3.Greffage des nanoparticules d’or
4. Post-fonctionnalisation des nanoparticules d’or immobilisées
4.3. Post-fonctionnalisation par le DAPEG
Le DAPEG est un PEG avec deux groupements amine équivalents vis-à-vis de l’interaction avec les GNPs. Le protocole de post-fonctionnalisation par le DAPEG est décrit au chapitre 2, paragraphe 2.2.4.
4.3.1. Caractérisation par MEB
Afin de vérifier si la fonctionnalisation des GNPs a une incidence sur leur dispersion, nous avons analysé les surfaces par MEB. Les résultats de ces analyses sont présentés dans la Figure 60. Les images montrent une densité similaire avant et après traitement avec une diminution de la densité des particules isolées en particulier sur la surface de silicium (c). A l’avenant de la post-fonctionnalisation par la CEA, une analyse quantitative est nécessaire pour recenser ces observations.
Figure 60: Clichés de MEB obtenus après traitement des surfaces nanostructurées Si-PEG (a) et Au-PEG (b) par le DAAu-PEG (c et d respectivement).
4.3.2. Dénombrement des particules et état d’agrégation
DE3 B (( =' ! ( E?; ! ' ' ! ' G$4 ' ; '! '
B ?B % V % =" % AG
Figure 61 : Histogrammes représentant les densités de GNPs sur les différentes surfaces de silicium (a) et d’or (b) nanostructurées après post-fonctionnalisation par le DAPEG (c et d).
DE3 B (( ' B! W2 ( J! ! !( " ' G$4
'! I ! " ' ( ! ' ' ? ' G$4 ' ; '! % V B "" B '! AG
affecté le recouvrement des nanoparticules. La densité de GNPs individuelles reste inchangée voire améliorée. Malgré cette diminution la qualité globale de la couche de GNPs semble préservée avec une densité et une dispersion toujours très bonnes pour les deux substrats.
4.4. Discussion
Le post-traitement des substrats Si-PEG-GNPs par CEA ou DAPEG entraine dans les deux cas une désorption de particules (jusqu’à 25 % avec CEA) et une diminution de la densité de nanoparticules isolées. On peut expliquer ce comportement par le fait que le taux de recouvrement en GNPs sur la surface Si-PEG dépassait 15% (voir Tableau 6) qui la limite supérieure établie par Grabar et al. 34 pour des GNPs de 15 nm de diamètre stabilisées par des citrates. Ainsi, l'excès de GNPs, faiblement liées et /ou mobiles, s’agglomèrnt légèrement avec un traitement par un ligand faible (fonction amine) comme le DAPEG et s’agrégent et se désorbent avec un ligand fort (fonction thiol) tel que la CEA.
Cet effet a été précédement reporté sur des surfaces de silicium fonctionnalisées APTES. Le traitement de ces surfaces par la CEA a causé la désorption des GNPs immobilisées sur ces surfaces. Ceci a été expliqué par la répulsion entre la charge positive des GNPs, induite par le changement des ions citrates par la CEA, et la charge positive de l’APTES 78a, 83.
A l’inverse, les densités des GNPs sur les surfaces Au-PEG-GNPs n’ont pas été affectées par la post-fonctionnalisation CEA ou DAPEG. Ceci est en accord avec le taux de recouvrement qui n’excède pas 15% et donc l’absence probable de particules faiblement attachées sur cette surface. Pour ces surfaces, l’agrégation est seulement induite par la CEA. Ceci est du au fait que les charges négatives des citrates ne sont plus effectives ce qui entraine la formation d’agrégats 78b.
