migration des phagocytes infectés dans le tissu endothélial sous-jacent (ii). Les bacilles se développent progressivement dans ces macrophages et se propagent progressivement aux cellules dendritiques. Les bacilles persistent dans les DCs et inhibent partiellement leur activation. Le recrutement progressif de NKT, de NKs et de PMNs (iii) favorise la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires (TNF, CCL2, CXCL10, IL1 IL1 IL18). Cela contribue à l’activation progressive des phagocytes. Les DCs induisent l’expression de récepteurs aux chimiokines qui leur permettent de migrer vers les organes lymphoïdes (iv) dont les ganglions drainants grâce aux gradients chimioatractifs de CCL19 et CCL21. B- Les DCs activées interagissent avec les LTs Th0 grâce à la formation de synapses immunologiques ce qui induit la différenciation et la prolifération de lymphocytes T effecteurs spécifiques de M. tuberculosis. Le pool cytokinique produit par les CPAs permet la différenciation de LT Th1 via l’IL12p70 de même que la différenciation de LTs Th17 via l’IL23 et de certains LTreg et autres LT CD8+ spécifiques de certains antigènes mycobactériens. C- Ces LT migrent vers le site de primo-infection ou il favorisent la réponse inflammatoire locale, l’activation des macrophages, la vascularisation et la formation du granulome précoce grâce à la mise en place d’une réponse Th1. Adapté
de Holt et al, 2008; Cooper et al, 2009.
CCL19/CCL21 IL12p70 IL23 TH0 TH17 TH1 Treg LB MPs alveolaires M. tuberculosis DCs
Migration des DCs activées vers les ganglions lymphatiques
Pro-inflammatoire Anti -inflammatoire Treg Th1 TH17 LB MPs + Vascularisation PMNs MPs NKTs NKs PMNs IL2/IFN T CD8 T CD8 A- Compartiment alvéolaire B- Ganglion drainant C- Site de primo-infection (i) (ii) (iii) (iv)
- 65 - pertinence et les avantages et inconvénients de ces modèles seront discutés au cours de la présentation des travaux de recherche.
(1) La mise en place d’un état inflammatoire local (Figure 20)
Lors de la pénétration de M. tuberculosis dans les voix aériennes, certains bacilles sont éliminés via l’évacuation du mucus. D’autres peuvent être opsonisés grâce aux collectines, à la MBL, à des IgGs ou au C3i. À leur arrivé dans le parenchyme pulmonaire, ils pourront interagir avec des cellules « tolérantes » exprimant peu de PRRs. Les quelques bacilles pourront être phagocytés sous forme opsonisée ou non via le CR3, le FcγR mais aussi par les lectine de type C pouvant jouer des rôles phagocytaires comme les dectines 1 et 2, le MR et DC-SIGN chez l’homme. En fonction de la voie de phagocytose empruntée, le devenir du bacille peu être différent. Alors que l’endocytose via le FcγR induit une forte activation des processus bactéricides in vitro, l’internalisation via le CR3 ou le MR semble restreindre l’activation des macrophages et favoriser le développement de la mycobactérie dans le phagocyte (Caron and Hall, 1998; Kang et al., 2005).
Dans ce contexte immunosuppresseur où les TLRs et autres voix de transduction pro- inflammatoires semblent réprimées, les bacilles peuvent donc se loger dans les MPs alvéolaires et s’y développer. Certains bacilles peuvent interagir avec les cellules endothéliales via les collectines, la fibronectine et des PRRs tels que la dectine-1 (Lee et al., 2009b). Cette dernière peut induire la phagocytose de ces bacilles et la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires. Cette lectine régule des processus bactéricides dans ces cellules. La lipocaline jouant un rôle essentiel de protection dans des lignées épithéliales il pourrait être intéressant d’étudier sa modulation par la dectine-1 in vivo (Saiga et al., 2008).
Le faible nombre de bacilles au point d’infection et le faible niveau d’expression des PRRs ne contribuent pas au déplacement de l’équilibre homéostatique alvéolaire dès l’entrée du bacille. En effet les bactéries semblent se loger dans les phagocytes et s’y développer au fur et à mesure. L’étude de la courbe d’évolution de la bactériémie en fonction du temps montre que chez la souris jusqu’au jour 3 il semble y avoir un effet plus ou moins bactériostatique pouvant témoigner de la mise en place progressive de l’équilibre hôte-pathogène (Figure 21A). À partir du jour 3, la charge bactérienne pulmonaire augmente de manière exponentielle au rythme d’une multiplication toute les 28 heures (Cooper and Khader, 2008). Bien que M. tuberculosis puisse cibler de manière spécifique la réponse immunitaire innée in vitro, cela semble totalement inhibé pendant les premiers jours de l’infection. Les cytokines,
- 66 - chimiokines et autres facteurs pro-inflammatoires ne semblent pas être modulés, laissant ainsi les mycobactéries se développer tout en empêchant l’activation des DCs et des MPs (Cooper and Khader, 2008). La multiplication progressive des bactéries dans les vacuoles mycobactériennes, ou leur échappement dans le cytosol entraînent une accumulation d’antigènes mycobactériens intracytoplasmiques pouvant interagir avec des NLRs dans le cytoplasme et induire la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires et de chimiokines permetttant de déplacer l’équilibre en faveur de la réponse immunitaire. De plus la mycobactérie en inhibant l’apoptose, induit la nécrose des cellules infectées entraînant le relarguage de bactéries ce qui augmente les interactions avec des PRRs sur d’autres phagocytes ou sur les cellules épithéliales. Ces évènements tendent à orienter le rhéostat de l’homéostasie pulmonaire vers un état d’inflammation locale permettant la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires (IL1α, IL1β, TNF, IFNγ , IL18). Elles peuvent avoir une activité autocrine et paracrine afin d’activer les cellules phagocytaires. De plus ces interleukines et la production de chimiokines (CCL2/MCP1, CXCL10/IP10, IL18) permettent le recrutement d’autres effecteurs tels que des neutrophiles (PMNs), des monocytes circulants (MCs), des « Natural Killer T Cells » (NKT), des cellules « Natural Killer » (NK) puis les effecteurs de la réponse lymphocytaire (Kaufmann and McMichael, 2005; Russell, 2007). L’induction de l’inflammation locale, et l’activation des cellules permet aux MPs alvéolaires infectés de transmigrer dans l’épithélium (Algood, Lin, and Flynn, 2005; Clay et al., 2007; Flynn and Chan, 2005; Russell, 2007; Ulrichs and Kaufmann, 2006). Ils peuvent augmenter les capacités phagocytaires des DCs alvéolaires et du parenchyme et les activer. La maturation de ces DCs leur permet d’apprêter des antigènes mycobactériens à la surface du CMH-II. L’activation de l’apoptose de certains MPs alvéolaires (M1) permet le relargage de corps apoptotiques contenant des bacilles ou des antigènes mycobactériens ce qui favorise la présentation-croisée d’antigènes peptidiques sur le CMH-I mais aussi d’antigènes lipidiques sur les molécules CD1 par les DCs qui les phagocytent (Winau et al., 2006).
