisphère formera le cortex cérébral alors que leur plancher formera les éminences ganglionnaires médiane et latérale (EGM et EGL). Les deux hémisphères sont joints sauf au niveau la scissure interhémisphérique en dorsal. La zone de raccordement avec le toit du diencéphale est appelée plexus choroïde au niveau du 3ème ventricule et des ventricules latéraux (Figure 9B). Le télencéphale contient également les ébauches du système olfactif qui donneront les bulbes et tractus olfactifs ainsi que des structures qui y sont associées comme l’hippocampe. D’autre part, le télencéphale correspond à une région complexe du système nerveux et une spécification progressive de cette structure est nécessaire pour définir des populations cellulaires comme les oligodendrocytes ou les
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3.1.2. Formation du télencéphale
La régionalisation télencéphalique est dépendante de plusieurs centres de signalisation, dont le bord neural antérieur, et intègre les mêmes voies de signalisation que lors de la régionalisation de la plaque neurale. En effet, afin d’obtenir le télencéphale, un gradient d’activité Wnt persiste pour la segmentation selon l’axe antéropostérieur du futur tube neural (Rallu et al., 2002a). Ceci a été illustré chez le poissonzèbre où une absence d’activité de Wnt8b provoque une augmentation de la taille du télencéphale (Houart et al., 2002).
La régionalisation dorsoventrale du télencéphale va quant à elle continuer de dépendre de l’antagonisme entre SHH et GLI3 (Rallu et al., 2002b). Ceci explique la diversité des phénotypes au niveau du télencéphale chez les souris partiellement déficientes pour des effecteurs de la voie Shh : réduction de la taille des vésicules, perte de tissus ventraux ou des éminences ganglionnaires (Ferri et al., 2013; Fotaki et al., 2011; Manuel et al., 2011).
La signalisation Nodal va également influencer l’expression de Shh pour le développement ventral du télencéphale. Des expériences d’inactivation de la signalisation Nodal chez le poissonzèbre ont montré un défaut de formation du télencéphale ainsi qu’une absence d’expression de Shh (Rohr et al., 2001).
Par ailleurs, plusieurs facteurs de transcription sont impliqués dans la régionalisation des vésicules télencéphaliques puis dans l’identité de certaines régions. C’est le cas du gène
Pax6 puisque lors d’une mutation perte de fonction, l’organisation dorsoventrale du
télencéphale est perturbée (Stoykova et al., 2000; Yun et al., 2001). De même le gène Emx2 est important dans la mise en place de structures du cortex comme l’hippocampe, puis plus tardivement dans la neurogenèse du télencéphale dorsal (Yoshida et al., 1997). De façon intéressante, les patrons d’expression de Pax6 et Emx2 forment des gradients opposés dans le télencéphale dorsal et vont participer à l’acquisition de l’identité corticale de sous domaines du télencéphale (Bishop et al., 2000). Dans le cas d’une déficience simultanée de ces deux gènes, on observe un excès de marqueurs de ventralisation des vésicules télencéphaliques.
D’autre part, Pax6, de la même façon que Gli3, est exprimé dorsalement et joue un rôle d’antagoniste à l’activité Shh. Il s’avère que chez les doubles mutants Shh/ ;Pax6/, on observe une restauration des structures ventrales de la même façon que chez les doubles
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Figure 10. Représentation des voies de signalisation dans le télencéphale en formation. A. Cartographie de la ligne médiane du télencéphale (LMT) ainsi que la ligne médiane de
l’hypothalamus (LMH). B. Expression des différentes voies de signalisation au niveau de la ligne médiane du télencéphale. Nodal et Shh sont exprimés ventralement et rostralement, Fgf est exprimé au niveau ventral et antérieur de la ligne médiane alors que les voies Wnt et BMP sont exprimées dorsalement. (D’après (Monuki, 2007)).
mutants Shh/ ;Gli3/ (Fuccillo et al., 2006). Ces résultats suggèrent que le gène Pax6 posséderait un rôle complémentaire à Gli3 dans la régionalisation du télencéphale.
La voie de l’acide rétinoïque est également cruciale pour le développement antérieur du télencéphale. Chez des embryons de cailles déficients en vitamine A, les signalisations Fgf et BMP sont perturbées. Ces embryons présentent des défauts de segmentation de la vésicule télencéphalique et de l’axe dorsoventral du diencéphale (Halilagic et al., 2003; Wilson et al., 2003).
La division du télencéphale en deux champs correspondant aux hémisphères dépend de la sécrétion de ligands par les structures médianes, NODAL, SHH et BMP. Cette étape sera déficiente en cas d’HPE (Currle et al., 2005; Hebert et al., 2002; Ohkubo et al., 2002). La signalisation Fgf est quant à elle principalement active dans la partie rostrale de la ligne médiane. Plus précisément, une boucle de régulation positive entre les voies Shh, Wnt et BMP ainsi que les protéines FGF8, ZIC2 et SIX3 se met en place au niveau de la ligne médiane pour séparer les vésicules télencéphaliques (Crossley et al., 2001; Kobayashi et al., 2010) (Figure 10).
L’utilisation des modèles vertébrés ces 15 dernières années a montré de façon générale, que l’inhibition fonctionnelle d’acteurs des voies de signalisation, tel que l’acide rétinoïque, Shh, Fgf, Nodal ou BMP, conduit à des défauts de régionalisation dorsoventrale du télencéphale et provoquent des défauts majeurs de cette structure (Arauz et al., 2010; LanaElola et al., 2011; Yang et al., 2010).
3.2. Le diencéphale
3.2.1. Morphologie et modèle prosomérique du diencéphale
Le diencéphale est défini selon ce qu’on appelle le modèle prosomérique révisé par Rubenstein et Puelles en 2003 (Puelles and Rubenstein, 2003). Ce modèle détermine 6 prosomères selon les zones d’expression de six gènes : Nkx2.2, Dlx2, Gbx2, Otx2, Shh et
Nkx2.1 (Figure 11). Les prosomères vont ensuite donner lieu à trois organes distincts: le
