Processus microbiens de formation des gisements sédimentaires de phosphates actuels

Texte intégral

(1)Processus microbiens de formation des gisements sédimentaires de phosphates actuels Sara Rivas Lamelo. To cite this version: Sara Rivas Lamelo. Processus microbiens de formation des gisements sédimentaires de phosphates actuels. Géochimie. Université Pierre et Marie Curie - Paris VI, 2017. Français. �NNT : 2017PA066110�. �tel-01623303�. HAL Id: tel-01623303 https://tel.archives-ouvertes.fr/tel-01623303 Submitted on 25 Oct 2017. HAL is a multi-disciplinary open access archive for the deposit and dissemination of scientific research documents, whether they are published or not. The documents may come from teaching and research institutions in France or abroad, or from public or private research centers.. L’archive ouverte pluridisciplinaire HAL, est destinée au dépôt et à la diffusion de documents scientifiques de niveau recherche, publiés ou non, émanant des établissements d’enseignement et de recherche français ou étrangers, des laboratoires publics ou privés..

(2) Université Pierre et Marie Curie École doctorale 398 Géosciences, Ressources Naturelles et Environnement Institut de minéralogie, de physique des matériaux et de cosmochimie (IMPMC). Processus microbiens de formation des gisements sédimentaires de phosphates actuels Par Sara Rivas Lamelo Thèse de doctorat de Géosciences, Ressources Naturelles et Environnement Dirigée par Karim Benzerara et Elodie Duprat Présentée et soutenue publiquement le 08.06.2017. Devant un jury composé de : LEHOURS Anne-Catherine, Maître de conférences, Rapportrice BUSIGNY Vincent, Maître de conférences, Rapporteur LÓPEZ GARCÍA Purificación, Directrice de recherche, Examinatrice MORIN Guillaume, Directeur de recherche, Examinateur DUPRAT Élodie, Maître de conférences, Co-directrice de thèse BENZERARA Karim, Directeur de recherche, Directeur de thèse.

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(4) 1. Depuis 2015, 1 % des plus aisés détiennent autant de richesses que le reste de la population mondiale 1. Cette thèse est dédiée à celles et ceux qui travaillent pour le bien de tous, à celles et ceux qui luttent contre l’austérité et la corruption, à celles et ceux qui uniformisent les règles du jeu malgré les nombreuses contraintes, à celles et ceux qui coopèrent plutôt que d'agir en simples concurrents, à celles et ceux qui œuvrent à l’égalité entre les femmes et les hommes et qui essayent de construire une économie qui repose sur une fiscalité équitable et robuste dans un environnement respecté. À celles et ceux qui mettent la science et la technologie au profit du plus grand nombre. À celles et ceux qui cessent de profiter abusivement pour se mettre au service des 99 %.. 1. Credit Suisse (2016), « Global Wealth Databook 2016 »..

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(6) 3. Remerciements Ce projet de recherche arrive à son terme après près de quatre ans passés au sein de l’Institut de Minéralogie, de Physique des Matériaux et Cosmochimie (IMPMC). A l'issue de la rédaction de ce manuscrit, je suis convaincue que la thèse est loin d'être un travail solitaire. En effet, ce travail doctoral a pu être réalisé grâce au soutien d'un grand nombre de personnes dont la générosité et l'intérêt manifestés à l'égard de ma recherche m'ont permis de progresser. Je leur adresse ici mes plus vifs remerciements. J’aimerais tout d’abord remercier l’École Doctorale Géosciences Ressources Naturelles et Environnement (ED 398) pour m’avoir accepté en 2013 et avoir veillé au bon déroulement de ma thèse. Je pense particulièrement à Loïc Labrousse (directeur de l’école doctorale) et Dovy Tristani (gestionnaire) pour leurs qualités professionnelles et humaines remarquables. Je souhaiterais exprimer ma gratitude aux membres du jury pour avoir accepté de juger ce travail de recherche, en particulier mes rapporteurs Anne-Catherine Lehours et Vincent Busigny, qui ont suivi ce travail depuis le début. Mes remerciements s’adressent également aux examinateurs Purificación López García (qui m’a fait connaître ce sujet de thèse) et Guillaume Morin pour leur participation à ce jury. Je souhaite remercier Élodie Duprat et Karim Benzerara pour avoir dirigé cette thèse. Je leur adresse toute ma reconnaissance pour m’avoir guidée dans ce travail, pour leur grande disponibilité et leurs critiques constructives. J’aimerais également manifester à quel point j’ai apprécié leur respect sans faille des délais serrés de relecture des documents que je leur ai adressés ainsi que pour toutes les heures qu'ils ont consacrées à diriger cette recherche. Mes pensées vont aussi aux personnes qui intègrent l’IMPMC pour le soutien qu’elles m’ont apporté. J’adresse mes remerciements sincères à tous les membres des équipes Géobiologie et BIBIP pour m’avoir accueilli au sein du laboratoire. Je pense particulièrement.

(7) 4 à Fériel Skouri-Panet, je la remercie de m’avoir accompagnée tout au long des expériences au laboratoire. J’ai beaucoup apprécié ton enthousiasme contagieux pour la recherche et ta capacité insolite de dépannage. Même si la mise au point des protocoles utilisés dans cette thèse a été très pénible, je suis contente d’avoir travaillé à tes côtés et je garderai un très bon souvenir des heures de manips. J’ai beaucoup appris pendant ces presque quatre années tant au niveau professionnel que personnel avec toi. Je remercie également Jennyfer Miot pour son expertise en microbiologie et biominéralisation, son aide précieuse lors des manipulations en anoxie et pour son calme blindé face aux aléas du terrain. J’ai adoré partager la barge avec toi (même sous la neige) et j’ai énormément profité en apprenant les bases de la microcopie électronique à balayage à tes côtés. Je remercie chaleureusement Céline Férard pour sa maitrise de la biochimie et de la microscopie confocale. Je te remercie pour ton cœur gigantesque et ton soutien sans faille. J’ai adoré chaque séance de manips ensemble même si nous avons fermé plus d’une fois et parfois trop tard le laboratoire. Merci pour ton amitié. Je remercie également Mélanie Poinsot pour sa grande implication dans chaque mission de terrain, sa bonne humeur et son énorme motivation. Je suis reconnaissante à Keevin Beneut et Maxime Guillaumet pour leur investissement dans la conception d’un appareil capable de recevoir des cuves de spectroscopie de 10 cm ainsi que pour leurs conseils avisés sur la spectroscopie UV-Visible. Je remercie également Jessica Brest pour son implication dans les analyses des échantillons en boîte à gants. J’adresse aussi mes chaleureux remerciements aux personnels de l’IMPMC, en particulier Hortense Apan, Antonella Intili, Janine, Danielle Raddas, Ali Dhibi, Elisabeth Malassis, Danny Thomas-Emery et Cécile Duflot pour leur bonne humeur quotidienne et les multiples services qu’ils m’ont rendu. Plusieurs membres du laboratoire de géochimie des eaux de Paris (Paris VII-IPGP) ont participé à ce travail de recherche. Je pense particulièrement à Didier Jézéquel, que je remercie pour son expertise extraordinaire sur le terrain et pour sa capacité à savoir nous dépanner sous n’importe quelle situation. Respectueusement, je crois que peux te surnommer le « MacGyver » de ma thèse. Je n’oublierai jamais la bouillote d’eau chaude que tu m’as préparée lors de la première sortie au lac Pavin en novembre 2013, ni les discussions sur la géochimie de la colonne d’eau à n’importe quel moment de la journée. Je te remercie de m’avoir appris mon premier nœud « non de vache » et de m’avoir inoculé le virus de la spéléologie en me parlant des merveilles du Creux de Soucy. Je remercie également Eric.

