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myocardique et hépatique de la carence en donneurs de méthyles au cours de la gestation et de l’allaitement
chez le raton
Shabnam Pooya
To cite this version:
Shabnam Pooya. Effets sur le métabolisme énergétique mitochondrial myocardique et hépatique de la carence en donneurs de méthyles au cours de la gestation et de l’allaitement chez le raton. Médecine hu- maine et pathologie. Université de Lorraine, 2012. Français. �NNT : 2012LORR0035�. �tel-01749205�
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Ecole Doctorale BioSE (Biologie-Santé-Environnement) Thèse
Présentée et soutenue publiquement pour l’obtention du titre de
DOCTEUR DE l’UNIVERSITE DE LORRAINE Mention : «Sciences de la Vie et de la Santé»
Par
Shabnam POOYA
Effets sur le métabolisme énergétique mitochondrial myocardique et hépatique de la carence en donneurs de méthyles au cours de la
gestation et de l’allaitement chez le raton
Le 04 Juin 2012
Membres du jury Rapporteurs :
Frédérique SAVAGNER Maître de Conférence-HDR, CHU d’Angers, Angers Patrick HILLON Professeur des Universités, Université de Dijon, Dijon Examinateurs :
Rémy HOULGATTE Directeur de Recherche, Inserm U915, Nantes
Yves MALTHIERY Professeur des Universités, Université d'Angers, Angers Yves JUILLIERE Professeur des Universités, Université de Lorraine, Nancy
Directeur de thèse
Rosa-Maria GUÉANT-RODRIGUEZ Professeur des Universités, Université de Lorraine, Nancy, Co-directeur de thèse
Jean-Louis GUÉANT Professeur des Universités, Université de Lorraine, Nancy UMR Inserm 954, Laboratoire de Nutrition, génétique et exposition aux risques environnementaux
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Louis Pasteur
Louis Pasteur Louis Pasteur
Louis Pasteur
Tout d’abord je voudrais remercier le Professeur Jean-Louis Guéant, pour m’avoir accueillie dans son laboratoire, pour son soutien, sa patience, sa disponibilité et ses précieux conseils pendant ces années de thèse. Au cours de mon travail dans votre laboratoire, j'ai appris qu’il ne suffit pas de travailler dur pour devenir un bon scientifique, mais il faut surtout se poser les bonnes questions en les poursuivant avec une bonne ouverture d’esprit.
Je tiens également à lui exprimer toute ma reconnaissance pour m'avoir donné la liberté et la souplesse nécessaire pour poursuivre ce qui m'a intéressée dans la recherche, et en me permettant de penser librement comme un chercheur scientifique. Cette expérience sera très importante pour ma carrière et les tâches auxquelles vous m’avez associée m’ont vraiment permis de consolider mes connaissances et de les développer dans ma nouvelle vie. Merci pour tout.
Je souhaiterais exprimer ma gratitude au Professeur Yves Juillière pour la direction de ce travail.
Je tiens à remercier le Professeur Rosa-Maria Rodriguez-Guéant pour sa direction et tout ce qu’elle a fait pour moi pendant toutes ces années. Merci avant tout d’être pour moi plus qu’une directrice de thèse mais une très bonne amie, merci pour votre véritable gentillesse, votre enthousiasme et d’avoir été bienveillante avec moi.
Je remercie le Docteur Frédérique Savagner et le Professeur Patrick Hillon d’avoir accepté d’être les rapporteurs de ma thèse et pour l'intérêt que vous avez porté à évaluer ce travail.
Professeur Rémy Houlgatte et Professeur Yves Malthiery, Je vous remercie très sincèrement d'avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse.
Je tiens à remercier Monsieur le Docteur Patrick Brachet pour sa collaboration dans la réalisation de ce travail, principalement dans l’analyse protéomique.
Je remercie le Docteur Jean-Marc Alberto et Docteur Céline Chery, pour leur patience et
leur aide pendant toutes ces années et aussi pour leur amitié et leur humanité. Je tiens
également à remercier le Docteur Shyue-Fang Battaglia pour sa compagnie et Professeur
Bernard Namour et Professeur Laurent Peyrin-Biroulet pour leur soutien.
Je suis très reconnaissant à tous mes camarades de laboratoire et à l’hôpital pour leur aide et leur soutien : Violette, Dominique, Catherine, Deborah, Carine, Grégory, Remy, Elise, Vincent, Marc, Brigitte, Aude, Philippe, Pierre, Frank, Carole, Justine, Sophie et Thierry.
Un merci tout spécial pour le Docteur Jean.Giudicelli, madame Florence Coste et le Docteur Bernard Beck pour leurs nombreux conseils. Je veux aussi remercier madame Aline Caze pour son aide dans la mise en page de ma thèse.