Bilan
D !; ( ' ! " ! ! ? % G$4 % V % =" '?% ' I " ' ! '! B ' ! ? ' " ' ' % ! ; ! " A "" @ ! ( '! !@ ' !; ( Z20Q !=' I ' J! E @ V ' % ! ' ; " ( ? I ! " # % =" % ! ! '? % N ! ! ' ( ! ' J! ? ' % ! ? " '! B ' ! ? L % =" % ! 4AG ' ( % ( ' ( I " ! 3 ! ' ? ! ' % ' % ! (( % ! ! " 'E a ! % ! " ( ? I ! " D ' !@ ! " ? ? (( % " ( ' '? ! ! ? ! !( % ? ? =' ! ` DE "" ? ' % =" ?; !? ' 3 % ! ; '! B "" B ' ! '! ? % !Conclusion
L’objectif de ce chapitre était d’étudier l’immobilisation des nanoparticules d’or sur les surfaces transductrices préalablement fonctionnalisées ainsi que leur post-fonctionnalisation. Afin d’y parvenir, nous avons entrepris une étude minutieuse des paramètres qui peuvent influencer les interactions entre ces particules et les fonctions chimiques greffées en surface Dès lors, nous avons fonctionnalisé de manière contrôlée des surfaces d’or et de silicium par greffage de silanes et de thiols pour aboutir àdes fonctions amine et thiol terminales avec des longueurs de chaines variées. Ainsi, trois types de surfaces ont été étudiées pour chaque substrat : NH2, NH2/SH et PEG. Les GNPs d’or y ont été déposées selon différents protocoles (sous agitation, sous sonication et sous flux), puis post-fonctionnalisées pour la construction des biocapteurs.
La fonctionnalisation des surfaces transductrices d’or et de silicium a été suivie par mesure de l’angle de contact, PM- IRRAS, ATR-IR et XPS. La caractérisation des surfaces a montré la présence des groupements fonctionnels escomptés en surface (NH2, SH, PEG) attestant de l’efficacité des protocoles de nettoyage, d’activation et de greffage choisis.
Ces surfaces ont ensuite été utilisées pour immobiliser les nanoparticules d’or synthétisées par voie chimique selon la méthode citrate/acide-tannique. Les images MEB des surfaces après l’étape de greffage des nanoparticules ont montré que la nature de la SAM influençait grandement l’immobilisation des GNPs, en l’occurrence les surfaces fonctionnalisées par le DAPEG ont conduit à des taux de recouvrement élevés tout en préservant une densité importante de particules isolées. Cette excellente plateforme d’accroche des GNPs provient de l’incorporation de ces derniers dans les chaînes longues du PEG.
La coexistence de fonctions chimiques d'ancrage multiples (amine et thiols) et des interactions coopératives permet aussi d’améliorer la densité et la dispersion des GNPs à la surface des surfaces planes d'or et de silicium.
Par ailleurs, la densité et la dispersion des GNPs varient en fonction des conditions de dépôt. Les dépôts sous sonication et sous flux permettent d’améliorer la dispersion des GNPs et limitent l’agrégation des GNPs. De plus, le dépôt sous flux en QCM offre un moyen supplémentaire de caractérisation des couches de GNPs.
Afin d’avoir à la fois un recouvrement de particules optimal, tout en assurant une robustesse de la couche de GNPs formées, nous avons sélectionné les surfaces PEG avec un dépôt sous
sonication pour l’étude de la post-fonctionnalisation. Deux molécules différentes ont été utilisées pour cela : la CEA et le DAPEG. Les analyses MEB ont montré que l’influence de la post-fonctionnalisation sur le taux de recouvrement dépend à la fois de la nature du ligand utilisé et de la force de liaison des particules avec la surface. En effet, le DAPEG modifie très peu la couche de nanoparticules d’or tandis que la cysteamine conduit à la désorption des particules en excès et une augmentation du taux d’agrégats.
Cette étude fournit non seulement des données précieuses sur les GNPs immobilisées sur les surfaces, mais permet aussi de proposer des protocoles de dépôt spécifiques, adaptables en terme de densité et dispersion aux besoins de l'application. De plus, la polyvalence du substrat permet à ces plateformes nanostructurées d'être associées à des techniques de transduction variées.
Références bibliographiques
1. (a) Sardar, R.; Funston, A. M.; Mulvaney, P.; Murray, R. W., Gold Nanoparticles: Past, Present, and Future. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2009, 25 (24), 13840-13851; (b) Hoa, X. D.; Kirk, A. G.; Tabrizian, M., Towards integrated and sensitive surface plasmon resonance biosensors: a review of recent progress. Biosens. Bioelectron. 2007, 23 (2), 151-60; (c) Daniel, M. C.; Astruc, D., Gold nanoparticles: Assembly, supramolecular chemistry, quantum-size-related properties, and applications toward biology, catalysis, and nanotechnology. Chem. Rev. 2004, 104; (d) Li, Y.; Schluesener, H. J.; Xu, S., Gold nanoparticle-based biosensors. Gold Bulletin 2010, 43 (1), 29-41. 2. (a) Zheng, J.; Zhu, Z.; Chen, H.; Liu, Z., Nanopatterned Assembling of Colloidal Gold Nanoparticles on Silicon. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2000, 16 (10), 4409-4412; (b) Haes, A. J.; Van Duyne, R. P., A unified view of propagating and localized surface plasmon resonance biosensors. Anal. Bioanal. Chem. 2004, 379 (7), 920-930; (c) Ghosh, S. K.; Pal, T., Interparticle Coupling Effect on the Surface Plasmon Resonance of Gold Nanoparticles: From Theory to Applications. Chem. Rev. 2007, 107 (11), 4797-4862.
