1. Généralités sur les qualités du poisson et les procédés de transformation et de conservation
1.5. Effets de l’interaction entre l’activité de l’eau et les procédés de transformation sur les qualités
L’eau est le constituant le plus important de la chair de poisson (70 - 80%) (Lefèvre et Bugeon, 2008). Cette eau joue un rôle important dans la conservation du poisson, car elle rend possible diverses réactions biochimiques (oxydation, par exemple) (ANSES, 2010). L’activité de l'eau, associée à d'autres descripteurs, peut donner une indication sur la qualité des produits : nutritionnelle (échanges d'eau entre un produit et l'environnement dans lequel il se trouve : air, emballage, autres produits), organoleptique et microbiologique (plus aw est élevée, plus les microorganismes peuvent se développer et altérer le produit) (ANSES, 2010). Les altérations nutritionnelles en relation avec l’activité de l’eau sont diverses : enzymatiques (enzymes inactivées par abaissement de aw), brunissement non enzymatique, oxydation des lipides, autres (vitamines) (Cheriot, 2007). Plusieurs techniques sont utilisées pour réduire cette teneur en eau à savoir : le fumage, le séchage le salage et la cuisson (AFD, 2009 ; Choubert, 2010 ; ANSES, 2010).
Ces différents procédés possèdent chacun leurs avantages en termes de mise en œuvre pratique (ANSES, 2010). Selon AFD (2009), la maitrise de la cuisson est importante pour réduire la teneur en eau, afin de favoriser une bonne conservation et prévenir les moisissures. Une réduction significative de la teneur en eau est souhaitée pour favoriser une bonne conservation dans le temps ; elle permet aussi de prévenir le développement de micro-organismes tels que les levures et les moisissures dont la présence peut entrainer la production des mycotoxines. Par rapport au séchage, son action consiste à la déshydratation ou à éliminer, partiellement ou totalement, l'eau contenue dans les tissus des poissons. Des parasites peuvent se développer sur les produits déshydratés au cours du stockage. De même certains micro-organismes peuvent se multiplier à la faveur d'une réhydratation incontrôlée, même partielle (ANSES, 2010). Quant au salage il abaisse l’activité de l’eau et également il a pour but de blanchir les chairs et de débarrasser le poisson de son sang, de son mucus où abondent généralement les micro-organismes et de toutes matières qui en souillent la surface (ANSES, 2010). Il ressort que le chlorure de sodium a un effet inhibiteur certain sur les microorganismes. Il minimise les risques de prolifération, de toxinogénèse ou de contamination. Le fumage,
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 25
contrairement au salage, est une opération qui consiste à exposer des produits aquatiques à la fumée obtenue par combustion lente de produits ligneux de façon à abaisser leur teneur en eau et à y introduire divers composants de la fumée, ce qui assure une aromatisation et améliore la durée de conservation (ANSES, 2010 ; .Choubert, 2010). Il existe trois type de fumage : Le fumage à chaud, le fumage à froid et le fumage-séchage où la température de fumage varie entre 45°C et 85°C (ANSES, 2010 ; Choubert, 2010).
Une teneur en eau inférieur à 25% du poids total est exigée pour limiter les phénomènes de dégradation et permettre une meilleure conservation du produit (AFD, 2009). Tout au long du processus, les constituants de la fumée ont un effet bactériostatique sur les poissons fumés. Les risques potentiels liés à la consommation de poissons fumés, n’ayant pas subi de traitements assainissant, peuvent être classés en trois catégories : les risques microbiologiques, les parasites et la présence de contaminants organiques (ANSES, 2010). Ces risques ont été, récemment, décrits (Bonnel et Bailly, 2012).
D’après Abotchi (2010) le fumage à chaud, par la chaleur détruit les micro-organismes.
La fumée peut avoir un rôle antiseptique grâce à la fraction phénolique à bas point d’ébullition. Mais cette action est faible et l’humidité élevée du poisson fumé peut permettre le développement des moisissures. Pendant le fumage la texture du poisson est affectée et la couleur change par différente réaction notamment celle de Maillard.
