Méthodes

2.3.1. Préparation du milieu nutritif naturel d’élevage

Le milieu naturel d’élevage est constitué de graines de niébé germées. Pour préparer le milieu naturel on dispose du niébé produit dans la station. Le niébé récolté est trié, lavé trois fois avec de l’eau, puis désinfecté dans une solution d’eau de javel à 10%

afin de le débarrasser de ses impuretés. Après cette désinfection, on passe au rinçage avec une importante quantité d’eau pour éliminer l’odeur de javel. Une fois, les graines mises au propre, on effectue la levée de la dormance pour favoriser la germination. Cette levée de dormance s’effectue d’abord par le trempage du niébé dans de l’eau potable pendant quatre (4) heures. Ensuite, le niébé est retiré puis étalé dans un plateau en plastique contenant du papier torchon placé sous la lumière. Enfin, au bout de 24 heures, le niébé préparé germe et le milieu de culture est ainsi obtenu.

2.3.2. Préparation des boîtes d’élevage de M. vitrata

La préparation du milieu nutritif naturel pour l’élevage de M. vitrata consiste à placer au fond des boîtes du papier torchon imbibé d’eau sur lequel seront déposés deux papiers torchons non dépliés, ensuite deux papiers torchons dépliés et placés au fond des boîtes de manière à recouvrir toute la surface latérale interne. Le niébé germé est ensuite déposé dans ces boîtes sur les deux derniers papiers torchons. Le rôle du papier torchon déposé au fond de la boîte est d’absorber l’humidité du milieu.

Ceux non dépliés empêchent les larves quittant le niébé vers le fond de la boîte de se noyer.

2.3.3. Elevage de M. vitrata

Pour démarrer l’élevage de M. vitrata, une population de départ constituée de mâles et de femelles nous a été fournie par la section niébé de la structure. Avec cette population de départ, les opérations suivantes ont été menées.

Ø L’oviposition

Pour l’oviposition, les femelles de M. vitrata (au nombre de 8), sont déposées dans de petites boîtes plastiques cylindriques de 60 cm³. On y introduit des coupons de papiers torchons imbibés d’eau sucrée pour l’alimentation des femelles. Les boîtes sont ensuite fermées avec des coupons de tissus mousseline, dotés de mailles permettant une bonne aération, puis retournées dans les cages respectives de prélèvement. Le lendemain matin, on relâche les femelles dans leurs cages respectives puis on collecte les œufs dans un plateau étiqueté. Sur l’étiquette, sont inscrites la date de collecte et la date d’éclosion des œufs. En effet, les œufs éclosent trois jours après, mais avant l’éclosion, ils sont d’abord désinfectés. La Photo 10 montre les boîtes d’oviposition contenant les œufs.

Photo 10: Regroupement des femelles de M. vitrata pour l’oviposition

La désinfection des œufs se fait 48 h après leur collecte. Elle consiste à faire passer les œufs dans une solution d’eau de Javel dansune proportion de 5 % puis dans de l’eau simple. Les œufs ainsi désinfectés sont séchés pendant quelques heures (4 h) puis recouvert à l’aide de toile mousseline. Le lendemain, il y a éclosion des œufs et on obtient des larves néonates.

Ø Infestation

Elle consiste à introduire les larves néonates dans le milieu nutritif naturel préalablement préparé et contenu dans les boîtes. Ces boîtes sont ensuite refermées soit avec des couvercles en plastique, soit avec un papier torchon et des bracelets élastiques. On procède enfin à leur étiquetage en inscrivant la date d’infestation et on les dépose sur un même plateau. Cette Photo 11 ci-dessous nous en donne l’illustration.

Photo 11: Boîtes d’infestation de M. vitrata Source : GBAGUIDI, 2015

Ø Dépouillement et émergence

En moyenne dix (10) jours après l’infestation, les chrysalides sont formées et les boîtes peuvent être dépouillées: chaque chrysalide est retirée de la boîte en reliant les deux (02) bouts d’une pincette contre celui de la soie qui recouvre cette dernière.

Les chrysalides ainsi collectées sont passées dans une solution d’eau de javel à 10% avant d’être transférées après séchage dans une cage où elles vont émerger.

Les mâles émergent avant les femelles et se distinguent de cette dernière par leur abdomen relativement plus effilé et dont le bout terminal est noir et pointu.