3. (a) Luppa, P. B.; Sokoll, L. J.; Chan, D. W., Immunosensors—principles and applications to clinical chemistry. Clin. Chim. Acta 2001, 314 (1–2), 1-26; (b) Briand, E.; Salmain, M.; Herry, J.-M.; Perrot, H.; Compère, C.; Pradier, C.-M., Building of an immunosensor: How can the composition and structure of the thiol attachment layer affect the immunosensor efficiency? Biosens. Bioelectron. 2006,
22 (3), 440-448.
4. (a) Morel, A.-L.; Boujday, S.; Méthivier, C.; Krafft, J.-M.; Pradier, C.-M., Biosensors elaborated on gold nanoparticles, a PM-IRRAS characterisation of the IgG binding efficiency. Talanta 2011, 85 (1), 35-42; (b) Morel, A.-L.; Volmant, R.-M.; Méthivier, C.; Krafft, J.-M.; Boujday, S.; Pradier, C.-M., Optimized immobilization of gold nanoparticles on planar surfaces through alkyldithiols and their use to build 3D biosensors. Colloids Surf. B. Biointerfaces 2010, 81 (1), 304-312.
5. Hadano, S.; Handa, H.; Nagai, K.; Iyoda, T.; Li, J.; Watanabe, S., Surface-enhanced Raman Scattering (SERS) Effect of Hexagonally Arranged Gold Nanoparticle Array with 29-nm Particles and 23-nm Gaps Using Liquid-crystalline Block-copolymer Template. Chem. Lett. 2013, 42 (1), 71-73. 6. De Rosa, C.; Auriemma, F.; Diletto, C.; Di Girolamo, R.; Malafronte, A.; Morvillo, P.; Zito, G.; Rusciano, G.; Pesce, G.; Sasso, A., Toward hyperuniform disordered plasmonic nanostructures for reproducible surface-enhanced Raman spectroscopy. PCCP 2015, 17 (12), 8061-8069.
7. Park, B.-W.; Kim, D.-S.; Yoon, D.-Y., Surface modification of gold electrode with gold nanoparticles and mixed self-assembled monolayers for enzyme biosensors. Korean J. Chem. Eng. 2011, 28 (1), 64-70.
8. Kahl, M.; Voges, E.; Kostrewa, S.; Viets, C.; Hill, W., Periodically structured metallic substrates for SERS. Sensors Actuators B: Chem. 1998, 51 (1–3), 285-291.
9. (a) Cao, J.; Sun, T.; Grattan, K. T. V., Gold nanorod-based localized surface plasmon resonance biosensors: A review. Sensors Actuators B: Chem. 2014, 195, 332-351; (b) Vikholm-Lundin, I.; Rosqvist, E.; Ihalainen, P.; Munter, T.; Honkimaa, A.; Marjomäki, V.; Albers, W. M.; Peltonen, J., Assembly of citrate gold nanoparticles on hydrophilic monolayers. Appl. Surf. Sci. 2016, 378, 519-529. 10. Putzbach, W.; Ronkainen, N., Immobilization Techniques in the Fabrication of Nanomaterial-Based Electrochemical Biosensors: A Review. Sensors 2013, 13 (4), 4811.
11. (a) Fan, M.; Andrade, G. F.; Brolo, A. G., A review on the fabrication of substrates for surface enhanced Raman spectroscopy and their applications in analytical chemistry. Anal. Chim. Acta 2011,
693 (1-2), 7-25; (b) Shiohara, A.; Wang, Y.; Liz-Marzán, L. M., Recent approaches toward creation of
hot spots for SERS detection. Journal of Photochemistry and Photobiology C: Photochemistry Reviews 2014, 21, 2-25.