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 26
DEUXIEME PARTIE: Matériel et Méthodes
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 27
2. MATERIEL ET METHODES 2.1. Période et milieu d’étude 2.1.1. Période
Les travaux ont couvert la période de juillet à décembre 2015. L’enquête sur les procédés de transformation du poisson a été réalisée dans la commune de Lokossa. Les prélèvements de poissons frais, pré traités, frits et fumés ont été faits dans les arrondissements de Lokossa centre et de Houin (commune de Lokossa). Les analyses microbiologiques ont été réalisées au Laboratoire de Biotechnologie Animale et Technologie des Viandes (LBATV) du Département de Production et Santé Animales (DPSA) de l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC).
2.1.2. Milieu d’étude
2.1.2.1. Situation géographique
Située au Nord – Ouest du département du Mono, à 31 mètres d'altitude, la ville de Lokossa a pour latitude, 6° 37' 60'' Nord et pour longitude, 1° 43' 0'' Est. Elle s’étend sur 1605km et est l’une des 6 communes que compte ce Département. Elle couvre une superficie de 260 km2, ce qui représente 16% de la superficie du Mono et 0,23% de la superficie totale du Bénin (112.622km²) (PDC Lokossa, 2011). Limitée au Nord par la Commune de Dogbo dans le département Couffo, au Sud par les Communes d’Athiémé et de Houéyogbé, à l’Est par celle de Bopa et à l’Ouest par le territoire togolais, cette commune est divisée en 5 arrondissements que sont : Lokossa, Agamè, Koudo, Houin et Ouèdèmè-Adja. Ces arrondissements sont subdivisés en 8 quartiers de ville et trente-sept (37) villages, soit un total de quarante-cinq (45) localités. Le chef-lieu de la commune (Lokossa) est situé à environ 106 km de Cotonou (capitale économique du Bénin). Il est en même temps le chef-lieu du Département du Mono (PDC Lokossa, 2011).
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 28
2.1.2.2. Caractéristiques physiques du milieu
Le climat est de type subéquatorial encore appelé climat béninien. C’est un climat chaud marqué par une humidité relativement élevée, une pluviométrie variant entre 900 et1100mm par an. On y distingue quatre saisons étalées de façon alternée sur toute l’année : une grande saison sèche de novembre à mars, une grande saison pluvieuse de mars à juillet, une petite saison sèche entre juillet et août et une petite saison pluvieuse d’août à novembre. La végétation de la commune de Lokossa est constituée de savanes arbustives, de prairies marécageuses, de palmeraies vignobles. Il existe quelques forêts sacrées dans les zones de Adrogbo et de Tinou. La Commune de Lokossa dispose d’un important complexe fluvio-lacustre dominé par le fleuve Mono dont la vallée constitue une vaste dépression à laquelle s’ajoute celle de Tchi pour isoler le secteur de Lokossa du reste des plateaux du Mono. La Commune de Lokossa est traversée par environ cinq (5) km de cours d’eau et dispose de nombreuses zones marécageuses et des puits artésiens (PDC Lokossa, 2011).
2.1.2. 3. Données démographiques
En 2010, la population de Lokossa était de 98.400 habitants dont 47261 hommes et 51139 femmes marquant un taux d’accroissement de 2,16% (INSAE, 2010). La population de la Commune de Lokossa se compose d’un grand nombre de groupes sociolinguistiques, ce qui est expliqué par la grande variété de son peuplement. En effet, les groupes ethniques majoritaires de la Commune sont : les Kotafon (70%) et les Adja (26%). A ces groupes majoritaires, il faut ajouter les Yoruba (1,3%), les Dendi (0,2%), les Bariba (0,1%), les Otamari (0,1%) et autres (Aïzo, Mina, Gen, Sahouè, Watchi, Hwéda, Nagot, Yom Lokpa, Peulh, Ibo) représentant 1,4%. Au total, la Commune de Lokossa est un véritable brassage linguistique. La pratique de la religion traditionnelle est majoritaire (59,30%) au sein de la population devançant les catholiques (24%), les musulmans (2%) et les protestants (1%) et enfin autres religions (13%) (PDC Lokossa, 2011).