Je suis très reconnaissant à tous mes amis au labo qui ont fait de 'Nancy une maison loin de la maison' pour moi. Leur compagnie merveilleux et soutien ont fait de ces années difficiles des études supérieures en douceur, amusantes et mémorables. Je remercie mes amis, Fereshte, Sarah, Rania, Eva, Sonia, Nicolas, Anais, Georges, Racha, Rose, Maatem, Hélène, Maira, Soufiane et Patrice pour avoir été à mes côtés chaque fois que j'en avais besoin. Merci aussi à Nazanin, Mojdeh et tous mes amis en Iran qui d'ailleurs ont gardé ma vie riche en plaisanterie.
Je voudrais également remercier mes parents et mes frères de leurs soutiens et de leurs encouragements. La philosophie de mes parents a toujours été de garder des objectifs plus élevés pour ma vie. La confiance qu’ils me portent est une grande source de motivation dans ma vie. Votre amour et votre soutien dans ce qui m'a permis de réaliser mes rêves.
En effet, je n'aurais jamais pu réaliser ce travail doctoral sans votre soutien.
Merci de tout mon cœur
Publications
Articles publiés
• Pooya S, Moreno Garcia M,Blaise S, Giudicelli, J, Alberto J,Guéant-Rodriguez R, Jeannesson E,Peyrin-Biroulet L,Bronowicki J,Guéant JL. Methyl donor deficiency impairs fatty acid oxidation through PGC-1α hypomethylation and decreased ER-α, ERR-α and HNF4-α, in rat liver. Journal of Hepatology, 2012, Apr 17.
[Epub ahead of print]PMID: 22521344
• Guéant Rodriguez RM, Spada R, Pooya S, Jeannesson E, Pharm D, Moreno Garcia MA, Anello G, Bosco P, Elia M, MD, Romano A, Alberto JM, Ziegler O, Juillière Y, Guéant JL. Homocysteine predicts increased NT-pro-BNP through impaired fatty acid oxidation. International Journal of Cardiology, 2012, Mar 27 [Epub ahead of print], PMID:22459404
• Bressenot A, Pooya S, Bossenmeyer-Pourie C, Gauchotte G, Germain A, Chevaux JB, Coste F, Vignaud JM, Guéant JL, Peyrin-Biroulet L. Methyl donor deficiency affects small intestinal differentiation and barrier function in rats. British Journal of Nutrition, 2012Jul 16:1-11. [Epub ahead of print]PMID: 22794784
• Moreno Garcia M,* Guéant-Rodriguez RM,* Pooya S,* Brachet P, Alberto JM, Jeannesson E, Guéant JL. Methyl donor deficiency induces cardiomyopathy through altered methylation/acetylation of PGC-1α by PRMT1 and SIRT1.
Journal of Pathology 2011 Nov; 225(3):324-35.
*Equal contribution
• Pooya S, Djalali M, Djazayery A, Saedisomeoliaa A, Reza Eshraghiana M, Toorang F. The efficacy of omega-3 fatty acid supplementation on plasma homocysteine and malondialdehyde levels of type 2 diabetic patients. Journal of Nutr Metab Cardiovasc 2010; 20:326-31.
Communications orales
• Advances and Controversies in B-Vitamins and Choline, Methyl Donor Deficiency influences development, mucosal barrier, inflammation, and innate immunity in the Small Intestine of New Born Rats, Leipzig, Allemagne, 08.03.2012
• Second Luxembourgish Nutrition Conference (Nulux), Dietary Composition, Pattern and Health. Methyl donor deficiency induces cardiomyopathy through altered methylation/acetylation of PGC-1a by PRMT1 and SIRT1. Luxembourg, 09.05.2011
• Scientific meeting Nutralor, Deficiency of methyl donors, fetal programming and disregulation of lipid oxidation. Institut national polytechnique de Lorraine (INPL), Nancy, France, 03.03.2011
Communications affichées
• 7éme Journée Claude Huriet de la recherche médicale de la faculté de médecine et du CHU de Nancy. Methyl Donor Deficiency impaires fatty acid oxidation through PGC-1α hypermethylation in rats liver, Nancy, France, 02.03.2012
• 6éme Journée Claude Huriet de la recherche médicale de la faculté de médecine et du CHU de Nancy. Methyl Donor Deficiency produces a Cardiomyopathy Related to Imbalanced
Methylation/Acetylation of PGC-1α and Modification of Expression of PPARs group, Nancy, France, 17.12.2010