12. (a) Khire, V. S.; Lee, T. Y.; Bowman, C. N., Surface Modification Using Thiol−Acrylate Conjugate Addition Reactions. Macromolecules 2007, 40 (16), 5669-5677; (b) McNally, H.; Janes, D. B.; Kasibhatla, B.; Kubiak, C. P., Electrostatic investigation into the bonding of poly(phenylene) thiols to gold. Superlattices Microstruct. 2002, 31 (5), 239-245; (c) Zhong, Z.; Patskovskyy, S.; Bouvrette, P.; Luong, J. H. T.; Gedanken, A., The Surface Chemistry of Au Colloids and Their Interactions with
Functional Amino Acids. The Journal of Physical Chemistry B 2004, 108 (13), 4046-4052; (d) Aureau, D.; Varin, Y.; Roodenko, K.; Seitz, O.; Pluchery, O.; Chabal, Y. J., Controlled Deposition of Gold Nanoparticles on Well-Defined Organic Monolayer Grafted on Silicon Surfaces. The Journal of
Physical Chemistry C 2010, 114 (33), 14180-14186; (e) Pena-Pereira, F.; Duarte, R. M. B. O.; Duarte,
A. C., Immobilization strategies and analytical applications for metallic and metal-oxide nanomaterials on surfaces. TrAC, Trends Anal. Chem. 2012, 40, 90-105.
13. Ulman, A., Formation and Structure of Self-Assembled Monolayers. Chem. Rev. 1996, 96 (4), 1533-1554.
14. (a) Chaki, N. K.; Vijayamohanan, K., Self-assembled monolayers as a tunable platform for biosensor applications. Biosens. Bioelectron. 2002, 17 (1–2), 1-12; (b) Wink, T.; J. van Zuilen, S.; Bult, A.; P. van Bennekom, W., Self-assembled Monolayers for Biosensors. Analyst 1997, 122 (4), 43R-50R. 15. Vericat, C.; Vela, M. E.; Salvarezza, R. C., Self-assembled monolayers of alkanethiols on Au(111): surface structures, defects and dynamics. PCCP 2005, 7 (18), 3258-3268.
16. Love, J. C.; Estroff, L. A.; Kriebel, J. K.; Nuzzo, R. G.; Whitesides, G. M., Self-Assembled Monolayers of Thiolates on Metals as a Form of Nanotechnology. Chem. Rev. 2005, 105 (4), 1103-1170.
17. Onclin, S.; Ravoo, B. J.; Reinhoudt, D. N., Engineering Silicon Oxide Surfaces Using Self-Assembled Monolayers. Angew. Chem. Int. Ed. 2005, 44 (39), 6282-6304.
18. (a) Daniel, M. C.; Astruc, D., Gold nanoparticles: Assembly, supramolecular chemistry, quantum-size-related properties, and applications toward biology, catalysis, and nanotechnology. Chem.
Rev. 2004, 104 (1), 293-346; (b) Brust, M.; Fink, J.; Bethell, D.; Schiffrin, D. J.; Kiely, C., Synthesis
and reactions of functionalised gold nanoparticles. J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1995, 0 (16), 1655-1656.
19. Jal, P. K.; Patel, S.; Mishra, B. K., Chemical modification of silica surface by immobilization of functional groups for extractive concentration of metal ions. Talanta 2004, 62 (5), 1005-1028. 20. Sagiv, J., Organized monolayers by adsorption. 1. Formation and structure of oleophobic mixed monolayers on solid surfaces. J. Am. Chem. Soc. 1980, 102 (1), 92-98.
21. Zhuravlev, L. T., Concentration of hydroxyl groups on the surface of amorphous silicas.
Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 1987, 3 (3), 316-318.
22. (a) Bierbaum, K.; Kinzler, M.; Woell, C.; Grunze, M.; Haehner, G.; Heid, S.; Effenberger, F., A Near Edge X-ray Absorption Fine Structure Spectroscopy and X-ray Photoelectron Spectroscopy Study of the Film Properties of Self-Assembled Monolayers of Organosilanes on Oxidized Si(100).
Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 1995, 11 (2), 512-518; (b) Wasserman, S. R.; Tao,
Y. T.; Whitesides, G. M., Structure and reactivity of alkylsiloxane monolayers formed by reaction of alkyltrichlorosilanes on silicon substrates. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 1989, 5 (4), 1074-1087; (c) Tillman, N.; Ulman, A.; Schildkraut, J. S.; Penner, T. L., Incorporation of phenoxy groups in self-assembled monolayers of trichlorosilane derivatives. Effects on film thickness, wettability, and molecular orientation. J. Am. Chem. Soc. 1988, 110 (18), 6136-6144.
23. Aissaoui, N.; Bergaoui, L.; Landoulsi, J.; Lambert, J. F.; Boujday, S., Silane layers on silicon surfaces: mechanism of interaction, stability, and influence on protein adsorption. Langmuir : the ACS
journal of surfaces and colloids 2012, 28 (1), 656-65.
24. Rozlosnik, N.; Gerstenberg, M. C.; Larsen, N. B., Effect of Solvents and Concentration on the Formation of a Self-Assembled Monolayer of Octadecylsiloxane on Silicon (001). Langmuir : the ACS
journal of surfaces and colloids 2003, 19 (4), 1182-1188.
25. Wang, Y.; Lieberman, M., Growth of Ultrasmooth Octadecyltrichlorosilane Self-Assembled Monolayers on SiO2. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2003, 19 (4), 1159-1167. 26. Pasternack, R. M.; Rivillon Amy, S.; Chabal, Y. J., Attachment of 3-(Aminopropyl)triethoxysilane on Silicon Oxide Surfaces: Dependence on Solution Temperature.
Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2008, 24 (22), 12963-12971.
27. Le Grange, J. D.; Markham, J. L.; Kurkjian, C. R., Effects of surface hydration on the deposition of silane monolayers on silica. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 1993, 9 (7), 1749-1753.
28. Vallant, T.; Brunner, H.; Mayer, U.; Hoffmann, H.; Leitner, T.; Resch, R.; Friedbacher, G., Formation of Self-Assembled Octadecylsiloxane Monolayers on Mica and Silicon Surfaces Studied by
Atomic Force Microscopy and Infrared Spectroscopy. The Journal of Physical Chemistry B 1998, 102 (37), 7190-7197.
29. Tian, R.; Seitz, O.; Li, M.; Hu, W.; Chabal, Y. J.; Gao, J., Infrared Characterization of Interfacial Si−O Bond Formation on Silanized Flat SiO2/Si Surfaces. Langmuir : the ACS journal of surfaces and
colloids 2010, 26 (7), 4563-4566.
30. Halliwell, C. M.; Cass, A. E., A factorial analysis of silanization conditions for the immobilization of oligonucleotides on glass surfaces. Anal. Chem. 2001, 73 (11), 2476-83.
31. Zhu, M.; Lerum, M. Z.; Chen, W., How to prepare reproducible, homogeneous, and hydrolytically stable aminosilane-derived layers on silica. Langmuir : the ACS journal of surfaces and
colloids 2012, 28 (1), 416-23.
32. Fadeev, A. Y.; McCarthy, T. J., Self-Assembly Is Not the Only Reaction Possible between Alkyltrichlorosilanes and Surfaces: Monomolecular and Oligomeric Covalently Attached Layers of Dichloro- and Trichloroalkylsilanes on Silicon. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2000, 16 (18), 7268-7274.
33. Felicia, T.; Monica, B.; Lucian, B.; Simion, A., Controlling gold nanoparticle assemblies for efficient surface-enhanced Raman scattering and localized surface plasmon resonance sensors.
Nanotechnology 2007, 18 (25), 255702.
34. Grabar, K. C.; Freeman, R. G.; Hommer, M. B.; Natan, M. J., Preparation and Characterization of Au Colloid Monolayers. Anal. Chem. 1995, 67 (4), 735-743.
