UNIVERSITE D’ABOMEY CALAVI ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY
DEPARTEMENT DU GENIE DE L’ENVIRONNEMENT OPTION : AMENAGEMENT ET PROTECTION DE
RAPPORT DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE
Rédigé et soutenu
Année Académique : 2014
Etude sous serre de l’e Therophilus javanus Bhat
sur la gestion de Maruca Cramb
Superviseur :
Dr. Alphonse AGBAKA Enseignant-Chercheur à l’EPAC
UNIVERSITE D’ABOMEY CALAVI
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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI
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DEPARTEMENT DU GENIE DE L’ENVIRONNEMENT
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AMENAGEMENT ET PROTECTION DE L’ENVIRONNEMENT
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RAPPORT DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE
THEME
Rédigé et soutenu par : Aude Ingrid GBAGUIDI
8
émepromotion
Année Académique : 2014 - 2015
Etude sous serre de l’effet de différentes densités de Bhat & Gupta (Hymenoptera : Braconidae) Maruca vitrata Fabricius (Lepidoptera : Crambidae), ravageur du niébé.
Chercheur à l’EPAC
Maîtres de Stage : Dr. Elie DANNON Dr. Benjamin DATINON
Chercheurs Entomologiste IITA-Bénin
L’ENVIRONNEMENT RAPPORT DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE
: Braconidae) :
Entomologistes à
DEDICACE
A
Mes chers parents GBAGUIDI Hilaire E. et BERTRAND A. Antoinette
REMERCIEMENTS
La réalisation de ce document a été possible grâce à la contribution de nombreuses bonnes volontés à qui nous tenons à exprimer notre profonde gratitude. Nos remerciements vont particulièrement à l’endroit :
· Du Dr Manuele TAMÒ, Représentant résidant de l’IITA-Bénin pour nous avoir acceptés comme stagiaire dans son institut;
· Du Dr Alphonse AGBAKA, Enseignant-chercheur à l’EPAC, pour avoir accepté superviser ce travail malgré ses multiples occupations ;
· Des membres du jury, pour l’honneur qu’ils nous font en acceptant d’évaluer notre travail ;
· Du Dr Benjamin DATINON, Chercheur Assistant de recherche du Représentant Résidant de l’IITA-Bénin, pour l’encadrement pratique dont nous avions bénéficié, la documentation qu’il nous a fournie;
· Du Dr Elie DANNON, Chercheur à l’IITA-Bénin, pour toute son aide et sa sollicitude;
· De tous les membres du personnel de la section niébé de l’IITA-Bénin, notamment Mathias AZOKPOTA, Pascal AGOUNTCHEME, Séraphin ETEKA, Karim ZANZANA, pour leurs appuis techniques et leurs divers conseils;
· De nos frère GBAGUIDI Ghislain, Nabil, Stéphane, et à toutes nos sœurs Diane, Arielle et Audrey;
· Des enseignants de l’EPAC et en particulier ceux du département de Génie de l’Environnement pour leur encadrement ;
· De nos camarades de la 8ème promotion du Génie de l’environnement, pour la collaboration et l’esprit fraternel qui a régné entre nous durant notre cursus universitaire;
· Des techniciens de laboratoire Habib, Enock, pour l’esprit de partage, de soutien et de divers conseils dont ils ont faits preuve au cours de notre stage.
· De nos collègues amis Firmine, Giscard, Débora, Carmel, Laurent, Fiacre, Mensmin, Marius, Prospère et Nicolette ;
· De Arsène qui m’a toujours soutenue;
Enfin, nous disons merci à toutes les personnes qui de près ou de loin ont contribué d’une manière ou d’une autre à la réalisation de ce travail.
TABLES DES MATIERES
DEDICACE ... i
REMERCIEMENTS... ii
LISTE DES PHOTOS ... vi
LISTE DES FIGURES ... vii
LISTE DES TABLEAUX ... vii
LISTE DES ANNEXES ... vii
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS ... viii
RESUME ... ix
ABSTRACT ... x
INTRODUCTION ... 1
Objectifs ... 2
Objectif général ... 2
Objectifs spécifiques ... 2
Hypothèses ... 3
Chapitre I : REVUE DE LITTERATURE ... 4
1.1 Généralités sur le Niébé ... 5
1.1.1 Description et Systématique du Niébé ... 5
1.1.1.1 Description du Niébé ... 5
1.1.1.2 Systématique du Niébé ... 6
1.1.2 Origine du Niébé ... 6
1.1.3 Ecologie du Niébé ... 7
1.1.4 Importance du Niébé... 7
1.1.5 Production du Niébé en Afrique et au Bénin ... 8
1.2 Généralités sur Sesbania cannabina ... 8
1.3 Insectes ravageurs du Niébé ... 9
1.3.1 Généralités sur Maruca vitrata ... 10
1.3.1.1 Systématique ... 10
1.3.1.2 Description de M. vitrata ... 10
1.3.1.3 Bio-écologie de Maruca vitrata ... 11
1.3.1.4 Dégâts et importance économique de M. vitrata ... 12
1.4 Méthodes de lutte contre M. vitrata ... 13
1.4.1 Résistance variétale... 13
1.4.2 Lutte culturale ... 13
1.4.3 Lutte biologique ... 14
1.4.4 Lutte chimique ... 14
1.4.5 Lutte intégrée ... 15
1.5 Généralités sur Therophilus javanus ... 15
1.5.1 Morphologie et Systématique ... 15
1.5.2 Description ... 16
1.5.3 Biologie et écologie ... 17
Chapitre II : MATERIEL ET METHODES ... 18
2.1. Cadre de l’étude ... 19
2.2. Matériel ... 19
2.2.1. Matériel végétal ... 19
2.2.2. Matériel entomologique ... 19
2.2.3. Matériel technique ... 19
2.3. Méthodes ... 20
2.3.1. Préparation du milieu nutritif naturel d’élevage... 20
2.3.2. Préparation des boîtes d’élevage de M. vitrata ... 20
2.3.3. Elevage de M. vitrata ... 21
2.3.4. Elevage en masse de T. javanus ... 22
2.3.5. Production des plants de S. cannabina et du Niébé de variété Komcallé ... 23
2.3.6. Essai proprement dit ... 23
2.3.6.1. Effet de la densité de T. javanus pour la gestion de M. vitrata sur S. cannabina et le niébé. ... 23
2.3.6.2. Paramètres évalués durant l’essai ... 25
2.4. Collecte et analyse des données ... 25
Chapitre III : RESULTATS ET DISCUSSION ... 27
3.1. Résultats ... 28
3.1.1 Evolution du nombre moyen de larves de M. vitrata parasitées en fonction de la densité de T. javanus sur S. cannabina et le Niébé. ... 28
3.1.2 Evolution du nombre moyen de larves de M. vitrata parasitées et non parasitées par T. javanus sur S. cannabina. ... 28
3.1.3 Pourcentage de larves de M. vitrata parasitées en fonction de la densité de T. javanus sur S. cannabina. ... 29
3.2 Discussion ... 31 Conclusion et suggestions ... 33 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES... 34 Annexes ... a
LISTE DES PHOTOS
Photo1: Plant de Niébé en pot………....5
Photo 2: Plant de S. cannabina………..9
Photo 3: Plants de S. cannabina en cage………...9
Photo 4 : Adultes de Maruca vitrata………...11
Photo 5 : Stades larvaires de M. vitrata………...12
Photo 6: Dégâts de M. vitrata sur les gousses de niébé………...13
Photo 7: Femelle de T. javanus………....16
Photo 8: Mâle de T. javanus………..16
Photo 9: Nymphes de T. javanus………...17
Photo 10: Regroupement des femelles de M. vitrata pour l’oviposition ……….21
Photo 11: Boîtes d’infestation de M. vitrata………...22
Photo12: Œufs à tête noire posés sur le Niébé………...24
Photo13: Œufs à tête noire posés sur S. cannabina………..24
Photo 14: Plants en cage………..24
Photo 15: Plant découpé comportant des coupons de cartons………...24
Photo 16: Conservation des boîtes………...25
LISTE DES FIGURES
Figure 1: Nombre moyen de larves de M.vitrata parasitées en fonction de la densité de T.
