A deteção direta dos OF e CM é feita através de variadas técnicas analíticas sendo a mais comum a cromatografia combinada com diferentes detetores e diferentes tipos de espetroscopia, imunoensaios, e biossensores enzimáticos baseados na inibição da atividade da colinesterase (Samuels e Obare, 2011).
Em aves mortas, para além de se avaliar a atividade da EAC no cérebro, pode-se analisar os conteúdos do sistema gastrointestinal para a presença de OF ou CM. Se a ave está morta, com uma redução da atividade da EAC superior a 50% e com OF ou CM no trato digestivo, é bastante provável que a causa da morte seja intoxicação por OF ou CM (Custer, 2011).
Amostras preferíveis para deteção de organofosforados e carbamatos são o conteúdo do estômago e do papo; amostras secundárias que podem ser usadas podem ser o plasma, fígado e cérebro (Berny, 2007; Redig e Arent, 2008).7
A cromatografia gasosa pode ser utilizada para detetar e medir os níveis de resíduos de OF ou CM nos tecidos das aves mortas (Redig e Arent, 2008; Strum et al., 2010) ou no conteúdo do papo e estômago das aves (Shimshoni et al., 2012).
75 A cromatografia gasosa é muitas vezes limitada devido a autólise do cadáver, ausência de conteúdo do papo e estômago, concentrações do inseticida abaixo do limiar de deteção ou ainda a ocorrência de uma exposição dérmica. Assim é importante confirmar este teste com a mensuração da atividade da EAC no cérebro (Shimshoni et al., 2012).
5.7. Tratamento
O tratamento é iniciado de imediato quando o quadro clínico apresentado pela ave constitui uma suspeita de intoxicação por OF ou CM, pois a confirmação laboratorial pode demorar alguns dias (Redig e Arent, 2008).
O tratamento para as intoxicações por OF ou CM é centrada em agentes antagonistas de recetores muscarínicos, reativadores da EAC e fármacos que diminuam absorção adicional dos tóxicos (eméticos, absorventes, laxantes) (Reiner et al., 2007; Tiwari e Sinha, 2009).
Inicialmente deve-se diminuir a absorção dos agentes tóxicos restantes no trato gastrointestinal (Gupta, 2007; Redig e Arent, 2008). Em aves de rapina pode remover-se manualmente o conteúdo do papo e deve-se administrar carvão ativado oralmente, de 12 em 12 horas, 2-8 mg/Kg (1g diluído em 5 ml de água) (Redig e Arent, 2008).
Adicionalmente, deve-se administrar sulfato de atropina (Gupta, 2007; Redig e Arent, 2008), numa dose entre 0,2 e 0,5 mg/Kg, podendo repetir-se três a quatro vezes por dia caso se observe uma bradicardia severa persistente. Na primeira administração, um quarto da dose pode ser administrada por via intravenosa, sendo o resto administrado por via intramuscular. A atropina funciona como antagonista dos recetores muscarínicos o que vai diminuir as secreções e aumentar a frequência cardíaca, mas como não tem efeito nos recetores nicotínicos não vai diminuir a parálise muscular esquelética (Redig e Arent, 2008; Ritchie et
al., 1994).
Em casos confirmados de intoxicação por OF, pode administrar-se um antídoto para intoxicações por OF – pradiloxima, que é um reativador da EAC. A dose a administrar em aves é de 10 mg/Kg por via intramuscular. Este fármaco está contraindicado no tratamento de intoxicações por CM (Gupta, 2007; Redig e Arent, 2008; Ritchie et al., 1994).
Em paralelo deste tratamento específico deve-se proceder a um tratamento de suporte: fluidoterapia, alimentação adequada (se necessário forçada), fonte de calor suplementar de forma a manter a temperatura corporal da ave, e administração de diazepam para controlar as convulsões (Redig e Arent, 2008; Ritchie et al., 1994).
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5.8. Prevenção e Controlo
Devido à sua toxicidade aguda e rápida metabolização os OF e CM são subestimados quanto ao seu perigo ambiental a médio e longo prazo. Estes causam milhares de mortos em espécies não alvo de forma rápida que têm um efeito longo no desequilíbrio ecológico que provocam (Hill, 2003).
A prevenção e controlo de perigos associados ao uso de inseticidas OF e CM passa por reduzir a dependência humana nestes inseticidas, utilizar inseticidas que constituem um menor risco à saúde animal e assegurar o uso apropriado dos inseticidas (FAO, 2010).
Em casos de mortes de aves por intoxicação por OF ou CM confirmada os cadáveres de animais intoxicados devem ser removidos para evitar intoxicações secundárias de aves necrófagas e prevenir a ocorrência de mortalidade associada a outras situações, tal como o botulismo. Os inseticidas que não foram usados, que se encontrem em iscos ou de outra forma disponíveis aos animais, devem ser removidos de forma a evitar intoxicações adicionais (Glaser, 1999).
Os casos de mortalidade de animais selvagens devido à intoxicação de inseticidas que são legais e foram usados devidamente devem ser reportados para serem desenvolvidas melhores formulações de pesticidas e aprimorar as regulações (Glaser, 1999).
Na escolha da altura do ano quando aplicar os inseticidas deve ter-se em conta: a época reprodutiva das aves e restantes animais, tentando evitar que o período de aplicação de inseticidas coincida com o período reprodutivo das aves; os padrões migratórios das aves; a existência de crias de aves na área; as condições climatéricas de forma a evitar a deriva aérea dos químicos (Hill, 2003).
O local onde aplicam os inseticidas também é muito importante pois não se devem aplicar OF nem CM diretamente em zonas húmidas nem permitir que estes cheguem a estas zonas por canais, escoamento, volatilização ou vento (Glaser, 1999; Hill, 2003). O uso de OF em zonas húmidas apenas ocorre como medidas de controlo de vetores de doenças infeciosas (Hill, 2003).
Em redor dos campos agrícolas tratados com inseticidas pode ser delineada uma zona de proteção de fauna selvagem de forma a conferir proteção e locais de nidificação à fauna selvagem. Estas zonas, se não forem tratadas com inseticidas servem ainda de locais de caça e forrageio por parte de algumas aves (Game & Wildlife Conservation Trust, 2009).
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3ª Parte – Projeto de Epidemiovigilância do vírus
Usutu e de Organofosforados e Carbamatos em Aves em
Centros de Recuperação de Animais Selvagens
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