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 29
2.1.2.4. Activités économiques
L'économie de la commune de Lokossa est caractérisée par une diversité d’activités : productions végétale et animale, artisanat, commerce, transport, industrie, services et dans une moindre mesure par la production halieutique, la chasse, l’exploitation forestière, la maintenance/réparation et le tourisme. L’économie de la commune repose essentiellement sur la production agricole dominée par les palmeraies, la culture du maïs et du manioc et le maraîchage, l’exploitation des carrières de gravier et de sable ; les petites et moyennes entreprises, l’artisanat, les services et une industrie embryonnaire représentée par l’industrie de textile ; l’huilerie de Houin-Agamè ne fonctionnant plus.
La figure 3 montre la carte administrative de Lokossa.
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 30
Figure 3: Situation géographique de la commune de Lokossa
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 31
2.2. Matériel
Le matériel utilisé dans la présente étude a été regroupé en trois catégories : le matériel biologique (poissons Tilapia guineensis et Sarotherodon melanotheron), le matériel de prélèvements et de conservation des échantillons et le matériel d’analyses technologiques et microbiologiques.
2.2.1. Le matériel biologique
Deux espèces de poissons ont été utilisées : Tilapia guineensis et Sarotherodon melanotheron.
2.2.1.1. Description de Sarotherodon melanotheron
Sarotherodon melanotheron est une espèce appartenant à la famille des Cichlidés qui pratique l’incubation buccale et une protection parentale des larves. Il est rencontré particulièrement dans toutes les lagunes béninoises et parfois en eau douce. C’est un poisson autochtone d’Afrique ayant la capacité de pénétrer dans l’océan. Il possède 15 à 17 branchiospines au bas du premier arc branchial, 4 branchiospines en haut du premier arc branchial et des vertèbres au nombre de 26-28. La nageoire caudale est tronquée. Il a une teinte argentée à sombre avec une tache operculaire (sur l’opercule) nette. La nageoire caudale est sans marques. Il possède une tache noire au niveau de la gorge ce qui le différentie des autres Tilapias (Figure 4).
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 32
Figure 4: Sarotherodon melanotheron
2.2.1.2. Description de Tilapia guineensis
Sur l’individu vivant, la couleur générale de la peau est argentée, passant au blanchâtre sur le ventre et au jaune-vert sur le dos et le dessus de la tête. Toutes les écailles des flancs ont une tache noire à leur base. Sur les flancs, il y a six à huit bandes verticales plus sombres, très peu marquées. Le dessus du museau est vert foncé. La nageoire dorsale varie de grisâtre à transparente, avec une tache “ tilapienne ” bien marquée. Il possède des traits clairs minces entre les épines et à la partie molle ainsi que quelques bandes claires et foncées ou des taches claires rondes (Figure 5).
Figure 5: Tilapia guineensis
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 33
2.2.2 Matériel de prélèvement
Le matériel de prélèvement des échantillons de poissons est composé:
de sachets stomachers pour le conditionnement des échantillons ;
de bistouri à lame stérile pour l’incision de la chaire du poisson ;
d’une pince à dents de souris pour la préhension des parties à prélever;
d’une glacière munie de carboglaces pour la conservation des échantillons à 4°C;
du coton pour le nettoyage du matériel;
de l’alcool et d’allumette pour le flambage du matériel.
2.2.3. Matériel d’analyses microbiologiques
Au laboratoire, divers matériels ont été utilisés pour la stérilisation, la pesée, l’incubation, la régénération du milieu de culture, le broyage et la verrerie.
Le matériel de stérilisation était composé de deux autoclaves, de deux fours pasteur et de deux becs bunsen. Une hotte à flux laminaire a été également utilisée pour protéger les manipulations contre d’éventuelles contaminations.