javanus S. cannabina et le niébé... 28 Figure 2: Nombre moyen de larves parasitées (T. javanus) et de larves non parasités (M.
vitrata) sur S.cannabina. ... 29 Figure 3: Taux de larves de M.vitrata parasitées en fonction de la densité de T. javanus.... 29
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1: Taxonomie du Niébé ... 6 Tableau 2: Classification systématique de M. vitrata ... 10 Tableau 3: Classification de T. javanus ... 16
LISTE DES ANNEXES
Annexe 1: Fiche de renseignement dans la serre ... a Annexe 2: Fiche de dépouillement de lâcher dans la serre ... a Annexe 3 : Relevé des températures et humidités relatives pendant les essais ... b
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS
CGIAR: Group for International and Agricultural Research EPAC: Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi
FAO: Food and Agriculture Organization
IITA: International Institut of Tropicale Agriculture OBOPAF: Observatoire Des Opportunités D’affaire du Bénin UAC: Université d’Abomey-Calavi
USA: United States of America
cm: Centimètre
cm3: Centimètre cube dm3: Décimètre cube
h: Heure
HR : Humidité Relative
m: Mètre
mm: Millimètre
MP: Méga Pixel
P : PVC:
Probabilité
Poly vinyl Chloride
°C : Degré Celsius
% : Pourcentage
°E : Degré Est
°N : Degré Nord t :
t observé X2 :
Chi- carré
=: Egale
RESUME
Maruca vitrata Fabricius est un insecte ravageur qui par ses nombreux dégâts occasionne une grande perte de rendement de la culture du niébé. La lutte biologique classique contre ce redoutable ravageur est en cours à l’Institut International d’Agriculture Tropicale avec l’importation de plusieurs parasitoïdes dont Therophilus javanus Bhat & Gupta. Le potentiel biologique de ce parasitoïde prometteur a été évalué au laboratoire. Avant son lâcher en milieu réel, il est important de confirmer les résultats de laboratoire en milieu semi-réel c’est-à-dire dans la serre. C’est dans ce cadre que la présente étude a consisté à évaluer l’effet de la variation de la densité de T. javanus sur le parasitisme des larves de M. vitrata en conditions de serre a été menée. Trois densités de T. javanus ont été retenues à savoir 2, 3 et 5 couples du parasitoïde par 100 larves de M. vitrata. Des œufs de M.
vitrata collectés sur des papiers de ponte ont été découpés en lots de 10 œufs et collés sur les plants de Sesbania cannabina et d’une variété de niébé (variété Komcallé) préalablement semés dans des pots disposés dans des cages. Les couples de T. javanus sont lâchés dans les cages lorsque les larves issues des œufs sont âgées de 48 h. Les trois densités ont été répétées 3 fois et les essais ont été conduits dans la serre à une température comprise entre 24,5°C et 34,0°C et une humidité relative de 24,9% à 91,6%. Des résultats de cette étude, il ressort que les larves de M. vitrata n’arrivent pas à se développer sur les plants de niébé mais plutôt sur S. cannabina. C’est sur S. cannabina que le plus fort pourcentage de survie a été enregistré (69,23%). A plus de 2 couples de T. javanus par 100 larves de M. vitrata, il n’y a plus d’augmentation du parasitisme. Ces résultats ont été discutés en considérant l’influence des plantes hôtes sur la performance des ennemis naturels et la taille optimale de lâcher permettant de maximiser l’efficacité de l’agent de lutte biologique.
Mots clés : V. unguiculata, M. vitrata, T. javanus, densité, lâcher.
ABSTRACT
Maruca vitrata is a key insect pest causing through its s damage heavy yield losses in cowpea. The classical biological control against this serious insect pest is on-going at the International Institute of Tropical Agriculture with the importation of several parasitoids species such as Therophilus javanus Bhat & Gupta. The biological potential of this promising parasitoid was evaluated in the laboratory. Before its field release, it is important to validate laboratory finding in the greenhouse scale. It is in this context, the current study was designed to assess the effect of the variation in the density of T. javanus on parasitism of M. vitrata larvae under greenhouse conditions. Three T. javanus densities were defined namely 2, 3 and 5 couples of parasitoids per 100 M. vitrata larvae. Thus, M. vitrata eggs led on papers were collected using cut into batches of 10 eggs and glued on plants of Sesbania cannabina and a variety of cowpea (variety Komcalle) previously sown in pots and arranged in cages. The couples of T. javanus were released in each cage when larvae were 48 h old. The three densities were repeated 3 times and the experiments were conducted in the greenhouse at a temperature ranging between 24.5 ° C and 34.0 °C and a relative humidity of 24.9% to 91.6%.The results from this study revealed that larvae of M. vitrata failed to complete their cycle on plants cowpea but had successfully developed on S. cannabina. The host plant S. cannabina gave the highest percentage of survival (69.23%). When more than 2 T. javanus couples were released per100 M. vitrata larvae, this did yield in an increased parasitism. These results were discussed with regard to the influence of host plants on natural enemy’s performances and the optimum release size to maximize the efficiency of a biological control agent.
Key words: Cowpea, M. vitrata, T. javanus, density, release.
INTRODUCTION
Le développement agricole est la source principale de la sécurité alimentaire et de réduction de la pauvreté en Afrique. Il passe par la diffusion des technologies pour l’amélioration de la productivité des cultures. Parmi les plus fréquentes cultures des zones semi-arides d’Afrique, le niébé constitue une source importante et peu coûteuse de protéine par rapport aux protéines animales et répond au niveau de vie de la majorité de la population africaine (IITA, 1992). En plus de ses qualités nutritionnelles, il améliore la fertilité des sols par sa capacité de fixer l’azote atmosphérique (Adeoti et al., 2002). Parmi les légumineuses vivrières rencontrées au Bénin, le niébé est le plus cultivé (Atachi et al., 1984). La consommation du niébé constitue alors un appoint non négligeable pour l’amélioration de la qualité nutritionnelle du régime alimentaire de la population de ces pays en voie de développement (Laleye, 2007). Il est cultivé sur plus de 9 millions d'hectares, dans toutes les zones tropicales et dans le bassin méditerranéen. La production de graines dépasse 2,5 millions de tonnes et provient pour les deux tiers d'Afrique.
Au Bénin, cette légumineuse n’occupe que 7,8% des superficies totales cultivées (Obopaf, 2004). Cette faible production est liée surtout aux importants dégâts causés par les ravageurs à cette culture. Au nombre des ravageurs, la foreuse de gousse, Maruca vitrata Fabricius (Lepidoptera : Crambidae) est un ravageur très sérieux de niébé dans les régions tropicales et subtropicales de l’Asie, de l’Amérique Latine et de l’Afrique (Liao et Lin, 2000). Au cours de son développement, les chenilles de cet insecte se nourrissent des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et gousses encore fraîches (Okech et Saxena, 1990). Les dégâts causés par M.vitrata sont estimés en une perte de rendement de 30 à 86% (Singh et al., 1990 ; Tamò et al., 2003). Il s’avère important et même capital, de chercher tous les moyens nécessaires pouvant aider à lutter efficacement contre ce ravageur. Pour contrôler ces attaques, plusieurs méthodes de lutte sont utilisées. L'utilisation des produits chimiques présente des résultats immédiats mais comporte des dangers pour l'environnement, la santé humaine et animale. Elle engendre à la longue, des phénomènes de résistance chez les insectes (Ekesi, 1999).