(8) 5 Viollier pour sa passion contagieuse pour la science et la connaissance en générale, sa bonne humeur et son talent de pince-sans-rire qui m’ont obligé à réviser mes cours de français afin de pouvoir comprendre ses blagues. Je remercie Emmanuelle Raimbault et Laure Cordier pour leur participation aux analyses AxFlow et ICP-AES des échantillons de la colonne d’eau du lac Pavin. Je souhaite remercier les équipes pédagogiques de microbiologie et écologie de l’UPMC pour la confiance qu’ils m’ont accordé. Je suis particulièrement reconnaissante à Mathieu Molet et Sylvie Collin pour le temps qu’ils ont consacré à organiser au mieux mon temps de service. Je remercie Xavier Renaud, Jéròme Mathieu, Julien Gasparini, Claire Tirard, Georges Ona-Nguema, Chloé Bohuon, Nathalie Jourdan, Bruno Dassy, Houssain Benabdelhak, Jean-Emmanuel Hugonnet et Valerie Soulard pour leurs conseils avisés lors de la préparation de mes cours et pour la bonne ambiance pendant les discussions scientifiques et les pauses-café. Je remercie vivement Julie Leloup et Emma Rochelle-Newall mes futures « encadrantes » pour leur confiance et compréhension lors de l’étape finale de rédaction de ce manuscrit et pour me permettre d’intégrer un nouveau projet de recherche au sein de l’iEES. Je tiens à remercier Toshikazu Shiba pour m’avoir généreusement envoyé des polyphosphates de différentes tailles depuis le Japon pour les expériences de spectrofluorimétrie lorsqu’ils n’étaient plus commercialisables. Merci aussi aux « jeunes » pour l’ambiance, pour leur disponibilité, leur implication, leur bonne humeur et tous les bons moments autour d’un verre lors des « sorties de labo », je nomme : le pack Johan Biscaras-David Santos-Cottin pour les bières ; le groupe « Céreal BIO » : Aisha Kanzari et Marine Verseils ; les non « bio » Gilbert Umugabe, Carlos Renero, Neli Romone, Yoann Guarnelli, Parisiadis Paraskevas, Lucie Stetten, Julie Aufort, Nicolas Coudurier, Margot Coutaud et Maud Jusot ; le groupe « cinéma » : Maximilien Verdier, Maya Ikogou et le super geek Nicolas Devaux. Je garde une pensé pour ceux qui sont partis en quête de nouvelles aventures : Nith Cam, Nieli Daffé, Nicolas du Puys et Vincent Noël. Je remercie particulièrement Nina Zeyen (aussi membre du groupe « Céreal BIO ») pour sa gentillesse et tous les bons moments que nous avons partagé dans mon dernier bureau. Je remercie TerryAnn Suer pour les cours de spanglish autour d’un verre et les invocations au soleil quotidiennes dans le grand gris parisien. Je remercie énormément Nicolas Devaux pour son.

(9) 6 amitié sans faille et tous les rires et geek things que nous partageons ensemble. Je remercie Marine Blondeaux pour les discussions scientifiques sur les bactéries magnétotactiques et celles de la vie en général aussi. Merci de ton cours accéléré de lâcher prise autour d’une tasse de thé. Ça marche !!! Je suis également reconnaissante aux membres de l’Association francilienne de l’étude de gouffres et canyons (AFEGC) et à la Fédération Française de Spéléologie (FFS) pour m’avoir permis de m’épanouir sous terre en bonne compagnie et pour toutes les techniques de progression sur corde et sauvetage en spéléologie que j’ai appris avec eux. Je pense particulièrement à Claudia Togoe, Zdenek Posar, Alexandre Ratti, Fred Lété, Emmanuel et Katia Doze, Thierry Martinello, Lenka Belkova, Jordan Jacquet, Gripoil, Charlotte, Marc et le petit Clément Bourguin et Bruno Lonchampt. Je sais que si ma vie tient par un fil vous ne le lâcherez pas J !!! Enfin, je tiens à remercier tout particulièrement ma famille, très présente lors de ma fin de thèse. Tout d’abord ma grande mère maternelle, Remedios Carbajo Ramos (RIP) pour m’avoir inculqué le goût de la lecture lorsque j’étais une gamine et sans savoir à peine lire (ni elle ni moi). Je remercie mes grands-pères Estanislao Lamelo Teixeira et Ramón Rivas Fernández pour être un exemple de résistance et de dignité et pour s’être battus pour la démocratie pendant et après la Guerre Civile Espagnole (1936-39) malgré le combat profondément inégal. Je remercie mes parents Mª Concepción Lamelo Carbajo et José Rivas Rubio tout simplement pour m’avoir donné la vie et particulièrement ma mère pour m’avoir inculqué que les études étaient le meilleur ascenseur social inauguré pour ma génération et pour son soutien sans faille malgré la distance qui nous sépare. Je remercie ma grande sœur Gema et mon grand frère David pour tout ce qu’ils m’ont fait apprendre depuis que je suis née de façon désintéressée. Enfin, je remercie ma belle-famille pour m’avoir accueillie et accepté parmi les leurs. Je pense tout particulièrement à mon beau-père Alain Delahayes et sa compagne Marie Pierre Froment qui m’ont beaucoup aidé lors de mon installation en France. Je sais que si je tombe encore sur un patron non réglo sur le port de Gruissan je peux compter sur vous ! Merci à vous deux pour les discussions cultivées et les randos à fond dans les Corbières. Merci Alain pour ta force tranquille et pour ton immense cœur. Je remercie également à ma super bellemère Sylviane Pasquier pour être un exemple d’humanité engagée, bonne humeur et spontanéité tout dans le même pack. J’adore nos discussions philosophiques autour d’un verre.

