Chapitre I : Matériel et Méthodes
2. Méthodes et techniques d’échantillonnages utilisées
2.5. Dispositif d'échantillonnage
De nombreuses méthodes, à partir d’observations effectuées dans des conditions précises le long d’un transect, permettent d’estimer la densité de populations d’animaux ou de plantes (Barbault, 1981). Cette méthode consiste à étudier le milieu non plus sur une surface donnée mais selon une ligne droite, dans un milieu cultivé, elle est très pratiquée (Faurie &
al., 1984). Les techniques varient selon le groupe et le milieu considérés : technique de la ligne interceptée, transect de largeur fixée, transect à largeur indéfinie (Barbault, 1981).
Étant donné que la technique transect serait la meilleure des méthodes utilisées pour l'échantillonnage des insectes en milieux cultivés et vue que les dimensions de nos parcelles d'étude ont une longueur plus importante que la largeur. Nous avons opté à la technique de transect à largeur fixée pour faciliter le ramassage du contenu des pièges, pour éviter de toucher les plantules et de reconnaître facilement l'emplacement des pièges. Faurie & al.
(1984) ; Benkhelil (1991) dénotent que la méthode de transect a présente un inconvénient, car elle est restrictive dans la mesure où elle ne s’applique qu’à une bande étroite du milieu.
Le dispositif expérimental appliqué aussi dans les deux zones d'étude pour les cultures englobe quatre pièges trappes et trois pièges colorés. La disposition des deux types de pièges dans chaque zone est mentionnée dans la Figure 4. Nous avons installé le dispositif expérimental dans les deux zones, Sétif et El-Khroub du stade fin-tallage jusqu’au stade maturation dans quelques micro-parcelles des variétés étudiées des trois cultures, blé dur, blé tendre et orge, durant les trois années d’étude (2012, 2013 et 2014) pour la 1ière zone et pendant deux années (2013 et 2014) pour la 2ième zone (Tab. 17). C’est le même protocole
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expérimental appliqué par Kellil (2011), mais à partir du stade levée (en décembre 2007) jusqu’au stade maturation (en juin 2008).
Figure 4 : Dispositif expérimental appliqué sous la forme d’un Transect pour quelques variétés de céréales piégées dans les deux zones expérimentales échantillonnées.
2.6. Au laboratoire
2.6.1. Tri et dénombrement des spécimens collectés
Après la collecte des insectes sur champs, pour chaque sortie et selon les différentes méthodes d’échantillonnage (pièges trappes, pièges colorés, filet fauchoir, examen des talles et épis), les échantillons sont analysés au laboratoire, en commençant par le tri des spécimens récoltés. Chaque flacon contient au départ des spécimens mélangés (Diptera, Coleoptera, Hymenoptera,…) est étiqueté avec mention des renseignements suivants : date, zone, type de culture, variété, type de technique d’échantillonnage.
2.6.2. Collection des espèces d’insectes
Les larves, nymphes et adultes à corps mou sont ordinairement gardés dans un liquide, car ils deviennent rabougris s’ils sont séchés. Le meilleur milieu est une solution 75 à 80 % d’alcool éthylique. Chaque spécimen doit porter une étiquette où sont inscrits au moins le lieu et la date de sa capture. Le nom de la personne qui a capturé l’insecte en certains cas, des données sur l’habitat ou la nourriture de l’insecte sont parfois utiles (Borror & White, 1999).
Dans notre cas, nous avons conservé dans l’alcool éthylique à 75 % les spécimens collectés à corps mou comme les chenilles de Lépidoptères et certains spécimens ayant longuement séjournés 7 à 10 jours dans les pièges.
La préparation des collections de références a été réalisée selon le type d'insecte : 10 m
10 m
5 m
Piègetrappe Piègecoloré
Chapitre I : Matériel et Méthodes
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2.6.2.1. Cas des insectes de grande taille
Les insectes de grande taille (>10 mm) assez durs pour garder leur forme au séchage et assez gros pour être épinglés sont normalement montés sur épingle. L’entomologiste épingle généralement les insectes verticalement, dans le thorax, parfois de côté (Borror &
White, 1999). L’insecte est placé sur la planchette de polystyrène recouverte de papier cristal.
Avec des épingles à grosse tête on mettra en forme les antennes et les pattes qui seront toujours présentées de la même façon (Faurie & al., 1998).