Pour pallier les effets négatifs de la lutte chimique, des techniques alternatives de lutte sont envisagées, au nombre desquelles figure la lutte biologique. La lutte
biologique classique contre M. vitrata a été initié par l’Institut International d’Agriculture Tropicale (IITA) à travers l’importation et l’évaluation du potentiel biologique de plusieurs parasitoïdes dont Apanteles taragamae, Nemorula maculosa, Phanerotoma syleptae et Therophilus javanus. Le potentiel biologique de Therophilus javanus a été déjà utilisé au laboratoire. Avant de procéder au lâcher de ce parasitoïde en milieu réel, il convient de confirmer les résultats de laboratoire dans un environnement un peu plus large, c’est-à-dire dans les conditions de serre.
C’est donc dans cette logique de lutte biologique contre les ravageurs du niébé, notamment M.vitrata Fabricius (Lepidoptera : Crambidae) que s’inscrit ce travail, intitulé : « Etude sous serre de l’effet de différentes densités de Therophilus javanus Bhat & Gupta sur la gestion de Maruca vitrata Fabricius (Lepidoptera : Crambidae), ravageur du niébé ».
Le présent document qui fait le point des résultats obtenus comporte trois parties : La première partie présente la recherche documentaire sur les travaux antérieurement effectuées à ce sujet, la deuxième partie traite du matériel et de la méthodologie utilisée, puis les résultats et discussions et enfin la conclusion et quelques suggestions sont présentées dans la troisième partie.
Objectifs
Objectif général
L’objectif global de cette étude a été d’évaluer l’effet de la variation de la densité du parasitoïde T. javanus sur le parasitisme des larves de M. vitrata.
Objectifs spécifiques
Il s’agit plus spécifiquement de :
- déterminer l’effet de différentes densités de T. javanus sur le parasitisme des larves de M. vitrata ;
- analyser l’influence des plantes hôtes de M. vitrata sur la recherche d’hôte et le parasitisme des larves de M. vitrata par T. javanus.
Hypothèses
Deux hypothèses de base ont été formulées dans le cadre de ce travail : - le taux de parasitisme des larves de M. vitrata augmente avec la densité de T.
javanus ;
- le parasitisme des larves de M. vitrata varie avec la plante hôte.
Chapitre I : REVUE DE LITTERATURE
1.1 Généralités sur le Niébé
1.1.1 Description et Systématique du Niébé 1.1.1.1
Description du Niébé
Le niébé est une plante herbacée annuelle ou vivace, grimpante, rampante, ou plus ou moins érigée. La racine est pivotante bien développée, et les racines latérales et adventives sont nombreuses. La tige atteignant 4m de long, est anguleuse ou presque cylindrique. Les feuilles sont alternes, et tri- foliolées.
Inflorescence : c’est une fausse grappe axillaire ou terminale atteignant 35cm de long, à fleurs groupées près du sommet ; le rachis tuberculé. Et les fleurs sont bisexuées.
Fruit: La gousse est linéaire- cylindrique de 8-30cm de long, rectiligne ou légèrement courbée, pourvue d’un bec court, glabre ou légèrement pubescente, brun pâle à maturité et contenant 8-30graines. Les graines oblongues à presque globuleuse sont souvent comprimées latéralement, de 0,5-1cm de long, elles sont noires, bruns, roses ou blanches ; le hile oblong est couvert d’un tissus blanc, à arille noirâtre en bourrelet. La plantule à germination épigée a des cotylédons oblongs ou en faucille épais (Madamba et al., 2006).
Photo 1: Plant de Niébé en pot Source : GBAGUIDI, 2015
34, 72 cm
1.1.1.2 Systématique du Niébé
Le niébé est une légumineuse à graine appartenant à l’embranchement des Spermaphytes, au sous embranchement des Angiospermes, à la classe des Dicotylédones, à l’ordre des Fabales, et à la famille des Fabaceae. D’après la littérature le genre Vigna comporte plus d’une centaine d’espèces parmi lesquelles l’espèce V. unguiculata. Au sein de cette espèce cultivée, on admet généralement 5 groupes de cultivars, pouvant facilement se croiser: V. ungiculata, V. biflora, V.
sesquipedalis, V. textilis et V. melanophthalmus.
Tableau 1: Taxonomie du Niébé
Source : Maréchal et al. (1978)
1.1.2 Origine du Niébé
Le niébé semble avoir été domestiqué et cultivé en Afrique tropicale depuis les temps préhistoriques avant d'arriver très tôt en Egypte, en Arabie et en Inde et par la suite aux Indes occidentales au 16èmesiècle et aux USA au 17èmesiècle. Il se cultive
Embranchement Spermaphytes Sous embranchement Angiospermes
Classe Dicotylédones
Sous classe Rosidae
Ordre Fabales
Famille Fabacées
Sous famille Faboïdae
Tribu Phaseoleae
Sous tribu Phaseolinae
Genre Vigna
Espèce unguiculata
aussi bien dans les zones humides que dans les zones semi-arides (Boer, 1989).
Selon Dabiré (2001), l'origine africaine du niébé est confortée par le fait qu'en Afrique occidentale, il est intégré aux systèmes de culture, aux rites socio- culturels et possède des noms locaux chez la plupart des groupes ethniques.
1.1.3 Ecologie du Niébé
Le niébé se développe dans les conditions de chaleur et de luminosité intense. C'est une plante thermophile qui requiert tout au long de sa croissance, une température oscillant entre 25 et 28°C et une pluviométrie de 750 à 1000 mm (Anochili, 1978 cité par Dayel, 2007). Il évolue bien dans les sols profonds et bien drainés et est tolérant à la sécheresse mais aussi supporte-il des sols à prédominance sableuse aux sols à dominance argileuse légèrement alcalins (Laleye, 2007). Il peut se développer sous des conditions environnementales variées et sur des sols pauvres, sans addition d’engrais azotés. Il peut être semé en culture pure ou en association avec d’autres cultures. Dans les associations de cultures, les paramètres tels que la densité de plantation, les arrangements spatiaux, la date de semis, le nombre de cultures associées varient d’une région à une autre. Ces paramètres tiennent compte de la fertilité des sols, de la disponibilité des semences et des besoins alimentaires de la famille.
1.1.4 Importance du Niébé
Le niébé communément appelé (viande pour pauvre) ou (viande verte) est un aliment important dans les populations marginales du tiers monde où l'approvisionnement en protéines animales est couteux. La graine mûre contient 23- 25 % de protéine, 50-67 % d'amidon, des vitamines B tel que l'acide folique qui est important dans la prévention des malformations chez les nouveau-nés (Sembène et Kébé, 2011). La graine est également riche en micro-éléments essentiels, tels que le fer, le calcium et le zinc (Sembène et Kébé, 2011). Le niébé joue donc un rôle important dans la subsistance de beaucoup de familles rurales en Afrique, en Amérique latine et en Asie, en procurant les éléments nutritifs déficients chez les céréales (FAO, 2003). Les racines du niébé en symbiose avec les bactéries du genre Rhizobium permettent la fixation biologique de l'azote atmosphérique, ce qui contribue ainsi à restaurer la fertilité du sol (Muleba et al., 1997 et Adjei-Nsiah et al.,
2006). Le flux des échanges suit rarement la filière officielle où les statistiques relatives aux échanges commerciaux peuvent être enregistrées (IITA, 1982).