(10) 7 dans ton jardin lorsque tu m’apprends des mots du « vrai français » p. ex. « complexitude » et les cigales chantent. J’adore ton espoir infatigable et ta volonté ferme de faire un monde plus juste où les personnes vivent dignement. Enfin, ce que j’aime le plus c’est de pouvoir faire du carrelage avec toi et de partir en expédition dans les égouts du village en pyjama J ! Finalement, je souhaite te remercier Lilian Delahayes pour ton soutien quotidien, ton immense bienveillance et ton amour inconditionnel. Merci pour prendre soin de ma santé sans faille, particulièrement détériorée pendant ces trois dernières années. Je t’adresse mes plus vifs remerciements pour avoir cru en moi et m’avoir encouragée tout au long de ces neuf années plein d’aventures mémorables et quelques sacrées galères dont on rigole maintenant. Merci de ton cœur astronomique et de ta générosité exemplaire. Merci de ton aide précieuse à la correction de ce manuscrit. Je crois que je n’écrirai plus en mode « Yoda » grâce à toi. Il est important également J que tu reconnaisses qu’en échange dorénavant tu adores le phosphore tout comme moi et que tu es conscient de l’importance universelle des polyphosphates !!! Mille fois merci pour me rendre tous les jours le sourire et, plus que toute autre chose, merci de faire partie de ce groupe fondamental de gens qui, avec humilité et courage, contribuent à faire de ce monde un endroit où la vie vaut vraiment la peine d’être vécue..

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(12) 9. Sommaire % *. #%.

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(24) 10 3.5 3.6 3.7 3.8 . Spéciation du phosphore particulaire et dissous ......................................................................................... 107 Analyse des flux de phosphore vers le monimolimnion ........................................................................... 110 Microscopie électronique à balayage (MEB) .................................................................................................. 114 Enrichissement des microorganismes provenant de la colonne d’eau ............................................... 115 . 4 . Résultats .............................................................................................................................................................. 117 4.1 Paramètres physico-‐‑chimiques de la colonne d’eau ................................................................................... 117 4.2 Concentrations de phosphore dans la colonne d’eau ................................................................................. 119 4.3 Activité phosphatasique alcaline et concentration de protéines dans la colonne d’eau ............. 126 4.4 Relation entre l’activité phosphatasique alcaline totale (APAtot) et la concentration de phosphore dissous inorganique (DIP) ................................................................................................................................ 132 4.5 Flux de phosphore depuis le mixolimnion vers la zone de transition redox ................................... 133 4.6 Cultures microbiennes ............................................................................................................................................. 141 4.7 Caractérisation de la matière en suspension de la colonne d’eau par microscopie électronique à balayage (MEB) ............................................................................................................................................................................. 142 . 5 . Discussion ........................................................................................................................................................... 151 5.1 Paramètres physico-‐‑chimiques ............................................................................................................................ 151 5.2 Spéciation et concentration du P dissous ........................................................................................................ 152 5.3 Activité phosphatasique alcaline (totale et spécifique) ............................................................................. 154 5.4 Spéciation et concentration du P particulaire ............................................................................................... 159 5.5 Spéciation et quantification des flux de P ........................................................................................................ 161 5.6 Méthodes d’analyse choisies pour la spéciation du P ................................................................................. 166 . 6 . Conclusions et perspectives ......................................................................................................................... 171 . 7 . Références bibliographiques ....................................................................................................................... 173 . CHAPITRE II : QUANTIFICATION PAR SPECTROFLUORIMETRIE DES INCLUSIONS DE POLYPHOSPHATE PRESENTES DANS LA COLONNE D’EAU DU LAC PAVIN (MASSIF CENTRAL, FRANCE) ......................................................................................................................... 187 1 . Introduction ....................................................................................................................................................... 189 1.1 Fonction cellulaire des polyphosphates et implication dans le cycle biogéochimique du phosphore ....................................................................................................................................................................................... 189 1.2 Histoire et évolution des méthodes d’analyse des polyphosphates ..................................................... 198 . 2 . Objectifs poursuivis dans ce chapitre ....................................................................................................... 215 . 3 . Matériel et méthodes ...................................................................................................................................... 217 3.1 Réactifs ............................................................................................................................................................................ 217 3.2 Espèces microbiennes et conditions de culture ............................................................................................ 217 3.3 Analyse des inclusions de poly-‐‑P par microscopie ...................................................................................... 220 3.4 Protocole de quantification des poly-‐‑P ............................................................................................................. 221 . 4 . Résultats .............................................................................................................................................................. 225 4.1 Conditions de culture favorables à la synthèse de poly-‐‑P ........................................................................ 225 4.2 Étalonnage et analyse des interférences au cours de la quantification .............................................. 228 4.3 Spectres d’émission de M. phosphovorus ......................................................................................................... 232 4.4 Spectres d’émission d’E. coli .................................................................................................................................. 236 4.5 Spectres d’émission de S. elongatus ................................................................................................................... 240 4.6 Spectres d’émission des échantillons provenant de la colonne d’eau du lac Pavin ...................... 245 . 5 . Discussion et perspectives ............................................................................................................................ 249 . 6 . Références bibliographiques ....................................................................................................................... 255 .