Une balance de capacité 200g et de précision 10-4 a été utilisée pour quantifier les échantillons et les milieux de culture.
Le matériel d’incubation est composé de trois étuves pour l’incubation des différents germes recherchés selon les conditions de températures adéquates.
Le bain-marie a été utilisé pour régénérer les milieux de culture semi-solides afin de les couler dans les boîtes de pétri et les tubes à essai.
Le Stomacher a été utilisé pour broyer en 2 minutes les portions de chair de poissons pesées.
Divers matériels de verreries tels que les pipettes Pasteur, les pipettes graduées de 1 ml et 10 ml, des éprouvettes graduées de 100, 250 et de 500 ml, des boîtes de Pétri, des flacons de 500 ml, etc., ont été utilisés pour réaliser les analyses microbiologiques.
Une anse de platine pour les ensemencements, du papier aluminium pour les emballages, des portoirs et des spatules ont été également utilisés.
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 34
Les milieux de culture utilisés étaient composés de: Plate Count Agar (PCA OXOID CM0463), Rappaport Vassiliadis (RV OXOID CM0669), gélose Hecktoen (HEKT OXOIDCM0419), Nutrient Agar (NANADIFCO 213000), Eau Peptonée Simple (EPS OXOID CM0009), Eau peptonée tamponée (EPT OXOID CM1049), Réactif de kovacks, milieu à l’urée (Urée Broth), milieu Indole, Baird Parker (BP OXOID CM0275), le Bouillon Lactosé Bilé au Vert Brillant (BLBVB OXOID CM0031), gélose Kligler (Kl OXOID CM0031), bouillon Sélénite-Cystine Biokar BK009HA, Pseudomonas agar (PS OXOID CM0559), Pseudomonas CFC Supplément (OXOID.
SROIO3E), Agar bactériologique (AB OXOID LP0011), Bouillon diluent (OXOID CM0733), perfringens agar (CM 0587) et perfringens TSC supplément.
2.2.4. Matériel d’analyses technologiques
Il s’agit d’une trousse à dissection contenant une pince, un bistouri une paire de ciseau, une loupe, etc. des assiettes pour la dégustation et d’autres matériels utilisés pour l’analyse microbiologique tels que la balance, le papier aluminium, les plateaux, etc.
2.3. Méthodologie
La collecte des données a été réalisée en deux étapes : l’enquête et les analyses microbiologique et sensorielle. L’enquête a porté sur les procédés de transformation des poissons dans la Commune de Lokossa et les analyses, sur l’appréciation de la qualité organoleptique des poissons et la recherche des germes.
2.3.1. Enquête sur les méthodes de transformation
L’enquête sur les méthodes de transformation des poissons a été réalisée dans deux arrondissements de la Commune : Lokossa centre et Houin qui sont respectivement traversés par les lacs Doukon et Toho. Cette enquête a été réalisée à l’aide d’une fiche contenant les informations suivantes : l’identité de l’enquêté, les activités menées, les personnes à charge, les espèces de poissons transformées, le matériel pour la
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 35
transformation, l’hygiène du milieu de transformation, les méthodes de transformation et leur descriptions succinctes, la durée de conservation, etc. ( questionnaire d’enquête en annexe 2).Vingt-sept femmes ont été interviewées au cours de l’enquête dont vingt-trois dans l’arrondissement de houin et quatre dans Lokossa centre. Ces femmes ont été sélectionnées au hasard parmi les transformatrices les plus régulières et assidues dans la transformation des poissons. Les chefs de villages ont été sollicités pour la sélection.