1.1.5 Production du Niébé en Afrique et au Bénin
Le niébé V. unguiculata est une légumineuse de régions chaudes, d'origine africaine cultivée pour des besoins d'alimentation humaine et de bétail. La production mondiale du niébé s'élève à plus de 5,7 millions de tonnes de graines sèches par an, sur 7,5 millions ha en 2008, dont 70% sont réalisées en Afrique (Tengo, 2011). La superficie cultivée annuellement dans le monde est estimée à plus de 12,5 millions d'hectares dont environ 9,8 millions d'hectares sont réalisés en Afrique de l'Ouest, faisant de cette région la première productrice et consommatrice de niébé dans le monde (CGIAR, 2001).
En Afrique, le niébé est cultivé principalement au Nigeria, au Burkina-Faso, au Bénin, au Niger, au Sénégal, au Soudan, en Ouganda, en Tanzanie, au Malawi, au Zimbabwe et en Afrique du Sud (Quin, 1997 ; Anonyme, 2003). Au Bénin, le niébé se rencontre dans toutes les régions agricoles et particulièrement dans le Centre et le Nord. Les départements du Zou et des Collines viennent en tête de la production avec 36173 tonnes pour la campagne 2004-2005, suivis des départements du Borgou et de l’Alibori avec 20555 tonnes pour la même période et les départements du Mono et du Couffo ferment la marche avec 6172 tonnes (ONASA, 2005). Au Bénin, le niébé est la légumineuse la plus cultivée et consommée ( Zannou et al., 2004).
1.2 Généralités sur Sesbania cannabina
Sesbania cannabina est une légumineuse largement distribué et originaire de Queensland. En outre, S. cannabina peut s'adapter aux conditions climatiques tels que l'engorgement, la sécheresse, la toxicité des métaux lourds, la salinité des sols et alcalinité élevée (Srivastava et Kumar, 2012 ; Funakoshi et al., 2015). Cette plante est une légumineuse polyvalente et est largement utilisé comme engrais vert pour augmenter le rendement du riz, du blé et du maïs etc. Grâce à une croissance vigoureuse et un haut potentiel d'augmenter sa biomasse pendant la saison des pluies, il est utilisé comme engrais vert pour de nombreuses cultures vivrières
importantes. Il peut être une source potentielle d'azote pour les autres plantes et de protéines pour bétail comme étant une légumineuse. Les feuilles de S. cannabina sont comestibles et sont souvent utilisés comme un légume pour compléter les repas. Les gousses, peuvent également être consommées. Les feuilles séchées de S. cannabina sont utilisés dans certains pays comme un thé qui est considéré comme ayant des vertus antibiotique, vermifuge, anti-tumeur et des propriétés contraceptives (Momin et Kadam, 2011). Les feuilles et les fleurs de S. cannabina sont préparées comme cataplasmes pour application externe ou pris comme une décoction. En médecine traditionnelle, le mélange des graines de S. cannabina avec de la farine est utilisé pour traiter la teigne de la peau, les maladies et les vers (Orwa, 2009).
Photo 2: Plant de S. cannabina Photo 3: Plants de S. cannabina en cage.
Source : GBAGUIDI, 2015
1.3 Insectes ravageurs du Niébé
Les facteurs biotiques sont les principales contraintes à la production du niébé en Afrique de l'Ouest (Singh et al., 1990). En effet, le niébé est attaqué pendant son cycle entier de la germination des graines à maturité des gousses et pendant le stockage des semences par divers insectes ravageurs, pathogènes et les rongeurs (Singh et Rachie, 1985). Les insectes nuisibles sont considérés comme les facteurs les plus limitant de la production de niébé (Egho, 2010). Plusieurs espèces d'insectes
40.08cm 35, 09cm
ont été signalées destructrices de la culture du niébé, parmi celles - ci nous avons : les pucerons Aphis craccivora Koch (Homoptera: Aphididae), les thrips Megalurothrips sjostedti Thrybom (Thysanoptère : Thripidae), les punaises dont Clavigralla tomentosicollis Stål (Heteroptera : Coreidae), les bruches de stockage Callosobruchus maculatus Frabricus (Coleoptera : Bruchidae). Parmi ceux-ci, M.
vitrata est considéré comme le plus dangereux causant des pertes significatives dont les rendements sont estimées de 30 à 86% (Singh et al., 1990 ; Tamò et al., 2003). Elle se nourrit des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et des gousses encore fraîches ce qui entraîne la dépréciation du produit (Okech et Saxena, 1990).
1.3.1 Généralités sur Maruca vitrata
1.3.1.1 Systématique
La systématique de M. vitrata Fabricius selon la classification est la suivante : Tableau 2: Classification systématique de M. vitrata
Embranchent Arthropode
Classe Insecte
Ordre Lépidoptère Famille Crambidae
Genre Maruca
Espèce vitrata
.
1.3.1.2
Description
de M. vitrataL'adulte de M. vitrata est un papillon nocturne mesurant 16 à 17 mm de long et 20 à 25mm d'envergure. Il est caractérisé par un corps brun foncé, des ailes antérieures brunes et marquées de trois taches blanches et des ailes postérieures blancs grisâtres avec une bande brunâtre (Graf et al., 2000). La tête comportant les yeux et les pièces buccales de type lécheur, est surmontée de deux antennes très grêles et aussi longues que le corps (Boer, 1989). La Photo 4 en donne une illustration. Le mâle et la femelle se différencient par la forme de leur abdomen. Le mâle est caractérisé par un abdomen filiforme terminé par un bout pointu, noirâtre et poilu
tandis que la femelle a un abdomen un peu élargi se terminant par un (Datinon, 2005). Les ailes antérieures
3 taches blanchâtres. Les ailes postérieures sont blanc
brun-sombre aux extrémités, deux lignes sinueuses peu nettes traversent l’espace médian et une bande brune décroît du sommet
1982).
a) Mâle Photo 4 : Adultes de Maruca vitrata Source : DATINON, 2005 1.3.1.3 Bio-écologie de Maruca
M. vitrata préfère une humidité variant entre 70 et 84% avec une température de 25 à 28°C (Jackai et al., 1985). L’accouplement chez
conditions de basses températures nocturnes de 20 à 22°C et une humidité relative élevée qui varie entre 80 à 100%. Il a lieu entre 22h
Elle ne s’accouple qu’une fois entre la 2
1981). La femelle peut pondre jusqu’à 200 œufs sont translucides, plats, petits et mesurent 0,35
Ils sont pondus isolés ou en amas de 4 à 6 groupes sur les boutons fleurs déjà épanouies de la plante
éclosion trois jours environ après la ponte, après que les œufs prennent une couleur marron foncé. La chenille est blanc
taches foncées ou noirâtres sur chaque segment (Jackai et Singh, 1988). Les larves présentent 5 stades larvaires au cours de leur développement qui dure 12 à 14 jours (Photo 5). Le développement larvaire est ralenti à 22°C. Le passage d’un stade
2mm
un abdomen un peu élargi se terminant par un
antérieures présentent une coloration claire, marquées par s ailes postérieures sont blanc- grisâtres avec des marques sombre aux extrémités, deux lignes sinueuses peu nettes traversent l’espace écroît du sommet à l’angle anal (Appert et Deuse,
Mâle b) Femelle Maruca vitrata
: DATINON, 2005 aruca vitrata
préfère une humidité variant entre 70 et 84% avec une température de 25 L’accouplement chez M. vitrata est favorable dans les conditions de basses températures nocturnes de 20 à 22°C et une humidité relative élevée qui varie entre 80 à 100%. Il a lieu entre 22h et 04h (Jackai et Singh, 1981).