(25) 11 CHAPITRE III : MANUSCRIT “MAGNETOTACTIC BACTERIA ARE A SIGNIFICANT P RESERVOIR IN THE MEROMICTIC LAKE PAVIN” ................................................................................. 265 1 . Introduction ....................................................................................................................................................... 267 . 2 . Magnetotactic bacteria are a significant P reservoir in the meromictic Lake Pavin ................. 271 . CHAPITRE IV : CONCLUSION FINALE ET PERSPECTIVES ................................................... 293 1 . Conclusion finale et perspectives ............................................................................................................... 295 1.1 L’activité phosphatasique alcaline et la concentration en phosphore inorganique dissous sont corrélées négativement ............................................................................................................................................................. 297 1.2 Spéciation de phosphore dans la colonne d’eau et flux de phosphore vers la zone de phosphatogenèse ......................................................................................................................................................................... 300 1.3 Quantification de poly-‐‑P par spectrofluorimétrie ........................................................................................ 303 1.4 Rôle de certains taxons microbiens dans le cycle du phosphore .......................................................... 305 . 2 . Références bibliographiques ....................................................................................................................... 307 . ANNEXES ........................................................................................................................ 311 Annexe 1 : Bilan des principaux résultats obtenus ......................................................................................... 313 Annexe 2 : Protocole de mesure de l’activité phosphatasique alcaline (APA) ...................................... 315 Annexe 3 : Protocole de quantification des protéines ................................................................................... 317 Annexe 4 : Protocole de dosage du phosphore inorganique dissous (PO43-‐‑) ......................................... 319 Annexe 5 : Composition du milieu de culture riche pour les échantillons du lac Pavin « R2A » ..... 320 Annexe 6 : Composition du milieu de culture riche pour Microlunatus phosphovorus “909” .......... 321 Annexe 7 : Composition du milieu riche pour Escherichia coli “LB” .......................................................... 322 Annexe 8 : Composition des milieux de production de poly-‐‑P pour Microlunatus phosphovorus et Escherichia coli «uptake» ......................................................................................................................................... 323 Annexe 9 : Composition du milieu BG-‐‑11 pour Synechococcus elongatus PCC 7942 ........................... 324 Annexe 10 : Protocole d’extraction des inclusions de poly-‐‑P et contrôle en parallèle sur cellules entières .......................................................................................................................................................................... 325 Annexe 11 : Mineralogical diversity in Lake Pavin: connections with water column chemistry and biomineralisation processes .................................................................................................................................. 327 .

(26) 12.

(27) 13. Index des figures Figure I.1 : Principales molécules phosphorées du vivant. .................................................................... 22 Figure I.2 : Distribution de la concentration moyenne annuelle en orthophosphates dans les eaux de surface de l’océan global. ........................................................................................... 23 Figure I.3 : Variations du temps de résidence du P dans différents réservoirs géochimiques terrestres et mécanismes qui assurent le transfert du P entre les réservoirs. ................... 25 Figure I.4 : Le cycle global du phosphore (terrestre et océanique). ...................................................... 28 Figure I.5 : Schéma des molécules de P particulaire potentiellement présentes dans un échantillon. ...................................................................................................................... 30 Figure I.6 : Principales molécules phosphorées dans l’océan................................................................ 33 Figure I.7 : Diagramme des principaux échanges de P qui participent à la formation des gisements des roches phosphorites à l’interface océanique eau/sédiment. ..................... 36 Figure I.8 : Quantité totale de phosphates sédimentés en forme de phosphorites au cours des temps géologiques. .......................................................................................................... 38 Figure I.9 : Diagramme montrant l’impact de la concentration en phosphore (P) sur la diversification des espèces. ............................................................................................. 41 Figure I.10 : Schéma simplifié du cycle cellulaire du P. ....................................................................... 42 Figure I.12 : Le cycle du phosphore dissous.......................................................................................... 46 Figure I.13 : Schéma du signal en cascade du régulon Pho en fonction des concentrations extracellulaires en orthophosphates (Pi). ......................................................................... 49 Figure C.1 : Vue aérienne du lac Pavin (Massif Central). ..................................................................... 75 Figure C.2 : Localisation et géomorphologie du lac Pavin. ................................................................... 76 Figure C.3 : Schéma expliquant l’éruption de maar à l’origine du lac Pavin. ....................................... 77 Figure C.4 : Stratification et profils physico-chimiques de la colonne d’eau du lac Pavin. .................. 80 Figure C.5 : Variabilité spatiotemporelle de l’abondance des procaryotes dans le mixolimnion du lac Pavin, 2011. .......................................................................................................... 82 Figure C.6 : Abondance totale des microorganismes dans la colonne d’eau entre 50 et 90 m de profondeur (DAPI). ......................................................................................................... 83 Figure C.7 : Schéma des profils géochimiques du fer et du phosphore (particulaires), du soufre et de l’oxygène (dissous) et potentiels métabolismes microbiens associés dans la colonne d’eau du lac Pavin.............................................................................................. 85 Figure C.8 : Profils géochimiques des concentrations du fer dissous (A), des formes soufrées dissoutes (B) et du manganèse dissous (C) dans la colonne d’eau du lac Pavin............. 86 Figure C.9 : Profils géochimiques des concentrations du fer et du phosphore particulaire (A) et du fer et du manganèse particulaire (B) dans la colonne d’eau du lac Pavin. ................. 88 Figure C.10 : Profils géochimiques des concentrations du phosphore particulaire (A) et du phosphore dissous (B) dans la colonne d’eau du lac Pavin............................................. 88 Figure C.11 : Diagramme ternaire illustrant la composition des particules récoltées dans deux pièges à sédiments à 55 et 85 m de profondeur............................................................... 91 Figure C.12 : Profils géochimiques des concentrations du silicium particulaire (A) et dissous (B) dans la colonne d’eau du lac Pavin. ................................................................................ 92 Figure C.13 : Réaction d’hydrolyse par la phosphatase alcaline d’une liaison ester monophosphate. .............................................................................................................. 93 Figure C.14 : Principe de la réaction colorimétrique du para-nitrophényl phosphate (pNPP) avec l’enzyme phosphatase alcaline. ....................................................................................... 94 .

