Reprogrammation épigénétique

L’accès aux gènes et le contrôle de leur transcription est possible ou non en fonction de l’environnement chromatinien de ces gènes. L’état de méthylation de l’ADN, par la méthylation des cytosines en position 5 (5-méthyle Cytosine, 5mC), ou la modification post- traductionnelle des histones et l’existence de différents variants d’histones, va moduler cet environnement et l’état transcriptionnel de la chromatine. Ce sont les marques épigénétiques qui modulent l’expression des gènes. On distingue plusieurs niveaux de modulation épigénétique dont : i) une empreinte épigénétique globale, ii) une empreinte épigénétique parentale et iii) l’inactivation d’un des deux chromosomes X chez la femelle. Ces trois marques épigénétiques sont celles qui nous intéressent pour la différenciation des cellules germinales mais il existe d’autres mécanismes de régulation du génome comme les ARN non codants (miARN, pARNi…) ou l’état de méthylation des séquences répétées et transposons. L’empreinte épigénétique globale est présente sur tout le génome mais peut différer d’un type cellulaire à un autre. Différentes marques épigénétiques sont retrouvées comme la méthylation des cytosines des dinucléotides CpG en position 5 (5mC) possible grâce à des ADN méthyltransférases (DNMT). Cette méthylation réprime l’expression des gènes concernés. Des modifications post-traductionnelles des histones comme des méthylation, acétylation, phosphorylation, ubiquitination de certains acides aminés vont autoriser ou bloquer l’accès à la chromatine dans certaines régions. Par exemple, les marques H3K4me2/3, H3K9ac ou H4K16ac vont permettre la transcription des gènes alors que H3K9me2/3 et H3K27me2/3 vont réprimer la transcription. Les enzymes capables de réaliser ces modifications des histones (histones désacéthylases, histones méthyltransférase,…) appartiennent au complexe Polycomb.

L’empreinte parentale est un phénomène épigénétique affectant certains gènes et leur imposant une expression mono-allélique dépendante de l’origine parentale (paternelle ou maternelle). Il en résulte une non équivalence des génomes parentaux rendant le mode de reproduction sexuée obligatoire. Une soixantaine de gènes soumis à l’empreinte parentale ont été identifiés chez l’Homme mais on estime leur nombre entre 100 et 200. La plupart des

gènes soumis à empreinte parentale sont regroupés en grandes régions chromosomiques. L’empreinte est caractérisée par une méthylation (5mC au niveau des îlots CpG) différentiellement apposée sur les allèles parentaux au niveau d’éléments de contrôle appelés DMR (differentially methyled regions) et associée à une modification des histones.

Enfin, chez l’individu XX, une seule copie active du chromosome X étant suffisante, un des deux chromosomes est inactivé permettant une dose équivalente de X entre les mâles et les femelles. Le processus est régulé par plusieurs facteurs incluant des modifications d’histones tels que H3K9me2/3 et la région X inactivation center (XIC). La région XIC comprend plusieurs gènes codants ou non-codants. Le gène X inactive specific transcript (XIST) a été le premier gène non-codant découvert dans la région XIC. Ce gène est exclusivement exprimé dans la région XIC du chromosome inactivé et la mutation de son promoteur est associée à des anomalies familiales de l’inactivation du chromosome X (maladies graves comme le syndrome de Lowe) (Cau et al., 2006) et des cancers testiculaires (Looijenga et al., 1997). Les CGP subissent, durant leur migration jusqu'à la colonisation des gonades, d’importants remaniements épigénétiques qui permettent l’effacement des marqueurs « somatiques », la réactivation du chromosome X chez la femelle et l’effacement de l’empreinte parentale permettant ensuite une reprogrammation épigénétique dépendante du sexe au cours de la gamétogénèse.