Elle ne s’accouple qu’une fois entre la 2e et la 5e nuit suivant son émergence (IITA, 1981). La femelle peut pondre jusqu’à 200 œufs (Jackai et Singh, 1981). Les œufs sont translucides, plats, petits et mesurent 0,35 à 0,65mm (Okeyo-Owur et al
Ils sont pondus isolés ou en amas de 4 à 6 groupes sur les boutons floraux et les fleurs déjà épanouies de la plante (Jackai et al., 1990). Les œufs subissent une trois jours environ après la ponte, après que les œufs prennent une couleur marron foncé. La chenille est blanc-crème à vert foncé ou blanc-jaunâtre
taches foncées ou noirâtres sur chaque segment (Jackai et Singh, 1988). Les larves présentent 5 stades larvaires au cours de leur développement qui dure 12 à 14 jours
Le développement larvaire est ralenti à 22°C. Le passage d’un stade 2mm
un abdomen un peu élargi se terminant par un orifice présentent une coloration claire, marquées par avec des marques sombre aux extrémités, deux lignes sinueuses peu nettes traversent l’espace (Appert et Deuse,
préfère une humidité variant entre 70 et 84% avec une température de 25 est favorable dans les conditions de basses températures nocturnes de 20 à 22°C et une humidité relative ingh, 1981).
son émergence (IITA, et Singh, 1981). Les œufs et al., 1991).
floraux et les subissent une trois jours environ après la ponte, après que les œufs prennent une couleur jaunâtre avec des taches foncées ou noirâtres sur chaque segment (Jackai et Singh, 1988). Les larves présentent 5 stades larvaires au cours de leur développement qui dure 12 à 14 jours Le développement larvaire est ralenti à 22°C. Le passage d’un stade
larvaire à un autre est décelé par la taille, la couleur et les dimensions de la capsule céphalique. Avant la nymphose, les larves du 5
verdâtres, cessent de se nourrir et mesurent environ 20 mm. La chrysalide se transforme en imago 6 à 8 jours après et la durée de vie de l’adulte va de 5 à 15 jours (Taylor, 1967). La nymphose a lieu à l’intérieur d’un cocon soyeux fixé sur la plante-hôte ou dans les débris végétaux et dans le sol (Singh
L’émergence des adultes est favorisée par une forte humidité du sol ou chute de pluie (Singh et Jackai, 1985). La durée du cycle d’une génération est comprise entre 22 et 25 jours et dépend de la température (Jackai et Singh, 1981).
Photo 5: Stades larvaires
Source
1.3.1.4 Dégâts et importance économique de
Les jeunes larves de M. vitrata (1er, 2e et 3e stades) détruisent surtout les pousses terminales et les boutons floraux
5ème stades) ravagent en particulier les graines dans les gousses (Atachi, 1998).
Elles sont particulièrement nuisible
humidité relative (80%) que l'on observe e
Les dégâts causés par les larves se décèlent grâce aux fils soyeux laissés sur les fleurs et les feuilles, aux trous irréguliers et excréments laissés sur les gousses. Du point de vue importance économique,
culture du niébé. Afin de réduire ces dégâts et pertes au rendement, plusieurs approches de lutte sont utilisées. Les plantes
important dans la biologie de l'insecte en rapport avec les sa de maintenir les populations de
larvaire à un autre est décelé par la taille, la couleur et les dimensions de la capsule céphalique. Avant la nymphose, les larves du 5e stade deviennent uniformément verdâtres, cessent de se nourrir et mesurent environ 20 mm. La chrysalide se n imago 6 à 8 jours après et la durée de vie de l’adulte va de 5 à 15 jours (Taylor, 1967). La nymphose a lieu à l’intérieur d’un cocon soyeux fixé sur la
hôte ou dans les débris végétaux et dans le sol (Singh et al
st favorisée par une forte humidité du sol ou chute de pluie (Singh et Jackai, 1985). La durée du cycle d’une génération est comprise entre
de la température (Jackai et Singh, 1981).
Stades larvaires de M.vitrata
Source : Dr. G. Goergen, IITA-Benin importance économique de M. vitrata
(1er, 2e et 3e stades) détruisent surtout les pousses terminales et les boutons floraux des fleurs, tandis que celles plus âgées (4
stades) ravagent en particulier les graines dans les gousses (Atachi, 1998).
particulièrement nuisibles dans les conditions atmosphériques de forte humidité relative (80%) que l'on observe en saison des pluies (Jackai et
Les dégâts causés par les larves se décèlent grâce aux fils soyeux laissés sur les fleurs et les feuilles, aux trous irréguliers et excréments laissés sur les gousses. Du point de vue importance économique, M. vitrata occasionne de lourdes pertes à la culture du niébé. Afin de réduire ces dégâts et pertes au rendement, plusieurs approches de lutte sont utilisées. Les plantes-hôtes alternatives jouent un rôle important dans la biologie de l'insecte en rapport avec les saisons permettant ainsi de maintenir les populations de M. vitrata sur les légumineuses sauvages lorsque le larvaire à un autre est décelé par la taille, la couleur et les dimensions de la capsule stade deviennent uniformément verdâtres, cessent de se nourrir et mesurent environ 20 mm. La chrysalide se n imago 6 à 8 jours après et la durée de vie de l’adulte va de 5 à 15 jours (Taylor, 1967). La nymphose a lieu à l’intérieur d’un cocon soyeux fixé sur la et al, 1990).
st favorisée par une forte humidité du sol ou chute de pluie (Singh et Jackai, 1985). La durée du cycle d’une génération est comprise entre
(1er, 2e et 3e stades) détruisent surtout les pousses des fleurs, tandis que celles plus âgées (4ème et stades) ravagent en particulier les graines dans les gousses (Atachi, 1998).
dans les conditions atmosphériques de forte al., 1988).
Les dégâts causés par les larves se décèlent grâce aux fils soyeux laissés sur les fleurs et les feuilles, aux trous irréguliers et excréments laissés sur les gousses. Du occasionne de lourdes pertes à la culture du niébé. Afin de réduire ces dégâts et pertes au rendement, plusieurs hôtes alternatives jouent un rôle isons permettant ainsi sur les légumineuses sauvages lorsque le
niébé (V. unguiculata) n'est pas en culture (Arodokoun présente des dégâts causés par
a) b) Photo 6: Dégâts de M. vitrata
Source : Durgie et al., 2009
1.4 Méthodes de lutte contre
Différentes méthodes de lutte sont utilisées contre variétale, la lutte culturale, la lutte biologique
1.4.1 Résistance variétale
La lutte génétique est basée sur la résistance variétale. Cette résistance est une propriété héréditaire et héritable de la plante qui lui permet d'inhiber le développement des populations d'i
causés par ces dernières. Elle s'exprime selon trois modes: la non préférence ou antixenose, l'antibiose et la tolérance. Ainsi, les variétés érigées de niébé aux pédoncules longues et aux gousses séparées sont
Les gousses de ces variétés, au
touchant pas un autre organe, limitent l'expansion des d Mone, 2008).