(28) 14 Figure C.15 : Contribution à l’activité phosphatasique alcaline totale en fonction de la taille des microorganismes dans le mixolimnion du lac Pavin. ...................................................... 95 Figure C.16 : Plan d’échantillonnage de la mission Mx-46 (septembre 2014). .................................. 102 Figure C.17 : Plan d’échantillonnage de la mission Mx-48 (mai 2015). ............................................. 102 Figure C.18 : Plan d’échantillonnage de la mission Mx-49 (juin 2015). ............................................. 103 Figure C.19 : Schéma de la méthode d’obtention du lysat cellulaire utilisé pour l’analyse de l’activité phosphatasique alcaline et la quantification des protéines des échantillons de la colonne d’eau. .................................................................................. 104 Figure C.20 : Réaction de Lowry, principe de la méthode de dosage « DC Protein Assay ». ............ 106 Figure C.21 : Schéma des différents protocoles appliqués afin de connaître les espèces de phosphore des échantillons............................................................................................ 108 Figure C.22 : Dispositif conçu afin de maintenir les pièges verticalement dans la colonne d’eau du lac Pavin. .................................................................................................................. 112 Figure C.23 : Localisation des pièges à sédiments sur le plan d’échantillonnage de la mission Mx-48 (collecte mai 2015). ........................................................................................... 113 Figure C.24 : Plan d’échantillonnage de la mission Mx-45 (mai 2014). ............................................. 116 Figure C.25 : Profils des paramètres physico-chimiques de la colonne d’eau du lac Pavin................ 117 Figure C.26 : Mesure de la chlorophylle totale avec différentiation des groupes d’algues par sonde BBE Fluoroprobe dans la colonne d’eau du lac Pavin. ...................................... 118 Figure C.28 : Ratio PIP/TPP dans la colonne d’eau pour les profondeurs : pic de turbidité I*(12,5 m), 40, 50, pic de turbidité II (55 m), 67 et 80 m. ............................................ 120 Figure C.30 : Ratio PIP/TPP dans la colonne d’eau pour les profondeurs 30, 40 et 50 m. ................. 122 Figure C.32 : Ratio DIP/TDP dans la colonne d’eau pour les profondeurs : 40, 50, 67 et 80 m......... 124 Figure C.34 : Ratio DIP/TDP dans la colonne d’eau pour les profondeurs : pic de turbidité I (8,7 m), 40, 50, pic de turbidité II (52,3 m), 62 et 80 m. ...................................................... 126 Figure C.35 : Activité phosphatasique alcaline totale (APAtot). .......................................................... 128 Figure C.36 : Activité phosphatasique alcaline totale (APAtot). .......................................................... 128 Figure C.37 : Concentration de protéines dans la colonne d’eau. ....................................................... 129 Figure C.38 : Concentration de protéines dans la colonne d’eau. ....................................................... 130 Figure C.39 : Activité phosphatasique alcaline spécifique (APAspe). .................................................. 131 Figure C.40 : Activité phosphatasique alcaline spécifique (APAspe). .................................................. 131 Figure C.41 : Activité phosphatasique alcaline totale (APAtot) en fonction de la concentration de phosphore dissous inorganique (DIP). .......................................................................... 133 Figure C.42 : Concentration de phosphore dissous total (TDP) et inorganique (DIP) mesurée dans chacun des pièges à sédiments installés à 30, 40, et 50 m de profondeur. ........... 134 Figure C.43 : Quantité de phosphore particulaire total (TPP) et inorganique (PIP) mesurée dans chacun des pièges à sédiments installés à 30, 40, et 50 m de profondeur. .................... 135 Figure C.44 : Quantité de phosphore dissous total (TDP) et inorganique (DIP) mesurée dans chacun des pièges à sédiments installés à 30, 40, et 50 m de profondeur. .................... 136 Figure C.45 : Quantité de phosphore dissous total (TDP) et particulaire total (TPP) mesurée dans chacun des pièges à sédiments installés à 30, 40, et 50 m de profondeur. ........... 137 Figure C.46 : Contenu total de phosphore (µmol PO43-) et fractions des formes de P (particulaire et dissous ; organique et inorganique) mesurées par piège après 38 jours d’immersion. ................................................................................................................. 139 Figure C.47 : Flux de phosphore dans la colonne d’eau à 30, 40 et 50 m de profondeur pour deux de trois traitements appliqués aux pièges à sédiments (0, CuCl2). ....................... 141 Figure C.48 : Images MEB de cultures en milieux « cycle P ». .......................................................... 142 Figure C.49 : Images MEB des inclusions de poly-P dans des échantillons provenant de la zone oxique du lac Pavin (mixolimnion). .............................................................................. 143 Figure C.50 : Images MEB et analyses EDXS montrant les principales phases minérales par profondeur analysées dans la zone de transition redox. ................................................ 144 Figure C.51 : Image MEB et analyse EDXS montrant une phase minérale hybride de manganèse et de fer provenant de la profondeur -52 m. .................................................................. 144 .

(29) 15 Figure C.52 : Images MEB et analyses EDXS de dinoflagellés minéralisés (Peridinium sp.) à différentes profondeurs de la colonne d’eau montrant la transition oxydes de Mn à phosphates de Fe. ..................................................................................................... 145 Figure C.53 : Images MEB et analyse EDXS montrant la morphologie étoilée caractéristique des phosphates de manganèse (A, B et C). ................................................................... 146 Figure C.54 : Image MEB et analyse EDXS de deux phases minérales phosphatés de manganèse et de fer coexistant à 52 m de profondeur. Mission Mx-45 (mai 2014). ....................... 146 Figure C.55 : Images MEB et analyse EDXS montrant la diversité morphologique des phosphates de fer de la colonne d’eau. .......................................................................... 147 Figure C.56 : Images MEB montrant des stalks biomineralisés par des phosphates de fer produits par une bactérie microaerophile ferroxydante du genre Gallionella trouvés à 60-62 m de profondeur. ................................................................................. 148 Figure C.57 : Images MEB de microorganismes minéralisés par des phosphates de fer. ................... 149 Figure C.58 : Molécule de poly-P. ....................................................................................................... 189 Figure C.59 : Acidocalcisomes dans Agrobacterium tumefaciens. ..................................................... 191 Figure C.60 : Schéma simplifié de la molécule de polyphosphate avec des cations de Mg et Ca associés. ......................................................................................................................... 191 Figure C.61 : Schéma de la synthèse des poly-P en fonction des concentrations extracellulaires en phosphore inorganique dissous (DIP). ..................................................................... 193 Figure C.62 : Mécanisme proposé pour l’accumulation et le relargage du Pi par la bactérie Beggiatoa sp. en fonction des concentrations en sulfure et en oxygène. ...................... 196 Figure C.63 : Schéma représentant un spectrofluorimètre. PMT : tube photomultiplicateur. ............ 204 Figure C.64 : Spectres d’émission du DAPI sous différentes longueurs d’onde d’excitation et en présence ou absence de poly-P-75. ............................................................................... 206 Figure C.65 : Intensité de la fluorescence des complexes DAPI-poly-P à des faibles concentrations de poly-P et différentes longueurs d’onde d’excitation. ....................... 207 Figure C.66 : Fluorescence des complexes DAPI-poly-P en présence d’ADN (a) et d’ATP (c). ....... 207 Figure C.67 : La vitesse de la formation des complexes DAPI-poly-P dépend de la taille de chaîne du poly-P. 415 nm d’excitation et 550 nm d’émission. ..................................... 208 Figure C.68 : Schéma du protocole d’extraction de poly-P mis en place par Martin et Van Mooy (2013). ........................................................................................................................... 212 Figure C.69 : Formule permettant de calculer la quantité finale de poly-P dans chaque extrait cellulaire. ....................................................................................................................... 212 Figure C.70 : Schéma des trois protocoles de préparation des échantillons appliqués en amont de la quantification des poly-P. .......................................................................................... 222 Figure C.71 : Courbes de croissance de M. phosphovorus en milieu 909 et en milieu d’uptake de phosphore. ..................................................................................................................... 225 Figure C.72 : Courbes de croissance d’E. coli en milieu 909 et en milieu d’uptake de P. .................. 226 Figure C.73 : Images de la bactérie E. coli (marquage au DAPI) et spectres des acides nucléiques et/ou des poly-P obtenus par microscopie confocale (405 nm d’excitation). ................................................................................................................. 227 Figure C.74 : Courbe de croissance de S. elongatus en milieu BG-11. ............................................... 228 Figure C.75 : Spectres d’émission des poly-P de synthèse (poly-P-60) obtenus par spectrofluorimétrie sous 415 nm d’excitation (marquage au DAPI). ........................... 229 Figure C.77 : Spectres d’émission obtenus par spectrofluorimétrie de 0,5ng/µL d’ADN et de 15 et 50 nmol d’orthophosphates. ...................................................................................... 231 Figure C.78 : Images des bactéries M. phosphovorus et spectres d’émission des acides nucléiques et des poly-P obtenus par microscopie confocale (marquage au DAPI) sous 405 nm d’excitation. ............................................................................................. 232 Figure C.79 : Spectres d’émission de M. phosphovorus obtenus par spectrofluorimétrie à différents temps d’incubation en milieu uptake de P. 415 nm d’excitation (marquage au DAPI). .................................................................................................... 233 Figure C.81 : Quantité de poly-P (nmol) estimée par volume d’extrait (µL) de M. phosphovorus avec le protocole B (extraction des inclusions avec traitement enzymatique). ............. 235 .