• 8èmes journées francophones de nutrition - Maternal Methyl Donor Deficiency has related with the Cardiomyopathy in the postnatal rats, Lille, France, 08.12.2010
Tables des Matières
Abréviations --- 1
Contexte de l’étude --- 4
Données bibliographiques --- 6
Partie1 : Cycle de monocarbones --- 7
1. Homocystéine --- 7
2. Métabolisme de l’homocystéine --- 7
2.1. Voie de la réméthylation --- 7
2.2. Voie de la transulfuration --- 8
3. Adénosylhomocystéine (AdoHcy) --- 10
4. Facteurs favorisant une hyperhomocystéinémie --- 10
4.1. Facteurs nutritionnels --- 10
4.1.1. Les folates ou vitamine B9 --- 10
4.1.2. Vitamine B12 --- 11
4.2. Facteurs environnementaux --- 12
4.3. Facteurs Génétiques --- 13
Partie 2 : Pathologies en lien avec une hyperhomocysteinémie --- 15
1. Homocystéine et grossesse : --- 15
1.1. Facteurs nutritionnels et génétiques chez la femme.--- 15
1.2. Les changements de la concetration d'Hcy pendant la grossesse normale --- 15
1.3. Embryon, placenta, et développement fœtal --- 15
1.3.1. Anomalies du tube neural (NTD) --- 15
1.3.2. Cardiopathies congénitales --- 16
1.3.3. Développement du placenta --- 16
1.3.4. Taille du fœtus et retard de croissance --- 17
2. Homocystéine et maladies hépatiques --- 17
2.1. Stéatose hépatique --- 17
2.2. Stéatose hépatique chez l'homme --- 18
2.3. Stéatose hépatique chez l’animal --- 18
3. Hcy et maladies cardio-vasculaires --- 19
3.1. MCV chez l’homme--- 19
1.1. MCV chez l’animal --- 20
Partie 3 : Métabolisme énergétique mitochondrial --- 24
1 La chaîne respiratoire --- 24
1.1 NADH-ubiquinone oxydoréductase ou Complexe I: --- 25
1.2 Succinate-ubiquinone oxydoréductase ou Complexe II : --- 25
1.3 Complexe BC1 s ou ubiquinone cytochrome C réductase ou Complexe III : --- 26
1.4 Cytochrome C Oxydase ou Complexe IV : --- 27
1.5 F0F1-ATPase/ATP synthétase ou Complexe V : --- 28
1.6 NADH déshydrogénase ubiquinone flavoprotein 2 --- 29
1.7 NADH déshydrogénase ubiquinone alpha subcomplexe 10 --- 29
1.8 Chaperonin HSPD1 (heat shock 60kDa protein 1) --- 29
2 Transport à travers la membrane plasmique et activation des acides gras --- 30
3 Cycle de la β-oxidation --- 30
3.1 Régulation de la β-oxydation --- 32
3.2 Role de la Carnitine dans le métabolisme --- 32
3.3 Régulation de l'absorption de la carnitine cellulaire --- 34
3.4 Carnitine palmitoyl-transférase 1 (CPT1) --- 34
3.5 Fatty-acid-binding proteins (FABPs) --- 35
3.6 Acyl-CoA deshydrogénases --- 36
3.7 Mitochondrial trifunctional protein (MTP) --- 37
3.8 Electron-Transferring Flavoprotein (ETF) --- 37
3.9 Acyl-CoAthioestérases (ACOTs) --- 38
4 Les erreurs innées du métabolisme de l’oxydation des acides gras --- 39
4.1 Prévalence --- 39
4.2 Une brève description des troubles de l’oxydation des acides gras --- 39
4.2.1 Carence en transporteur de Carnitine plasmatique membranaire (OCTN2) --- 39
4.2.2 Déficit en carnitine palmitoyltransférase I (CPT I) --- 40
4.2.3 Déficit en carnitine/acylcarnitine translocase (CACT) --- 40
4.2.4 Déficit en acyl-CoA déshydrogénase des acides gras à chaîne très longue --- 41
4.2.5 Déficit en acyl-CoA déshydrogénase des acides gras à chaîne moyenne --- 42
4.2.6 Déficit en acyl-CoA déshydrogénase à chaînes courtes --- 42
4.2.7 Déficit en Acyl-CoA déshydrogénase 9 --- 43
4.2.8 Déficit en 3-hydroxyacyl-CoA déshydrogénase des acides gras à chaîne longue --- 43
4.2.9 Déficit en protéine trifonctionnelle mitochondriale --- 44
Partie 4 : Biogènese mitochondriale --- 46
1. Proliferator-Activated Receptor-γ Coactivateur-α (PGC1–α) --- 46
1.1. Signalisation de PGC-1 dans le cœur --- 47
1.2. Signalisation de PGC-1 et la fonction hépatique --- 47
2. PGCα et Récepteurs Nucléaires --- 48
2.1. Peroxisome Proliferator-Activated Receptor (PPARs) --- 49
2.1.1. Mécanisme général d’action des PPARs --- 50
2.1.2. PPARα --- 50
2.1.2.1.PPARα et β-oxydation peroxisomale --- 51
2.1.2.2.PPARα et β-oxydation mitochondriale --- 51
2.1.3. PPARβ --- 52