2.3.4. Elevage en masse de T. javanus

Dans des boîtes transparentes de dimensions (9,5cm de diamètre et 4,5cm de haut) contenant des graines de niébé germées et environ 1000 des larves de 2 jours d’âge de M. vitrata, sont introduites 5 à 8 femelles accouplées de T. javanus. 24h après, les parasitoïdes sont retirés et le contenu de ces boîtes est vidé dans une plus

29,61 cm

grande de dimension (2,3 dm3 14cm de diamètre et 15 cm de haut) dont l’intérieur est recouvert de papier absorbant puis on y complète des graines de niébé germées et quelques coupons de carton pour la nymphose. Environ 12 jours plus tard intervient le dépouillement puis les nymphes de T. javanus sont collectées dans une boîte et celle de M. vitrata dans une autre. La nymphe de la première se distingue de celle de l’autre par sa plus petite taille et par sa couleur relativement blanche qui noircit avec le temps. Le mâle émerge le premier. Contrairement à ceux-ci, les femelles sont dotées d’un ovipositeur.

2.3.5. Production des plants de S. cannabina et du Niébé de variété Komcallé Des pots de dimensions 2,3 dm3 (14cm de diamètre et 15 cm de haut) sont remplis de terreaux jusqu’au ¾ de leur volume. Après les avoir arrosé, quatre graines de niébé de variété komcallé et S. cannabina sont semées à une profondeur raisonnable permettant une bonne germination. Au bout d’une semaine, une opération de démariage permet d’éliminer deux (02) pieds en faveur des plus vigoureux. Les opérations d’entretien se résumant au désherbage et à l’arrosage s’étend de la phase de pré germination jusqu’à la préfloraison. Elle dure en moyenne quarante (40) jours.

2.3.6. Essai proprement dit

2.3.6.1. Effet de la densité de T. javanus pour la gestion de M. vitrata sur S.

cannabina et le niébé.

Ø Infestation des plants de niébé et de S. cannabina par les œufs à tête noires

La présente étude conduite sous serre à une température comprise entre 24,5°C et 34,0°C et une humidité relative variant de 24,9% à 91,6%. Des œufs fertiles de 72h d’âge de M. vitrata pondus sur du papier Kraft ou papier ponte ont été découpés en lots de 10. Dans des cages de dimension 2m de haut, 10 pots contenant les plants de V. unguiculata ou de S. cannabina (Photos 12 et 13) selon le cas sont disposées puis les œufs à tête noire sont collés au voisinage des fleurs à raison d’un coupon de 10 œufs par pot, soit 10 coupons de 10 œufs par cage. Les cages sont étiquetées (Annexe 1).

Photo 12: Œufs à tête noire posés Photo 13 : Œufs à tête noire posés sur sur le niébé sur S. cannabina

Source : GBAGUIDI, 2015

Ø Inoculation des des plants de niébé et de S. cannabina

Lorsque les larves sont âgées de 48h, 2, 3 et 5 couples de T. javanus sont respectivement lâchés dans ces cages, soit au total 9 cages dans le cas de S.

cannabina et 9 autres dans celui de V. unguiculata. Ce lâcher consiste à inoculer des plants infestés avec 2, 3 et 5 couples de T. javanus dans chaque cage (Cet âge a été retenu en raison des études faite par Akpoffo (2013), qui montre que T. javanus préfère les chenilles de 48h d’âge que les larves de 24h, 72h, 96h ou de 120h). Cela se fait en ouvrant légèrement la fermeture du bas et en libérant les couples de parasitoïdes compte tenu de la densité voulue, et en prenant soin de laisser les boîtes à l’intérieur pour éviter qu’ils s’échappent. La température et l’humidité relative de la serre est relevée 3 fois par jour (Annexe 3). La photo 14 montre des plants en en cage.

Photo 14: Plants en cage

24,77cm 24,23cm

20,63cm

Ø Coupure des plants et dépouillement

Après 5 jours les plants sont coupés et disposés dans des boîtes d’infestations de dimension 2,3 dm ³ (14cm de diamètre et 15 cm de haut). Au fond des boîtes sont disposés de papier absorbant et de cartons dans lesquels seront formées les pupes du parasitoïde T. javanus. Pour éviter l’attaque des fourmis de laboratoire, ces boîtes sont placées sur des pots remplis d’eau. Les boîtes sont étiquetées et incubées à une température 27°C et humidité relative de 25 %. Les échantillons de plants sont dépouillés sept jours plus tard et le nombre de pupe de T. javanus et de M. vitrata, le nombre de larves vivantes et mortes sont notés (Annexe 2). Les larves vivantes sont conservées et réexaminées pour enregistrer les pupes du parasitoïde formés.

Notons que les essais seront répétés 3 fois. Les photos 15 et 16 illustrent la coupure et dépouillement des plants.

Photo 15: Plant découpé comportant Photo 16: Conservation des boîtes des coupons de cartons

Source : GBAGUIDI, 2015

2.3.6.2. Paramètres évalués durant l’essai

Au cours de cet essai les paramètres mesurés sont :

· Le nombre de pupes de T. javanus

· Le nombre de Larves et de pupes de M. vitrata