2.3.2. Echantillonnage des poissons pour les analyses
Au terme du dépouillement des fiches d’enquête, l’arrondissement de Houin et plus précisément la berge de Duimè, a été retenue pour la collecte des échantillons de poissons pour les analyses microbiologiques et technologiques. Ce site regorge beaucoup plus de pêcheurs et de transformatrices. Deux espèces de poissons, les plus pêchées dans la Commune, ont été retenues pour la prise des données qui permettront d’apprécier la qualité technologique et pour la recherche des germes: Tilapia guineensis et Sarotherodon melanotheron. Chaque poisson échantillonné a été mis aseptiquement dans un sachet stomacher puis dans une glacière munie de carboglaces. Au total, l’étude sur la qualité sanitaire et technologique a été réalisée sur 30 poissons de chaque espèce (tableau III). Les échantillons de poissons frais (entiers et pré traités, c’est à dire écaillés et éviscérés), ont été achetés auprès des pêcheurs qui approvisionnent les transformatrices et ceux de poissons frits et fumés au niveau des sites de transformation auprès des transformatrices.
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 36
Tableau III : Plan d’échantillonnage
Types de poissons Espèces de poisson Nombre de poissons échantillonnés
Poissons entiers T. guineensis 10
S.melanotheron 10
Poissons frais prétraités T. guineensis 10
S.melanotheron 10
Poissons frits T. guineensis 5
S.melanotheron 5
Poissons fumés T. guineensis 5
S.melanotheron 5
Total 60
2.3.3. Transport des prélèvements au laboratoire
Après les prélèvements à la berge et sur les lieux de transformation, les échantillons de poissons ont été immédiatement ramenés dans une glacière munie de carboglaces au Laboratoire de Biotechnologie Animale et Technologie des Viandes (LBATV) du Département de Production et Santé Animales (PSA) de l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC) pour les analyses sur les qualités technologique et microbiologique.
2.3.4. Analyses microbiologiques
2.3.4.1. Microorganismes recherchés dans les échantillons
Les flores recherchées étaient : la Flore Aérobie Mésophile Totale (FAMT), les coliformes totaux et fécaux (avec la recherche de E. coli) qui renseignent respectivement sur l’état de fraîcheur de la viande et sur les conditions de l’abattage ; les Pseudomonas qui sont des germes psychotrophes, indicateurs de l’altération des poissons et pouvant se développer sur les poissons conservés à la températures ambiantes (25 à 40°C) ainsi que les pathogènes comme les salmonelles, les staphylocoques et les Anaérobies Sulfito- Réducteurs (ASR).
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 37
Les échantillons ont été analysés conformément aux normes ISO spécifiques à chaque germe recherché :
*FAMT : ISO 4833,
*Salmonelles : ISO 6579, 2002
*Stapylocoques présumés pathogènes: ISO 6888,
*ASR : ISO 7937,
*Coliformes Totaux : ISO 4831,
*Coliformes fécaux: ISO 4831,
*E.coli : ISO 7251,
*Pseudomonas : ISO 13720
2.3.4.2. Prise d’essai, préparation des dilutions et de l’inoculum
La préparation des dilutions en vue de l’examen microbiologique est réalisée selon la norme NF V 08 - 010. Vingt-cinq grammes de chair issue de la tête, du tronc, de la queue et des branchies des poissons ont été prélevés aseptiquement dans un sachet stérile de Stomacher puis, 225 ml d’eau peptonnée tamponnée ont été ajoutés et l’ensemble homogénéisé au Stomacher pendant 30 secondes à une minute. Par la suite, le broyat obtenu est laissé reposer pendant 45 minutes au maximum à la température ambiante afin d’obtenir la revivification des germes. Ce mélange a constitué donc la suspension mère, qui a servi à préparer des dilutions successives en progression géométrique de raison 10. En effet, les différentes dilutions ont été réalisées à partir de cette solution mère. Un millilitre de ladite solution (10-1), prélevée après homogénéisation, a été inoculé dans 9 ml de Tryptone sel stérile ou diluent (0,1%peptone + 0,85% NaCl) pour obtenir la dilution 10-2. Après homogénéisation, 1 ml de cette dilution 10-2 a été également inoculé dans 9 ml de Tryptone sel stérile afin d’obtenir la dilution 10-3. C’est ainsi qu’on est passé à la dilution 10-4 et 10-5.