Dans le cas d’insectes sur épingles, ces données sont inscrites sur 1 ou 2 petites étiquettes piquées sur l’épingle, sous l’insecte (Borror & White, 1999).
2.6.2.2. Cas de montage des petits insectes
Les insectes assez durs pour être séchés, mais très petits, sont montés sur des
« pointes » : petits triangles de carton, d’environ 8 mm de longueur et de 3 ou 4 mm de largeur à la base. L’épingle est piquée à la base et l’insecte est collé sur la pointe (Borror &
White, 1999).
Lorsque l’insecte est trop petit pour être perforé par l‘épingle, il suffit de le coller sur un petit rectangle de bristol, qui lui, sera maintenu par l’aiguille dans la boite de rangement (Faurie & al.,1998).
2.6.2.3. Cas de montage des pucerons
Une identification plus exacte des pucerons nécessite des observations microscopiques.
Pour cela, il est procédé dans la plupart des cas à des montages entre lames et lamelles avant de procéder à des examens au microscope. Avant le montage, les pucerons ont subi des traitements selon la technique décrite par Leclant (1978) ; Bouchery et Jacky (1982) et qui consiste à :
i. pratiquer une incision sur la face ventrale de l'abdomen du puceron;
ii. transférer l’échantillon dans une solution à 10 % de potasse (KOH);
iii. transférer dans de l'eau pendant 3 minutes environ pour bien éliminer les traces de potasse;
iv. transférer dans du chloral phénol pendant 24 heures;
v. enfin les spécimens de pucerons sont montés entre lames et lamelles dans le liquide de Faure.
2.6.3. Identification des spécimens collectés
Comme les autres organismes vivants (animaux et végétaux), les insectes sont classés dans différentes unités systématiques. La clé consiste en une série de propositions auxquelles il faut répondre par l'affirmative ou la négative pour trouver le nom de l'insecte inconnu (Dierl
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& Ring, 1992). Parmi les clés utilisées pour l’identification des différentes espèces d'insectes, nous citons :
Portevin (1924) ; Perrier (1935, 1961, 1963,1964) ; Chopard (1943) ; Antoine (1959, 1961) ; Bernard (1968) ; Stary (1970) ; Plateaux- Quéner (1972) ; Stary (1979) ; Bouchery &
Jacky (1982) ; Delvare & Aberlenc (1989) ; Remaudiere & Seco Fernandez (1990) ; Dierl &
Ring (1992) ; Remaudiere & Remaudiere (1997) ; Auber (1999) ; Berland (1999 a /1999 b) ; Leclant (1999) ; Pardo & al.(2001) et Silva & al. (2012).
Il est important de signaler que l'identification et/ou la confirmation de l'identification de certaines espèces, a été réalisée avec la précieuse contribution des personnes suivantes :
Les Aphides et les espèces Hyménoptères parasitoïdes, les Coccinelles par Professeur Benhalima-Kamel M., Institut Supérieur Agronomique de Chott-Mariem, Université de Sousse, Tunisie.
Les Thysanoptères, les coccinelles et les Aphides par Dr. Sahraoui E., École Nationale d’Agronomie, El-Harrach-Alger.
Les Coléoptères, les Hyménoptères, les Dermaptères et les Neuroptères, les Homoptères par Professeur Marniche F., École Nationale de Vétérinaire, El-Harrach-Alger.
Les Orthoptères par Dr. Benkenana N., Université de Constantine.
La famille des Carabidae par Dr. Saouache Y., Université de Constantine.
La famille des Braconidae par Dr. Tahar Chaouche S., Centre de recherche scientifique et techniques des régions arides (CRSTRA) de Biskra.
La super-famille des Apoidea par Dr. Aguib S., Université de Constantine.
La super-famille des Apoidea par Dr. Bakiri A., Université de Constantine.
La famille des Psyllidae par Mme Allili F., Institut National de la Protection des Végétaux (INPV), Alger.
3. Exploitation des données
L'objectif d'exploiter nos résultats par l'utilisation des paramètres écologiques et statistiques est de mieux estimer la présence, la distribution et la dynamique des peuplements entomologiques dans le temps et l'espace. Cette démarche permet également de comparer nos données entre eux, selon le type de la culture, la variété, l’année et la zone.
3.1. Exploitation des données par le calcul des paramètres et indices écologiques