Dans un premier temps, il est décrit une perte de la diméthylation d’H3K9me2 dans les CGP à partir de 7,75 jpc chez la souris. Cette marque répressive est remplacée à partir de 8,25 jpc par une augmentation globale d’H3K27me3 (Hackett et al., 2012a). A partir de 8,5 jpc, BLIMP1 va former un complexe avec PRMT5, une arginine-méthyltransférase, pour diméthyler l’arginine en position 3 de l’Histone H4 (H4R3me2) (Ancelin et al., 2006). On observe également une déméthylation globale de l’ADN des CGP à partir de 8.0 jpc. La déméthylation de L’ADN se poursuit durant la migration des CGP et se termine quand elles ont colonisé les gonades autour de 12,5 jpc (pour revue Hackett et al., 2012b; Saitou et al., 2012). La déméthylation globale du génome et le remplacement d’H3K9me2 au profit d’autres modifications des histones comme H3K27me3 permet l’effacement de l’empreinte parentale, une réactivation transitoire du chromosome X dans les CG chez la femelle de 7,25 à 12,5 jpc et permettrait une régulation entre un état répressif et activateur de la transcription plus « plastique » des gènes spécifiques de la lignée germinale (Figure 4).

FIGURE 4 :Reprogrammation épigénétique, timing chez la souris

D’après Sasaki and Matsui, 2008.

La déméthylation du génome des CGP est suivie d’une reméthylation de novo des gènes soumis à empreinte selon un timing dépendant du sexe. Chez la femelle, la reprogrammation se fera en post-natal dans les ovocytes (donc méiose initiée) des follicules en croissance alors qu’elle aura lieu pendant la vie fœtale chez le mâle dans des cellules germinales qui n’auront pas initié la méiose. La réacquisition de l’empreinte parentale dans les cellules germinales a lieu dans des cellules présentant un état de différenciation différent chez le mâle et la femelle (pour revue Saitou et al., 2012). Cependant, il est intéressant de préciser que dans les deux cas, l’empreinte parentale est réapposée dans des cellules non proliférantes.

Chez l’Homme, les reprogrammations précoces du génome des CGP n’ont pas été étudiées à cause du manque de matériel d’étude disponible à ce stade de développement. Cependant, PRMT5 est co-exprimé avec BLIMP1 dans les cellules germinales (Eckert et al., 2008). L’étude de l’influence de l’état de méthylation de l’ADN d’une lignée cellulaire germinale humaine (TCam-2) a montré qu’une hypométhylation entrainait une surexpression des gènes de pluripotence NANOG et OCT4 et du marqueur de cellule germinale DDX4/VASA (DEAD (Asp-Glu-Ala-Asp) box polypeptide 4/ VASA) (Wermann et al., 2010). La reprogrammation épigénétique du génome dans les CGP et les CG est nécessaire chez la souris pour l’expression du programme spécifique de cette lignée cellulaire. Ce mécanisme est très probablement conservé chez l’Homme.

En résumé de ce chapitre, les cellules germinales primordiales, précurseurs de la lignée germinale, émergent dès les premiers stades du développement embryonnaire au niveau de l’épiblaste. Elles vont ensuite migrer vers les gonades en formation. Au cours de cette migration les CGP vont se multiplier et subir d’intenses remaniements épigénétiques. Les cellules germinales qui en sont issues ont la particularité d’entrer en différenciation et de s’engager dans un destin germinal définitif tout en conservant un état pluripotent. Il a été proposé récemment qu’un certain nombre de gènes clés soient maintenus dans un état chromatinien compatible avec une activation rapide du génome tandis que des marques répressives sont observées sur une autre partie du génome (Lesch et al., 2013). Cette balance entre marques répressives et permissives serait caractéristique de la lignée germinale. Elle permettrait l’arrivée dans la gonade de cellules engagées dans une voie de différenciation germinale mais dotées d’une plasticité suffisante pour s’orienter vers une voie mâle ou femelle (résumé en figure 5).

FIGURE 5 :Représentation schématique de la chronologie du développement des CGP chez la souris et l’Homme.

Les premières CGP se différencient au niveau de l’épiblaste proximal sous l’influence d’un signal BMP. En réponse à ce signal, les CGP induites activent les régulateurs de la transcription clés du destin germinal (BLIMP1, PRDM14, TFAP2C). Les CGP vont échapper au destin somatique et maintenir l’expression de gènes de pluripotence. Elles vont migrer le long de l’intestin et du mésentère jusqu’aux gonades indifférenciées tout en se multipliant. L’activité mitotique est particulièrement intense après la colonisation de la gonade. Chez la femelle, les CG entreront en méiose pendant la vie fœtale (Saitou et al., 2012; Leitch et al., 2013; De Felici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