(30) 16 Figure C.83 : Images des bactéries E. coli et spectres d’émission des acides nucléiques et des poly-P obtenus par microscopie confocale (marquage au DAPI) sous 405 nm d’excitation. ................................................................................................................... 237 Figure C.84 : Spectres d’émission obtenus par spectrofluorimétrie de deux cultures d’E. coli. ......... 238 Figure C.85 : Spectres d’émission de E. coli obtenus par spectrofluorimétrie après avoir appliqué les protocoles A (cellules entières), B (extraction des poly-P avec traitement enzymatique) et C (extraction des poly-P sans traitement enzymatique). ... 239 Figure C.87 : Spectres d’émission obtenus par spectrofluorimétrie de deux cultures de cyanobactéries S. elongatus (avec ou sans inclusions de poly-P). ................................ 241 Figure C.88 : Spectres d’émission de S. elongatus obtenus par spectrofluorimétrie après avoir appliqué le protocole B (extraction des poly-P avec traitement enzymatique). ............ 242 Figure C.90 : Quantité de poly-P (nmol) mesurée pour chaque extrait de S. elongatus obtenu avec le protocole B (extraction des inclusions avec traitement enzymatique). ............. 243 Figure C.91 : Spectres d’émission de S. elongatus obtenus par spectrofluorimétrie après avoir appliqué le protocole B (extraction des poly-P avec traitement enzymatique). ............ 244 Figure C.92 : Image des bactéries S. elongatus et spectres d’émission des pigments photosynthétiques obtenus par microscopie confocale sous 405 nm d’excitation. ....... 245 Figure C.95 : Spectres d’émission des échantillons oxiques du lac Pavin provenant de la colonne d’eau (50 m de profondeur, échantillons liquides concentrés) obtenus par spectrofluorimétrie. ....................................................................................................... 247 Figure C.96 : Méthodes analytiques de détection et caractérisation des différentes formes de phosphore présentes dans les organismes vivants. ........................................................ 254 Figure A.1 : Scanning transmission electron microscopy analyses of MTB cells at the oxicanoxic interface in Lake Pavin. ..................................................................................... 274 Figure A.2 : Correlative CLSM-SEM microscopy. ............................................................................. 275 Figure A.3 : Maximum likelihood phylogenetic tree built based on 16S rDNA gene sequences of MTB clones from Lake Pavin (bold). ....................................................................... 276 Figure A.4 : Correlative µ-XRF and SEM microscopy. Center: XRF maps of P (red), Si (green) and S (blue). .................................................................................................................. 277 Figure S.1 : Geochemical depth profiles in the water column of Lake Pavin. .................................... 283 Figure S.2 : STEM and EDXS analyses of polyphosphate and S granules in MTB cells. .................. 284 Figure S.3 : Fluorescence spectra of DAPI-stained nucleic acid (blue) and DAPI-stained polyphosphate (green). .................................................................................................. 285 Figure S.4 : Per-pixel P distribution of the 41 hotspots, identified from the fitted µ-XRF intensity map of P. ......................................................................................................... 286 Figure S.5 : SEM and EDXS analyses of P hotspots not related to PolyP-loaded MTB cells but containing Fe-phosphate phases. These areas are indicated by letters from (a) to (f) in Fig. S.4. ................................................................................................................ 288 .

(31) 17. Index des tableaux Tableau C.1 : Composition chimique de base des milieux de culture : « cycle P » et « monimolimnion ». ...................................................................................................... 115 Tableau C.2 : Concentration (µM PO43-) de phosphore dissous total (TDP) dans la colonne d’eau du lac Pavin et dans les pièges à sédiments (par profondeur et en fonction du traitement appliqué).................................................................................................. 134 Tableau AN.1 : Tableau récapitulatif des résultats obtenus pour la mission Mx-48 (mai 2015). ....... 313 Tableau AN.2 : Tableau récapitulatif des résultats obtenus pour la mission Mx-48 (mai 2015). ....... 313 Tableau AN.3 : Volumes des différents réactifs utilisés dans le protocole de mesure de l’activité phosphatasique alcaline. ................................................................................................ 316 .

(32) 18.

(33) Introduction générale. Introduction générale. 19.

(34) 20. Introduction générale.