1.4.2 Lutte culturale
Elle requiert certaines pratiques culturales qui permettent à la culture d’échapper aux dégâts causés par les ravageurs. Certaines cultures associées avec le niébé se sont
32,94cm
) n'est pas en culture (Arodokoun et al., 2003). La par M. vitrata sur les gousses du niébé.
a) b)
vitrata sur les gousses de niébé
Source : GBAGUIDI, 2015
Méthodes de lutte contre M. vitrata
s méthodes de lutte sont utilisées contre M. vitrata, à savoir : la résistance la lutte culturale, la lutte biologique, la lutte chimique et la lutte intégrée
La lutte génétique est basée sur la résistance variétale. Cette résistance est une propriété héréditaire et héritable de la plante qui lui permet d'inhiber le développement des populations d'insectes ravageurs ou de recouvrer les dégâts causés par ces dernières. Elle s'exprime selon trois modes: la non préférence ou antixenose, l'antibiose et la tolérance. Ainsi, les variétés érigées de niébé aux pédoncules longues et aux gousses séparées sont moins infestées par
Les gousses de ces variétés, au-dessus du feuillage, ne se touchant pas et ne touchant pas un autre organe, limitent l'expansion des dégâts (Singh et Allen, 1979
es culturales qui permettent à la culture d’échapper aux dégâts causés par les ravageurs. Certaines cultures associées avec le niébé se sont
32,68cm
La Photo 6
: la résistance la lutte chimique et la lutte intégrée.
La lutte génétique est basée sur la résistance variétale. Cette résistance est une propriété héréditaire et héritable de la plante qui lui permet d'inhiber le nsectes ravageurs ou de recouvrer les dégâts causés par ces dernières. Elle s'exprime selon trois modes: la non préférence ou antixenose, l'antibiose et la tolérance. Ainsi, les variétés érigées de niébé aux moins infestées par M. vitrata.
dessus du feuillage, ne se touchant pas et ne (Singh et Allen, 1979 ;
es culturales qui permettent à la culture d’échapper aux dégâts causés par les ravageurs. Certaines cultures associées avec le niébé se sont
avérées susceptibles de réduire les effets nocifs de M. vitrata sur celui-ci. Ainsi, les lignées résistantes du sorgho et du niébé en culture associée protègent remarquablement leur homologue sensible contre les principaux insectes parasites notamment M. vitrata (Omolo et Ogango, 1999). Pour cette lutte culturale, il est aussi recommandé la destruction des gousses attaquées ainsi que celles des légumineuses qui poussent spontanément afin d’éviter le maintien d’une population de ravageurs tout au long de l’année (Autrique, 1981).
1.4.3 Lutte biologique
La lutte biologique est l’utilisation des organes vivants en tant qu’agents de lutte contre les ravageurs. (Kumar, 1991). Selon le même auteur, la signification traditionnelle de lutte biologique est la manipulation des ennemis naturels des ravageurs visant à réduire ces derniers à des niveaux rendant tolérables les pertes économiques qu’ils entraînent. Il est important de distinguer les différents types de lutte biologique. Ainsi, il y a :
· la lutte biologique classique. On qualifie de lutte biologique classique, ou par introduction, la technique qui consiste à introduire une nouvelle espèce dans un environnement afin de contrôler les populations d'un ravageur (Pedigo,1996).
· la lutte biologique inondative est une technique augmentative consistant à augmenter les populations d'ennemis naturels existant déjà dans un milieu donné. Dans ce cas, les quantités relâchées dans le milieu sont importantes et l'objectif est de détruire immédiatement le ravageur sans que l'établissement et la reproduction de l'ennemi naturel ne soient visés. Des efforts considérables ont été déployés pour le contrôle biologique de M. vitrata ces dernières années (Tamò et al., 2003). Les méthodes biologiques sont celles qui offrent le plus de solutions véritables et durables (Cloutier et Cloutier 1992).
1.4.4 Lutte
chimiqueC'est une méthode qui consiste à utiliser des pesticides chimiques de synthèse pour combattre les ravageurs des cultures. Elle donne des résultats immédiats mais présente des risques de pollution sur la santé publique et l’environnement. L'usage
intensif et continu des pesticides entraîne à la longue l'apparition des races résistantes, de nouvelles espèces nuisibles, la destruction des insectes utiles et la résistance des ravageurs (Dabiré, 2001 ; Rurema et al., 2003 ; Houndété et al., 2005). Ainsi, la décision d'utiliser cette méthode doit être économiquement justifiée et fondée sur le seuil de nuisibilité économique du ravageur.
1.4.5 Lutte intégrée
Cette lutte consiste en la combinaison de plusieurs méthodes de lutte afin de réduire ou de maintenir la population des insectes nuisibles en dessous d’un seuil de leurs dégâts économiques. (Cruz et al., 2002). Le but visé par cette lutte est la réduction du nombre d’interventions avec des pesticides tout en minimisant leurs effets secondaires (Panneton et al., 2000). Pour aboutir à un résultat efficace sans danger pour l’homme et pour l’environnement, la combinaison des auxiliaires (parasitoïdes, prédateurs), des pesticides sélectifs, des propriétés de structures de stockage et voire la sélection des variétés résistantes est plus ou moins réalisée (Seck, 1991).
1.5 Généralités sur Therophilus javanus
1.5.1 Morphologie et Systématique
T. javanus est un animal appartenant à l’embranchement des Arthropodes, à la classe des insectes, à l’ordre des Hyménoptère, de la famille des Braconidae, sous famille des Agathidinae. C’est un insecte découvert au Taïwan et qui a été introduit en 2013 à l’insectarium de la section niébé de l’IITA-Bénin.
Cet insecte possède un corps noir brillant, une paire d’antenne, deux paires d’ailes transparentes T. javanus et un abdomen de couleur jaunâtre mais les deux derniers segments se terminent par une couleur noire. La femelle de T. javanus se distingue aisément du mâle par un abdomen jaunâtre mais aussi par un ovipositeur tandis que le mâle n’en possède pas.
Tableau 3: Classification de T. javanus
Règne Animal
Embranchement Arthropode
Classe Insecte
Ordre Hyménoptère
Famille Braconidae
Genre Therophilus
Espèce javanus
Photo 7: Femelle de T. javanus Photo 8 : Mâle de T. javanus
Source : Gorgen, 2013
1.5.2 Description
Le corps de l’holotype (femelle) mesure 4,1 mm de long, l’aile antérieure 4,0 mm avec un ovipositeur e 3,1 mm. Les antennes sont formées de 32 segments. Le palpe maxillaire fait 0,7 fois la hauteur de la tête, l'espace malaire est 2,8 fois plus long que la largeur de base de la mandibule la longueur du mésosoma est 1,5 fois sa hauteur.
Le pronotum est très lisse et le ventre parsemé de perforations. Quant aux ailes, on distingue l’aile antérieure dont la deuxième cellule submarginale est petite et pétiolée. La longueur du fémur postérieur, du tibia et du tarsomère sont respectivement 3,3 ; 5,4 et 9,5 fois plus grandes que leur largeur. Le metasoma est lisse et brillant, le premier tergite légèrement déprimé sur sa face latérale, est 1,3 fois plus long que la largeur apicale, brillant avec quelques stries longitudinales;
ovipositeur gaine 0,8 fois plus longue que l'aile avant. (Achterberg et Long, 2010).
1.5.3 Biologie et écologie
La reproduction chez T. javanus est favorisée par une humidité relative de 70-85% et à une température avoisinant 25°C (Akogninou, 2014). Chez cet insecte, l’oviposition se produit par les femelles, quelques heures après leur manifestation. La femelle recherche la larve-hôte et une fois cette dernière retrouvée, elle baisse son abdomen, insère son ovipositeur dans la larve-hôte et y pond ses œufs. Ces œufs se développent à l’intérieur de la larve-hôte en augmentant de volume jusqu’à l’éclosion.
Le corps de la larve-hôte se déchire, et celle-ci meurt laissant place au parasitoïde.
Le cycle de vie T. javanus dure en moyenne 14,875 ± 0,29 jours (Oroucoura, 2013).
La larve de T. javanus se transforme après en nymphe. Dans les champs, on retrouve les pupes dans les plis des feuilles où les larves hôtes se trouvaient avant le parasitisme. La pupe est de couleur jaunâtre (Photo 9).