35. (a) Christau, S.; Moller, T.; Yenice, Z.; Genzer, J.; von Klitzing, R., Brush/Gold Nanoparticle Hybrids: Effect of Grafting Density on the Particle Uptake and Distribution within Weak Polyelectrolyte Brushes. Langmuir 2014, 30 (43), 13033-13041; (b) Christau, S.; Thurandt, S.; Yenice, Z.; von Klitzing, R., Stimuli-Responsive Polyelectrolyte Brushes As a Matrix for the Attachment of Gold Nanoparticles: The Effect of Brush Thickness on Particle Distribution. Polymers 2014, 6 (7), 1877-1896; (c) Diamanti, S.; Arifuzzaman, S.; Genzer, J.; Vaia, R. A., Tuning Gold Nanoparticle−Poly(2-hydroxyethyl methacrylate) Brush Interactions: From Reversible Swelling to Capture and Release. ACS Nano 2009,
3 (4), 807-818; (d) Ferhan, A. R.; Kim, D.-H., In-stacking: a strategy for 3D nanoparticle assembly in
densely-grafted polymer brushes. J. Mater. Chem. 2012, 22 (4), 1274-1277; (e) Ferhan, A. R.; Guo, L.; Zhou, X.; Chen, P.; Hong, S.; Kim, D. H., Solid-phase colorimetric sensor based on gold nanoparticle-loaded polymer brushes: lead detection as a case study. Anal. Chem. 2013, 85 (8), 4094-9; (f) Onses, M. S., Fabrication of Nanopatterned Poly(ethylene glycol) Brushes by Molecular Transfer Printing from Poly(styrene-block-methyl methacrylate) Films to Generate Arrays of Au Nanoparticles. Langmuir : the
ACS journal of surfaces and colloids 2015, 31 (3), 1225-1230; (g) Liu, Z.; Pappacena, K.; Cerise, J.;
Kim, J.; Durning, C. J.; O'Shaughness, B.; Levicky, R., Organization of Nanoparticles on Soft Polymer Surfaces. Nano Lett. 2002, 2 (3), 219-224; (h) Rajendra, R. B.; Jan, G.; Bryce, N. C.; Harry, W. S.; Andrea, L.-V., Controlling the assembly of nanoparticles using surface grafted molecular and macromolecular gradients. Nanotechnology 2003, 14 (10), 1145; (i) Oren, R.; Liang, Z.; Barnard, J. S.; Warren, S. C.; Wiesner, U.; Huck, W. T. S., Organization of Nanoparticles in Polymer Brushes. J. Am.
Chem. Soc. 2009, 131 (5), 1670-1671; (j) Onses, M. S.; Liu, C.-C.; Thode, C. J.; Nealey, P. F., Highly
Selective Immobilization of Au Nanoparticles onto Isolated and Dense Nanopatterns of Poly(2-vinyl pyridine) Brushes down to Single-Particle Resolution. Langmuir : the ACS journal of surfaces and
colloids 2012, 28 (18), 7299-7307; (k) Roiter, Y.; Minko, I.; Nykypanchuk, D.; Tokarev, I.; Minko, S.,
Mechanism of nanoparticle actuation by responsive polymer brushes: from reconfigurable composite surfaces to plasmonic effects. Nanoscale 2012, 4 (1), 284-292; (l) Fang, L.; Li, Y.; Chen, Z.; Liu, W.; Zhang, J.; Xiang, S.; Shen, H.; Li, Z.; Yang, B., Tunable polymer brush/Au NPs hybrid plasmonic arrays based on host-guest interaction. ACS applied materials & interfaces 2014, 6 (22), 19951-7.
36. (a) Mehne, J.; Markovic, G.; Pröll, F.; Schweizer, N.; Zorn, S.; Schreiber, F.; Gauglitz, G., Characterisation of morphology of self-assembled PEG monolayers: a comparison of mixed and pure coatings optimised for biosensor applications. Anal. Bioanal. Chem. 2008, 391 (5), 1783-1791; (b) Huebner, M.; Ben Haddada, M.; Methivier, C.; Niessner, R.; Knopp, D.; Boujday, S., Layer-by-layer generation of PEG-based regenerable immunosensing surfaces for small-sized analytes. Biosens.
Bioelectron. 2015, 67, 334-341.
37. Meyerbröker, N.; Kriesche, T.; Zharnikov, M., Novel Ultrathin Poly(ethylene glycol) Films as Flexible Platform for Biological Applications and Plasmonics. ACS applied materials & interfaces 2013, 5 (7), 2641-2649.
38. Sam, S.; Touahir, L.; Salvador Andresa, J.; Allongue, P.; Chazalviel, J. N.; Gouget-Laemmel, A. C.; Henry de Villeneuve, C.; Moraillon, A.; Ozanam, F.; Gabouze, N.; Djebbar, S., Semiquantitative Study of the EDC/NHS Activation of Acid Terminal Groups at Modified Porous Silicon Surfaces.
Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2009, 26 (2), 809-814.
39. Piehler, J.; Brecht, A.; Valiokas, R.; Liedberg, B.; Gauglitz, G., A high-density poly(ethylene glycol) polymer brush for immobilization on glass-type surfaces. Biosens. Bioelectron. 2000, 15 (9–10), 473-481.
40. Onses, M. S.; Nealey, P. F., Tunable Assembly of Gold Nanoparticles on Nanopatterned Poly(ethylene glycol) Brushes. Small 2013, 9 (24), 4168-4174.
41. Mittal, K. L., Surface Contamination: An Overview. In Surface Contamination, Mittal, K. L., Ed. Springer US: 1979; pp 3-45.
42. Kanan, S. M.; Tze, W. T. Y.; Tripp, C. P., Method to Double the Surface Concentration and Control the Orientation of Adsorbed (3-Aminopropyl)dimethylethoxysilane on Silica Powders and Glass Slides. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2002, 18 (17), 6623-6627.
43. Tsukruk, V. V.; Luzinov, I.; Julthongpiput, D., Sticky Molecular Surfaces: Epoxysilane Self-Assembled Monolayers. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 1999, 15 (9), 3029-3032. 44. Yim, H.; Kent, M. S.; Tallant, D. R.; Garcia, M. J.; Majewski, J., Hygrothermal Degradation of (3-Glycidoxypropyl)trimethoxysilane Films Studied by Neutron and X-ray Reflectivity and Attenuated Total Reflection Infrared Spectroscopy. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2005, 21 (10), 4382-4392.
45. Harder, P.; Grunze, M.; Dahint, R.; Whitesides, G. M.; Laibinis, P. E., Molecular Conformation in Oligo(ethylene glycol)-Terminated Self-Assembled Monolayers on Gold and Silver Surfaces Determines Their Ability To Resist Protein Adsorption. J. Phys. Chem. B 1998, 102 (2), 426-436. 46. Joonyeong, K., Formation, Structure, and Reactivity of Amino-Terminated Organic Films on Silicon Substrates. In Interfaces and Interphases in Analytical Chemistry, American Chemical Society: 2011; Vol. 1062, pp 141-165.
47. Socrates, G.Infrared Characteristic Group Frequencies: Tables and Charts, 2nd ed. 2nd ed.; John Wiley and Sons: 1994.
48. Dinh, D. H.; Vellutini, L.; Bennetau, B.; Dejous, C.; Rebière, D.; Pascal, É.; Moynet, D.; Belin, C.; Desbat, B.; Labrugère, C.; Pillot, J.-P., Route to Smooth Silica-Based Surfaces Decorated with Novel Self-Assembled Monolayers (SAMs) Containing Glycidyl-Terminated Very Long Hydrocarbon Chains.
Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2009, 25 (10), 5526-5535.
49. Zdyrko, B.; Varshney, S. K.; Luzinov, I., Effect of Molecular Weight on Synthesis and Surface Morphology of High-Density Poly(ethylene glycol) Grafted Layers. Langmuir : the ACS journal of
surfaces and colloids 2004, 20 (16), 6727-6735.
50. (a) Mercier, D.; Boujday, S.; Annabi, C.; Villanneau, R.; Pradier, C.-M.; Proust, A., Bifunctional Polyoxometalates for Planar Gold Surface Nanostructuration and Protein Immobilization. The Journal
of Physical Chemistry C 2012, 116 (24), 13217-13224; (b) Ben Haddada, M.; Blanchard, J.; Casale, S.;
Krafft, J.-M.; Vallée, A.; Méthivier, C.; Boujday, S., Optimizing the immobilization of gold nanoparticles on functionalized silicon surfaces: amine- vs thiol-terminated silane. Gold bulletin 2013,
46 (4), 335-341.
51. Pensa, E.; Cortés, E.; Corthey, G.; Carro, P.; Vericat, C.; Fonticelli, M. H.; Benítez, G.; Rubert, A. A.; Salvarezza, R. C., The Chemistry of the Sulfur–Gold Interface: In Search of a Unified Model.
Acc. Chem. Res. 2012, 45 (8), 1183-1192.