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 38
2.3.4.3. Recherche et dénombrement des germes
Les germes recherchés sont des germes microbiologiques indicateurs d’altération, de pollution fécale et les germes pathogènes, à savoir : la Flore Aérobie Mésophile Totale (FAMT), les coliformes fécaux, Staphylococcus aureus, les Anaérobies Sulfito-Réducteurs (ASR), Salmonella sp, les Pseudomonas et Escherichia coli.
2.3.4.3.1. Flore mésophile aérobie totale (FMAT)
Le milieu Plate Count Agar (PCA) est la gélose standard utilisée pour le dénombrement de cette flore. Aseptiquement, 1 ml de suspension de chaque tube a été transféré des dilutions 10-1 et 10-2 dans les boîtes de pétri stériles. Le milieu PCA, fondu et refroidi au bain-marie à 45°C, a été ajouté à l’inoculum à raison de 12 à 15 ml par boîte. Ensuite, le mélange a été homogénéisé par des mouvements rotatifs. Après solidification, une deuxième couche de 5 à 7 ml de PCA a été ajoutée. Cette deuxième couche résulte de la faible sélectivité du PCA et permet d’éviter l’envahissement de la boîte par des germes comme Proteus, qui rendraient la lecture difficile. Les boîtes ayant la gélose solidifiée ont été ensuite incubées, couvercles tournés vers la clayette de l’étuve à 30°C pendant 72 heures conformément à la norme ISO 4833(2003). Toutes les colonies qui ont poussé entre les deux couches ont été dénombrées à l’œil nu et la lecture faite sur 2 boîtes ensemencées avec des dilutions successives. Le nombre de germes par gramme (N) de produit a été obtenu selon la formule suivante :
N= ∑ 𝐶
𝑉(𝑛+0,1𝑛2)𝑑
N= nombre de germes par gramme de produit
ΣC= somme des colonies caractéristiques sur les deux boîtes retenues
V= volume de l’inoculum appliqué à chaque boîte (en ml)
d= taux de dilution correspondant à la première dilution retenue
n1= nombre de boîtes lues à la première dilution
n2= nombre de boîtes lues à la deuxième dilution
UAC/NCQTA/2015 Elie LINTON 39
Pour le comptage des colonies, les boîtes contenant au plus 300 colonies au niveau de deux dilutions successives ont été retenues ainsi que les boîtes qui renferment au moins 150 colonies.
2.3.4.3.2. Coliformes en milieu liquide
Une série de tubes munis d’une cloche de Durham contenant10 ml par bouillon lactosé bilié au vert brillant (BLBVL) a été préparée à raison de trois tubes par dilution. A partir des dilutions décimales 10-3 à 10-1 ; 1 ml de ces dilutions a été porté aseptiquement dans chacun des trois tubes correspondant à une dilution donnée. L’incubation a été faite à 30°C pendant 24 à 48 heures pour les coliformes totaux et 44°C pour les coliformes fécaux conformément à la norme (ISO 4831: 2006). Pour la lecture, les tubes qui ont présenté à la fois un dégagement gazeux (supérieur au 1/10 de la hauteur de la cloche), un trouble microbien accompagné d’un virage du milieu au jaune sont ceux qui ont été considérés comme positifs, puis la lecture finale a été faite selon les prescriptions de la table de Mac Grady.
2.3.4.3.3. Staphylocoques présumés pathogènes (Staphylococcus aureus)
Le dénombrement des germes a été fait avec 0,1 ml de suspension par étaleur en surface sur milieu Baird Parker additionné d’un mélange de jaune d’œuf de tellurite de potassium, après incubation à 37 °C pendant 24 à 48 heures.2.3.4.3.4. Anaérobies sulfito-réducteurs (ASR)
Ce sont les formes sporulées qui ont été recherchées. Deux milieux sélectifs peuvent être
Ce sont les formes sporulées qui ont été recherchées. Deux milieux sélectifs peuvent être