Photo 9: Pupes de T. javanus Source : GBAGUIDI, 2015
28,67cm
Chapitre II : MATERIEL ET METHODES
2.1. Cadre de l’étude
Cette étude s’est déroulée à la Station IITA – Bénin et précisément dans la serre n°2 de la Section Niébé. Elle est située dans la commune d’Abomey-Calavi avec pour coordonnées géographiques (6°28N, 2°21E, 15 m d’altitude), dans le département de l’Atlantique à environ douze (12) kilomètres au Nord-Ouest de Cotonou.
2.2. Matériel
2.2.1. Matériel végétal
Le Niébé de variété Komcallé et la plante hôte S. cannabina ont été utilisées au cours des essais. Les plants sont utilisés à l’étape de floraison (environ 40 jours après semis).
2.2.2. Matériel entomologique
Il est constitué des œufs de M. vitrata qui serviront à infester les plants de Niébé et de S. cannabina ainsi que des couples de T. javanus pour parasiter les larves.
2.2.3. Matériel technique
Le matériel technique utilisé dans le cadre de cette étude est constitué :
§ D’une loupe frontale pour l’observation et le comptage des œufs à tête noire ;
§ D’un microscope binoculaire de marque « Wild M3B » pour d’éventuelles observations des différents stades du matériel animal au laboratoire ;
§ Des boîtes d’élevage en plastique de dimension 10,5cm de hauteur et 16,6cm de diamètre ;
§ Des boîtes de dimensions 2,3 dm3 (14cm de diamètre et 15 cm de haut) pour l’infestation des plants ;
§ D’un hygro - thermomètre pour relever la température et l’humidité relative à l’intérieur de la serre ;
§ Des cages de dimension 2m de haut pour contenir les plants ;
§ Des pincettes pour prendre les œufs ;
§ Des étiquettes pour différencier les boîtes d’élevage ;
§ Du matériel désinfectant notamment l’alcool, le savon liquide, l’eau de javel pour le nettoyage et la stérilisation des outils. D’une paire de ciseaux pour la coupe des plants, du papier collant etc. ;
§ Les toiles pour la fermeture de boîtes d’infestations ;
§ D’un aspirateur buccal pour capturer les insectes dans les cages d’élevage,
§ Des plateaux en PVC pour contenir les essais, ou le dispositif expérimental ;
§ D’un bloc-note et un stylo pour la collecte des données ;
§ Du miel pour nourrir les insectes adultes ;
§ Du coton hydrophile, utilisé comme support d’eau pour abreuver les insectes ;
§ Des papiers torchons pour réguler l’humidité dans les boîtes ;
§ D’un appareil-photo numérique de résolution 10,2 MP pour la prise des images.
2.3. Méthodes
2.3.1. Préparation du milieu nutritif naturel d’élevage
Le milieu naturel d’élevage est constitué de graines de niébé germées. Pour préparer le milieu naturel on dispose du niébé produit dans la station. Le niébé récolté est trié, lavé trois fois avec de l’eau, puis désinfecté dans une solution d’eau de javel à 10%
afin de le débarrasser de ses impuretés. Après cette désinfection, on passe au rinçage avec une importante quantité d’eau pour éliminer l’odeur de javel. Une fois, les graines mises au propre, on effectue la levée de la dormance pour favoriser la germination. Cette levée de dormance s’effectue d’abord par le trempage du niébé dans de l’eau potable pendant quatre (4) heures. Ensuite, le niébé est retiré puis étalé dans un plateau en plastique contenant du papier torchon placé sous la lumière. Enfin, au bout de 24 heures, le niébé préparé germe et le milieu de culture est ainsi obtenu.
2.3.2. Préparation des boîtes d’élevage de M. vitrata
La préparation du milieu nutritif naturel pour l’élevage de M. vitrata consiste à placer au fond des boîtes du papier torchon imbibé d’eau sur lequel seront déposés deux papiers torchons non dépliés, ensuite deux papiers torchons dépliés et placés au fond des boîtes de manière à recouvrir toute la surface latérale interne. Le niébé germé est ensuite déposé dans ces boîtes sur les deux derniers papiers torchons. Le rôle du papier torchon déposé au fond de la boîte est d’absorber l’humidité du milieu.
Ceux non dépliés empêchent les larves quittant le niébé vers le fond de la boîte de se noyer.
2.3.3. Elevage de M. vitrata
Pour démarrer l’élevage de M. vitrata, une population de départ constituée de mâles et de femelles nous a été fournie par la section niébé de la structure. Avec cette population de départ, les opérations suivantes ont été menées.
Ø L’oviposition
Pour l’oviposition, les femelles de M. vitrata (au nombre de 8), sont déposées dans de petites boîtes plastiques cylindriques de 60 cm3. On y introduit des coupons de papiers torchons imbibés d’eau sucrée pour l’alimentation des femelles. Les boîtes sont ensuite fermées avec des coupons de tissus mousseline, dotés de mailles permettant une bonne aération, puis retournées dans les cages respectives de prélèvement. Le lendemain matin, on relâche les femelles dans leurs cages respectives puis on collecte les œufs dans un plateau étiqueté. Sur l’étiquette, sont inscrites la date de collecte et la date d’éclosion des œufs. En effet, les œufs éclosent trois jours après, mais avant l’éclosion, ils sont d’abord désinfectés. La Photo 10 montre les boîtes d’oviposition contenant les œufs.
Photo 10: Regroupement des femelles de M. vitrata pour l’oviposition
Source : GBAGUIDI, 2015 Ø Désinfection des œufs
La désinfection des œufs se fait 48 h après leur collecte. Elle consiste à faire passer les œufs dans une solution d’eau de Javel dansune proportion de 5 % puis dans de l’eau simple. Les œufs ainsi désinfectés sont séchés pendant quelques heures (4 h) puis recouvert à l’aide de toile mousseline. Le lendemain, il y a éclosion des œufs et on obtient des larves néonates.
Ø Infestation
Elle consiste à introduire les larves néonates dans le milieu nutritif naturel préalablement préparé et contenu dans les boîtes. Ces boîtes sont ensuite refermées soit avec des couvercles en plastique, soit avec un papier torchon et des bracelets élastiques. On procède enfin à leur étiquetage en inscrivant la date d’infestation et on les dépose sur un même plateau. Cette Photo 11 ci-dessous nous en donne l’illustration.
Photo 11: Boîtes d’infestation de M. vitrata Source : GBAGUIDI, 2015
Ø Dépouillement et émergence
En moyenne dix (10) jours après l’infestation, les chrysalides sont formées et les boîtes peuvent être dépouillées: chaque chrysalide est retirée de la boîte en reliant les deux (02) bouts d’une pincette contre celui de la soie qui recouvre cette dernière.
Les chrysalides ainsi collectées sont passées dans une solution d’eau de javel à 10% avant d’être transférées après séchage dans une cage où elles vont émerger.
Les mâles émergent avant les femelles et se distinguent de cette dernière par leur abdomen relativement plus effilé et dont le bout terminal est noir et pointu.