(35) Introduction générale. 21. I Implications des microorganismes dans le cycle biogéochimique du phosphore Le phosphore, un nutriment essentiel et limitant Le mot phosphore vient du grec « Φωσφόρος » qui signifie littéralement « porteur de lumière ». Cet élément a été décrit pour la première fois vers 1669 par l’alchimiste allemand Henning Brand qui, à la poursuite de la pierre philosophale, a trouvé une substance capable de s’enflammer spontanément en émettant de la lumière après avoir calciné des sels issus de l'évaporation d'urine (Föllmi, 1996). Quelques dizaines d’années plus tard, en 1777, Lavoisier l’a identifié comme nouvel élément chimique (le 13ème découvert à son époque, actuellement le 15ème du tableau périodique) et a confirmé sa présence autant dans le règne animal que végétal. Néanmoins, il a fallu attendre jusqu’au XIXème siècle pour que le phosphore (P) soit reconnu comme un nutriment essentiel pour toutes les formes de vie (Karl, 2014). Le phosphore est en effet un élément essentiel à la vie telle que nous la connaissons sur Terre (De Duve, 1991 ; Pasek, 2008). Dans un organisme vivant, il constitue en masse 9 % des acides nucléiques (ADN et ARN), 4 % des phospholipides (Tarayre et al., 2016 b) et 18 % de l’adénosine-5′-triphosphate (ATP) dont l’hydrolyse fournit l’énergie nécessaire aux réactions biochimiques cellulaires (Figure I.1). La plus grande partie du phosphore requise par les organismes vivants est destinée à la synthèse d’acides nucléiques et de phospholipides (Van Mooy et al., 2006) et plus particulièrement à la synthèse d’ARN, qui constitue le principal puits biogéochimique du phosphore dans l’océan (Bossard et Karl, 1986 ; Van Mooy et Devol, 2008). À titre d’exemple, les expériences publiées par Vadstein (1998) et Makino et Cotner (2004) ont montré que 60 % du phosphore total contenu dans du bactérioplancton lacustre cultivé dans un chemostat provenait des acides nucléiques et des phospholipides et qu’entre 70 et 90 % du phosphore total de bactéries marines cultivées sous conditions de carence en P (C/P égal à 933/1) était de l’ARN. L’usage universel du phosphore par le vivant est en partie dû à sa configuration électronique : l’un des électrons des orbitales 3s ou 3p peut être transféré à l’orbitale 3d,.

(36) 22. Introduction générale. dotant les molécules phosphorées d’une grande flexibilité structurale et d’une importante réactivité (le remplissage des électrons dans les couches électroniques de l’atome de P permet deux valences (III et V) mettant en jeu trois ou cinq électrons dans des liaisons covalentes polarisées) (Föllmi, 1996). De plus, la taille importante de l’atome de phosphore par rapport à d’autres éléments constituants des molécules organiques (comme le soufre) lui permet d’accommoder sans encombrement (répulsion déstabilisante) jusqu’à cinq électrons liants (Lodish et Darnell, 1997).. Figure I.1 : Principales molécules phosphorées du vivant. Source : Paytan et McLaughlin (2007).. En tant que constituant du vivant, le phosphore n’a pas seulement un rôle structurel ou énergétique mais participe de plus à de nombreux processus de régulation cellulaire via la phosphorylation post-traductionnelle des protéines. Ce processus est impliqué dans des mécanismes cellulaires aussi variés que le cycle cellulaire, la croissance, le métabolisme, la morphologie ou encore la virulence des microorganismes (Stock et al., 1989 ; Elser, 2012). En effet, l’ubiquité du phosphore est telle dans le monde vivant que le biochimiste Frank Westheimer a écrit en 1987 dans son fameux article Why nature chose phosphates ? : « Granted that the phosphates are ubiquitous in biochemistry, what do they do? The answer is that they can do almost everything »..

(37) Introduction générale. 23. D’un point de vue écologique, le phosphore n’est pas seulement important par sa prédominance cellulaire mais surtout par son caractère limitant2 dans de nombreux écosystèmes (Lajtha et Schlesinger, 1988 ; Elser, 2012). En effet, malgré l’abondance de phosphore dans l’Univers, où il constitue le treizième élément le plus abondant (Elser, 2012), les concentrations en ions orthophosphates (la principale forme biodisponible) dans de vastes zones de l’océan global sont inférieures à ~10 nM (Martin et al., 2014) et, par ce fait, le phosphore limite la production primaire (Wu et al., 2000 ; Sañudo-Wilhemy et al., 2001 ; Moore et al., 2001 ; Thingstad et al., 2005 ; Kathuria et Martiny, 2011) (Figure I.2).. Figure I.2 : Distribution de la concentration moyenne annuelle en orthophosphates dans les eaux de surface de l’océan global. Publié par Karl (2014) à partir de données cueillis par NOAA Oceanographic Data Center’s World Ocean Database.. Ainsi, même si le contenu intracellulaire en P est variable en fonction des espèces et des conditions environnementales (en particulier sa disponibilité) (Herbert, 1961), les 2. Le mot limitant se réfère à la limitation de la quantité totale de biomasse d’un écosystème (acides nucléiques, protéines, etc.) et/ou le taux de croissance individuel des microorganismes par la carence d’un nutriment (ex. P) (Paasche et Erga, 1988 ; Thingstad et Rassoulzadegan, 1995 ; Thingstad et al. 1998 ; Herbland, 2007). Enfin, carence se réfère à l’altération du rapport stœchiométrique fixé au préalable entre deux nutriments. Ainsi, si nous considérons le rapport de Redfield N/P égal à 16/1, lorsque la concentration de N est inférieure à seize fois celle du P, un écosystème peut être considéré dans un état de carence en azote (Moore et al., 2013)..