Des CPAs exprimant le CD1d peuvent présenter des lipides sur ce récepteur et interagir localement avec des lymphocytes NKT (NKT et iNKT) qui sont CD3+ NK1.1+ et qui se distinguent par leur TCR α/β différent des autres LTs. Le CD1d de la souris reconnaît des lipides mycobactériens tels que les PIMs (Fischer et al., 2004). D’autres interactions entre des composant de l’enveloppe du bacille et des isoformes A-B-C du CD1 humain qui sont absentes chez la souris ont été décrites (Beckman et al., 1994; Layre et al., 2009; Moody et al., 1997). Ces cellules NKT peuvent ainsi moduler la réponse pro-inflammatoire en favorisant la sécrétion d’IFNγ . In vitro, elles potentialisent la bactéricidie des phagocytes
- 67 - avec lesquels elles interagissent (Sada-Ovalle et al., 2008). Lors du transfert de cellules dans des souris irradiées, les NKT.protègent contre l’infection de manière dépendante de CD1d (Sada-Ovalle et al., 2008). Ce pic de réponse NKT semble être autorégulé et diminue rapidement après leur induction. Lors de la stimulation par des ligands du TLR4, la réponse NKT s’active puis diminue progressivement par une induction de l’apoptose et un blocage de la réponse à la stimulation du TCR (Chiba et al., 2008).
Suite à l’infection et pendant les 15 premiers jours d’infection, des cellules NKs (CD3- CD4- CD19- CD 56+ NKG2D +) sont recrutées au point de primo-infection (Junqueira-Kipnis et al., 2003). In vitro ces cellules peuvent interagir avec des CPAs infectées et induire leur lyse tout en sécrétant des cytokines pro-inflammatoires (Garg et al., 2006; Vankayalapati et al., 2002). Cependant ce rôle lytique in vivo est discutable et semble être inhibé chez des patients atteints de tuberculose (Schierloh et al., 2005). Chez la souris, la déplétion de ces cellules ne semble pas influer sur le devenir de l’infection, et ce bien qu’ils sécrétent de l’IFNγ en réponse à l'infection. Ceci s’explique par le fait que leur fonction pro-Th1 est redondante avec celle des NKTs, PMNs puis des LT-CD4-Th1-IFN γ de la réponse adaptative. Cependant dans les souris RAG-/- (dépourvues de lymphocytes) les NKs sont les principales sources d’IFN γ ce qui permet de limiter développement de la pathologie. Cependant lors de la double depletion des lymphocytes et des NK (RAG-/- γc-/-) la bacteriémie et l’infection sont
aggravées ce qui démontre ces deux types cellulaires ont une complémentarité fonctionnelle essentielle pour contrôler l’infection (Feng et al., 2006).
En réponse à des stimuli pro-inflamatoires les neutrophils (PMN) sont parmi les premiers effecteurs massivement recrutés depuis la circulation sanguine. Ces cellules peuvent phagocyter les bacilles de manière opsonique et non opsonique. Elles peuvent induire leur dégradation grâce à un arsenal d’effecteurs antimicrobiens contenus dans leurs granules tels que des défensines α, des protéases et des sidérophores (lactoferine et lipocaline) (Appelberg, 2007; Segal, 2005). Parallèlement à cette forte activité bactéricide les PMNs sécrétent de nombreuses cytokines proinflamatoires (IFNγ et TNF) et des chimiokines (CXCL10/IP-10, CCL2/MCP-1, MIP1α/β) (Korbel, Schneider, and Schaible, 2008). Dans les phases précoces ils jouent un rôle modulateur favorable à l’hôte. Cependant l’importance de ces cellules est discutée. Certains modèles confèrent aux PMNs un rôle essentiel dans le contrôle des premières étapes de l’infection, d’autres leur attribuent des effets néfastes ou inexistant dans la régulation de la réponse immunitaire (Eruslanov et al., 2005; Feng et al., 2006; Korbel,
0 2 4 6 8 10 12 14 16 0 2 4 6 8 10 12 14 16 0 2 4 6 8 10 12 14 16
Ganglion Lymphatique drainant
Poumon Rate
Jours après infection Jours après infection Jours après infection
Activation des TH0 (CD69) Apparition Th1/Th17 Prolifération
Figure 21│La cinétique de mise en place de la réponse immunitaire chez la souris