52. Bain, C. D.; Troughton, E. B.; Tao, Y. T.; Evall, J.; Whitesides, G. M.; Nuzzo, R. G., Formation of monolayer films by the spontaneous assembly of organic thiols from solution onto gold. J. Am. Chem.
Soc. 1989, 111 (1), 321-335.
53. Vericat, C.; Vela, M. E.; Benitez, G.; Carro, P.; Salvarezza, R. C., Self-assembled monolayers of thiols and dithiols on gold: new challenges for a well-known system. Chem. Soc. Rev. 2010, 39 (5), 1805-1834.
54. (a) Boujday, S.; Briandet, R.; Salmain, M.; Herry, J.-M.; Marnet, P.-G.; Gautier, M.; Pradier, C.-M., Detection of pathogenic Staphylococcus aureus bacteria by gold based immunosensors.
Microchimica Acta 2008, 163 (3-4), 203-209; (b) Salmain, M.; Ghasemi, M.; Boujday, S.; Pradier,
C.-M., Elaboration of a reusable immunosensor for the detection of staphylococcal enterotoxin A (SEA) in milk with a quartz crystal microbalance. Sensors Actuators B: Chem. 2012, 173, 148-156; (c) Salmain,
M.; Ghasemi, M.; Boujday, S.; Spadavecchia, J.; Técher, C.; Val, F.; Le Moigne, V.; Gautier, M.; Briandet, R.; Pradier, C.-M., Piezoelectric immunosensor for direct and rapid detection of staphylococcal enterotoxin A (SEA) at the ng level. Biosens. Bioelectron. 2011, 29 (1), 140-144. 55. Nuzzo, R. G.; Fusco, F. A.; Allara, D. L., Spontaneously organized molecular assemblies. 3. Preparation and properties of solution adsorbed monolayers of organic disulfides on gold surfaces. J.
Am. Chem. Soc. 1987, 109 (8), 2358-2368.
56. Kankate, L.; Turchanin, A.; Gölzhäuser, A., On the Release of Hydrogen from the S−H groups in the Formation of Self-Assembled Monolayers of Thiols. Langmuir : the ACS journal of surfaces and
colloids 2009, 25 (18), 10435-10438.
57. (a) Fukushima, H.; Seki, S.; Nishikawa, T.; Takiguchi, H.; Tamada, K.; Abe, K.; Colorado, R.; Graupe, M.; Shmakova, O. E.; Lee, T. R., Microstructure, Wettability, and Thermal Stability of Semifluorinated Self-Assembled Monolayers (SAMs) on Gold. The Journal of Physical Chemistry B 2000, 104 (31), 7417-7423; (b) Bedford, E.; Humblot, V.; Methivier, C.; Pradier, C.-M.; Gu, F.; Tielens, F.; Boujday, S., An Experimental and Theoretical Approach to Investigate the Effect of Chain Length on Aminothiol Adsorption and Assembly on Gold. Chemistry - A European Journal 2015, 21 (41), 14555-14561; (c) Ito, E.; Konno, K.; Noh, J.; Kanai, K.; Ouchi, Y.; Seki, K.; Hara, M., Chain length dependence of adsorption structure of COOH-terminated alkanethiol SAMs on Au(1 1 1). Appl. Surf.
Sci. 2005, 244 (1–4), 584-587; (d) Nuzzo, R. G.; Dubois, L. H.; Allara, D. L., Fundamental studies of
microscopic wetting on organic surfaces. 1. Formation and structural characterization of a self-consistent series of polyfunctional organic monolayers. J. Am. Chem. Soc. 1990, 112 (2), 558-569.
58. Evans, S. D.; Urankar, E.; Ulman, A.; Ferris, N., Self-assembled monolayers of alkanethiols containing a polar aromatic group: effects of the dipole position on molecular packing, orientation, and surface wetting properties. J. Am. Chem. Soc. 1991, 113 (11), 4121-4131.
59. (a) Boujday, S.; Methivier, C.; Beccard, B.; Pradier, C. M., Innovative surface characterization techniques applied to immunosensor elaboration and test: comparing the efficiency of Fourier transform-surface plasmon resonance, quartz crystal microbalance with dissipation measurements, and polarization modulation-reflection absorption infrared spectroscopy. Anal. Biochem. 2009, 387 (2),