(38) 24. Introduction générale. concentrations en orthophosphates dans le cytoplasme des microorganismes sont d’environ 5 mM (Brown et Kornberg, 2004) à 10 mM (Rao et al., 2009). Ceci implique une différence de quatre à sept ordres de grandeur par rapport à la concentration en orthophosphates de vastes zones de l’océan global (concentrations minimales d’environ 1 nM dans la mer des Sargasses, oligotrophe, située dans l’Atlantique Nord (Cavender-Bares et al., 2001) et concentrations maximales d’environ 2,8 µM dans l’océan Austral (Karl, 2014)). Les orthophosphates sont accompagnés d’autres molécules phosphorées à l’intérieur des cellules et l’ensemble constitue le P total. Des quantités de phosphore total par cellule comprises entre 2 ± 0,6 et 12 ± 1 fg (en fonction de l’état métabolique et des conditions limitantes ou riches en P, respectivement) ont été mesurées dans des bactéries marines (Vrede et al., 2002). Des quantités inférieures (entre 0,8 et 3,3 fg de P/cell) ont été mesurées dans des cultures en chemostat sous conditions non limitantes en P de Vibrio splendidus (Lovdal et al., 2008). De plus, des analyses in situ de la quantité de P présente dans des bactéries provenant de deux lacs oligotrophes ont révélé un contenu compris entre 0,5 et 1,0 fg P/cell (Tuomi et al., 1995 ; Fagerbakke et al., 1996). En somme, ceci représente des concentrations en P d’au moins 10,5 mM par cellule. Il existe enfin des bactéries qui, grâce à une voie métabolique activée sous conditions de stress (Tarayre et al., 2016 a, b), sont capables d’accumuler sous conditions non limitantes des quantités de P encore plus importantes (ex. Acinetobacter calcoaceticus : 184 fg, Aeromonas hydrophila : 165 fg et Pseudomonas putrefaciens : 60 fg (Sidan et al., 1999)). Dans les sections qui suivent, nous expliquerons plus en détail ces mécanismes. Le phosphore est un élément limitant pour la production primaire, et ce pour plusieurs raisons. Sous les conditions redox régnant à la surface de la planète, il est un élément éminemment lithophile (i.e. il est souvent en association avec des oxydes minéraux en raison de son affinité pour l'oxygène), et par conséquent les roches contenant des minéraux phosphatés sont la source primaire de phosphore pour les organismes vivants. Cependant, sous cette forme le phosphore n’est pas directement biodisponible. En réalité les organismes vivants l’incorporent majoritairement sous forme d’ions orthophosphates (PO43-) avec différents degrés de protonation. De plus, le phosphore est un composant rare des roches de la lithosphère (Pasek et al., 2014) et le minéral phosphaté le plus abondant (l’apatite Ca10(PO4)6(OH,F,Cl)2) est très peu soluble (1 µM dans l’océan) à pH neutre et température ambiante (25º C). Enfin, son cycle biogéochimique est particulièrement lent (Barber, 1992 ;.

(39) Introduction générale. 25. Tyrell, 1999 ; Diaz et al., 2012) en comparaison avec d’autres éléments comme l’azote qui, par ailleurs, peut être fixé par certains microorganismes libres (ex. Azotobacter sp.) ou associés (ex. Rhizobium sp.) en mycorhizes avec certains végétaux ((Redfield, 1958 ; Van Cappellen et Ingall, 1996 ; Algeo et Ingall, 2007). Ceci implique qu’à l’échelle des temps géologiques, le renouvèlement du P et ses concentrations dans la biosphère dépendent du cycle de Wilson (tectonique des plaques) et des processus d’érosion et de lessivage de l’ensemble des terres émergées (Pasek, 2008). Le cycle du P limite donc la production primaire globale et par conséquent l’action de la pompe biologique à carbone dans l’océan qui régule le climat global (Benitez-Nelson et al., 2000 ; McKinley et al., 2016).. Le cycle biogéochimique du phosphore Depuis l’émergence des continents il y a environ 4,4 milliards d’années, le cycle du P se produit à partir de l’érosion des roches formant la croute terrestre et contenant du phosphore. Le phosphore est ensuite transporté par les cours d’eau (3-15 x 1010 mol/an) et le vent (1-3 x 1010 mol/an) vers les océans, où il devient partie des sédiments et, de ce fait, n’est plus disponible pour les êtres vivants (Benitez-Nelson, 2015) (Figure I.3).. Figure I.3 : Variations du temps de résidence du P dans différents réservoirs géochimiques terrestres et mécanismes qui assurent le transfert du P entre les réservoirs. L’échelle de temps est approximative. Les rectangles rouges présentent les processus qui assurent le transfert entre les différents réservoirs (rectangles bleus). Source : Adapté de Karl (2014)..

(40) 26. Introduction générale Grâce à la tectonique des plaques, le P enfoui via la subduction vers le manteau. émerge dans les zones de production de croûte terrestre où cette dernière est renouvelée et ainsi le cycle tectonique-lithogénique du P recommence (Froelich et al., 1982 ; Meybeck, 1982 ; Ruttenberg, 2014). Ce cycle implique qu’un atome de P, qui a un temps de résidence moyen dans l’océan de 10 000 à 14 000 années avant d’être enfoui, ne retournera à la surface terrestre qu’au bout de quelques millions d’années (Karl, 2014 ; Ruttenberg, 2014).. I.2.1 Rôle des microorganismes dans le cycle du P Alfred Redfield découvrit en 1958 la similarité des rapports des nutriments essentiels carbone, azote et phosphore (C:N:P = 106:16:1) dans les océans et à l’intérieur des microorganismes, et dès lors l’implication des activités microbiennes dans le contrôle des cycles biogéochimiques par le biais de la synthèse d’une grande diversité de molécules est devenue de plus en plus évidente (Redfield, 1958 ; White, 2009 ; Pasek et al., 2014). D’après Redfield et al. (1963), la composition élémentaire de la biomasse planctonique est en recyclage permanent avec celle du milieu marin environnant qu’elle influence en retour en lui donnant un rapport comparable pour les éléments nutritifs carbone, silice, azote et phosphore égal à 106:16:16:1 quelles que soient les concentrations. En somme, la composition moyenne de la biomasse présente une grande stabilité (Moore et al., 2013) sauf pour quelques écarts en fonction par exemple des taxa microbiens présents (Geider et La Roche, 2011). Pour ce qui est de l’azote, le plancton a établi au fil des temps dans l’océan un équilibre dynamique entre la fixation d’azote moléculaire (régulée par la compétition entre les espèces fixatrices et non fixatrices d’azote) et la dénitrification (régulée par l’extension des zones anoxiques qui dépend, entre autres, des courants océaniques) (Voss et al., 2013). Pour le phosphore, la contribution des processus biotiques à la régulation de l’équilibre est beaucoup moins connue. Malgré l’importance du P en tant que nutriment essentiel et limitant, très peu d’études se sont focalisées sur le rôle des processus microbiens qui participent à sa dynamique (Dyhrman et al., 2012 ; Martin et al., 2014) du fait qu’il a longtemps été considéré comme un acteur secondaire (par rapport à l’azote) dans la régulation de la production océanique et des flux de carbone globaux (Pasek et al., 2014). Au cours des dernières années, quelques études ont analysé les flux et réservoirs des molécules phosphorées principalement dans l’océan et dans quelques écosystèmes terrestres.