2.3.4. Elevage en masse de T. javanus
Dans des boîtes transparentes de dimensions (9,5cm de diamètre et 4,5cm de haut) contenant des graines de niébé germées et environ 1000 des larves de 2 jours d’âge de M. vitrata, sont introduites 5 à 8 femelles accouplées de T. javanus. 24h après, les parasitoïdes sont retirés et le contenu de ces boîtes est vidé dans une plus
29,61 cm
grande de dimension (2,3 dm3 14cm de diamètre et 15 cm de haut) dont l’intérieur est recouvert de papier absorbant puis on y complète des graines de niébé germées et quelques coupons de carton pour la nymphose. Environ 12 jours plus tard intervient le dépouillement puis les nymphes de T. javanus sont collectées dans une boîte et celle de M. vitrata dans une autre. La nymphe de la première se distingue de celle de l’autre par sa plus petite taille et par sa couleur relativement blanche qui noircit avec le temps. Le mâle émerge le premier. Contrairement à ceux-ci, les femelles sont dotées d’un ovipositeur.
2.3.5. Production des plants de S. cannabina et du Niébé de variété Komcallé Des pots de dimensions 2,3 dm3 (14cm de diamètre et 15 cm de haut) sont remplis de terreaux jusqu’au ¾ de leur volume. Après les avoir arrosé, quatre graines de niébé de variété komcallé et S. cannabina sont semées à une profondeur raisonnable permettant une bonne germination. Au bout d’une semaine, une opération de démariage permet d’éliminer deux (02) pieds en faveur des plus vigoureux. Les opérations d’entretien se résumant au désherbage et à l’arrosage s’étend de la phase de pré germination jusqu’à la préfloraison. Elle dure en moyenne quarante (40) jours.
2.3.6. Essai proprement dit
2.3.6.1. Effet de la densité de T. javanus pour la gestion de M. vitrata sur S.
cannabina et le niébé.
Ø Infestation des plants de niébé et de S. cannabina par les œufs à tête noires
La présente étude conduite sous serre à une température comprise entre 24,5°C et 34,0°C et une humidité relative variant de 24,9% à 91,6%. Des œufs fertiles de 72h d’âge de M. vitrata pondus sur du papier Kraft ou papier ponte ont été découpés en lots de 10. Dans des cages de dimension 2m de haut, 10 pots contenant les plants de V. unguiculata ou de S. cannabina (Photos 12 et 13) selon le cas sont disposées puis les œufs à tête noire sont collés au voisinage des fleurs à raison d’un coupon de 10 œufs par pot, soit 10 coupons de 10 œufs par cage. Les cages sont étiquetées (Annexe 1).
Photo 12: Œufs à tête noire posés Photo 13 : Œufs à tête noire posés sur sur le niébé sur S. cannabina
Source : GBAGUIDI, 2015
Ø Inoculation des des plants de niébé et de S. cannabina
Lorsque les larves sont âgées de 48h, 2, 3 et 5 couples de T. javanus sont respectivement lâchés dans ces cages, soit au total 9 cages dans le cas de S.
cannabina et 9 autres dans celui de V. unguiculata. Ce lâcher consiste à inoculer des plants infestés avec 2, 3 et 5 couples de T. javanus dans chaque cage (Cet âge a été retenu en raison des études faite par Akpoffo (2013), qui montre que T. javanus préfère les chenilles de 48h d’âge que les larves de 24h, 72h, 96h ou de 120h). Cela se fait en ouvrant légèrement la fermeture du bas et en libérant les couples de parasitoïdes compte tenu de la densité voulue, et en prenant soin de laisser les boîtes à l’intérieur pour éviter qu’ils s’échappent. La température et l’humidité relative de la serre est relevée 3 fois par jour (Annexe 3). La photo 14 montre des plants en en cage.
Photo 14: Plants en cage
Source : GBAGUIDI, 2015
24,77cm 24,23cm
20,63cm
Ø Coupure des plants et dépouillement
Après 5 jours les plants sont coupés et disposés dans des boîtes d’infestations de dimension 2,3 dm 3 (14cm de diamètre et 15 cm de haut). Au fond des boîtes sont disposés de papier absorbant et de cartons dans lesquels seront formées les pupes du parasitoïde T. javanus. Pour éviter l’attaque des fourmis de laboratoire, ces boîtes sont placées sur des pots remplis d’eau. Les boîtes sont étiquetées et incubées à une température 27°C et humidité relative de 25 %. Les échantillons de plants sont dépouillés sept jours plus tard et le nombre de pupe de T. javanus et de M. vitrata, le nombre de larves vivantes et mortes sont notés (Annexe 2). Les larves vivantes sont conservées et réexaminées pour enregistrer les pupes du parasitoïde formés.
Notons que les essais seront répétés 3 fois. Les photos 15 et 16 illustrent la coupure et dépouillement des plants.
Photo 15: Plant découpé comportant Photo 16: Conservation des boîtes des coupons de cartons
Source : GBAGUIDI, 2015
2.3.6.2. Paramètres évalués durant l’essai
Au cours de cet essai les paramètres mesurés sont :
· Le nombre de pupes de T. javanus
· Le nombre de Larves et de pupes de M. vitrata
2.4. Collecte et analyse des données
Les données sont collectées en comptant le nombre de pupes formés et larves dans chaque boîte d’infestation 5 jours après la coupure des plants. Le test t de Student a été utilisé pour comparer le nombre de larves de M. vitrata parasitées et non
20,02cm 22,19cm
parasitées sur S. cannabina. Le nombre moyen de larves survivantes et le nombre de pupes de T. javanus obtenu selon les densités ont été comparés avec le test de Chi-carré.
Chapitre III : RESULTATS ET DISCUSSION
3.1. Résultats
3.1.1 Evolution du nombre moyen fonction de la densité de T. javanus Le nombre moyen de larves de
varie en fonction de la densité du parasitoïde sur
Les larves de M. vitrata se sont normalement développées sur
nombre de pupe a diminué avec l’augmentation de la densité du parasitoïde.
aucune larve n’a accompli avec succès son cycle
Figure 1: Nombre moyen de larves de de T. javanus sur S. cannabina et le niébé.
3.1.2 Evolution du nombre moyen de larves parasitées par T. javanus sur S. cannabina
La figure 2 présente le nombre de larves parasitées par
larves de M. vitrata non parasitées qui ont pu se développer normalement sur cannabina en fonction des densités du parasitoïde
les deux nombres a montré qu’ils ne diffèrent pas significativement (t =0,13 0,90 ; t = 1,25 ; P = 0,28 ; t = 1,11
5).
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Nombre de pupes de T. javanus
Densité de Densité
2
ombre moyen de larves de M. vitrata parasitées en javanus sur S. cannabina et le Niébé.
de larves de M. vitrata parasitées avec succès par
varie en fonction de la densité du parasitoïde sur S. cannabina et le niébé (Figure 1).
se sont normalement développées sur S. cannabina.
nombre de pupe a diminué avec l’augmentation de la densité du parasitoïde.
accompli avec succès son cycle sur la variété Komcallé de niébé.
de larves de M.vitrata parasitées en fonction de la densité et le niébé.
ombre moyen de larves de M. vitrata parasitées S. cannabina.
La figure 2 présente le nombre de larves parasitées par T. javanus et le nombre de non parasitées qui ont pu se développer normalement sur en fonction des densités du parasitoïde T. javanus. La comparaison entre les deux nombres a montré qu’ils ne diffèrent pas significativement (t =0,13
= 1,11 ; P = 0,33, respectivement pour les densités 2, 3 et Densité de T. javanus
Sesbania Niébé
Densité
3 Densité
5
parasitées en
T. javanus et le niébé (Figure 1).
S. cannabina. Le nombre de pupe a diminué avec l’augmentation de la densité du parasitoïde. Mais
sur la variété Komcallé de niébé.
parasitées en fonction de la densité
es et non
et le nombre de non parasitées qui ont pu se développer normalement sur S.
La comparaison entre les deux nombres a montré qu’ils ne diffèrent pas significativement (t =0,13 ; P =
; P = 0,33, respectivement pour les densités 2, 3 et
Sesbania Niébé