2.1.4. PPARγ --- 53
2.2. Hepatocyte nuclear factor 4 alpha (HNF4α) --- 53
2.3. Estrogene Receptor (ERα): --- 54
2.4. Estrogene Related Receptor (ERR) --- 55
3. Régulation de PGC-1α --- 57
3.1. Modifications post-traductionnelles --- 58
3.1.1. Méthylation --- 59
3.1.1.1.La famille des Arginine méthyltransférases --- 59
3.1.1.2.Les substrats de PRMT1 --- 62
3.1.2. Acétylation --- 62
3.1.2.1.GCN5 (general control of amino acid biosynthesis 5')--- 63
3.1.2.2.Sirtuines --- 64
3.1.2.3.Régulation de SIRT1 --- 65
3.1.2.3.1. Régulation de l’activité SIRT1 par l'état nutritionnel --- 65
3.1.2.3.2. Régulation de l’activité SIRT1 par le métabolisme NAD+ --- 66
3.2. Modification de PGC1 par acétylation/desacétylation --- 67
4. Interaction de PGC-1α avec SIRT1 et GCN5 (Fonctions métaboliques tissu-spécifiques) --- 68
4.1. Foie --- 68
4.2. Muscle squelettique et cardiaque --- 71
Objectif --- 73
Résultats --- 76
Partie 1 : Effets de la carence en groupement méthyles sur la dysrégulation de la bêta oxydation mitochondriale sur le myocarde de ratons à 21 jours --- 77
1. Analyse protéomique du myocarde --- 77
2. Etude de l’expression de protéines impliquées dans le métabolisme énergetique par Western Blot dans les cœurs des ratons--- 79
3. Ingenuity Pathway Analysis --- 79
4. Analyse de Western Blot des récepteurs nucléaires --- 81
5. Effets post traductionnels de PGC-1α --- 82
Partie 2: L’homocystéine prédit l’augmentation de NT-pro-BNP par perturbation de l’oxydation acide gras --- 84
1. Caractéristiques cliniques et biologiques des populations. --- 85
2. Association entre les peptides natriurétiques de type B (NT-proBNP et BNP), les acylcarnitines et l’homocystéine --- 87
2.1. Peptides natriurétiques et acylcarnitines en fonction des quartiles d’homocystéine --- 87
2.2. Correlation entre NT-pro-BNP et acylcarnitines plasmatique et aussi entre Hcy et acylcarnitines plasmatique chez 358 patients atteints de maladies cardiaques --- 89
2.3. Corrélation entre l’Hcy avec les acylcarnitines plasmatiques et le BNP chez les sujets âgés volontaires -- 90
3. Analyse de la carnitine et des acylcarnitines comme indicateurs des altérations des activités enzymatiques des enzymes de la bêta oxydation : --- 95
4. Influence des polymorphismes MTHFR, MTR et TCN2 sur le BNP. --- 96
Partie 3: Effets de la carence en donneurs de méthyles sur la bêta oxydation mitochondriale dans le tissu hépatique des ratons de 21 jours --- 98
1. Paramètres anthropométriques et biologiques. --- 98
2. Caractérisation de la stéatose hépatique.--- 99
3. Marqueurs histologiques et biologiques de fibrose et d’inflammation --- 100
4. Impact de la déficience sur le stress oxydant et le stress du réticulum. --- 102
5. Conséquence de la carence en groupements méthyles sur le stress du réticulum. --- 102
6. Altérations de la chaîne respiratoire mitochondriale et de l’oxydation des acides gras. --- 103
7. Modifications en la méthylation de PGC1-α et les conséquences sur les récepteurs nucléaires --- 106
Discussion/Conclusion --- 109
Partie 1 : Effet de la carence maternelle en donneurs de méthyles sur le myocarde des ratons --- 110
Partie 2: L’Homocystéine prédit l’augmentation de NT-pro-BNP par diminution de l’oxydation mitochondriale des acides gras --- 114
Partie 3 : La carence en donneurs de méthyle provoque un petit poids à la naissance et une stéatose hépatique --- 118
Conclusion générale --- 122
Bibliographie --- 125
Matériels et Méthodes --- 141
1. Modèle animal --- 142
1.1. Régime alimentaire --- 142
1.1.1. Contenu et specification du régime --- 143
1.2. Prelevement et gestion des échantillons --- 145
2. Etude de population --- 145
2.1. Sujets --- 145
2.1.1. Cohorte du service de cardiologie --- 145
2.1.2. Cohorte Oasi --- 146
2.2. Prélèvement et gestion des échantillons --- 146
3. Dosage plasmatiques / sériques et tissulaires --- 147
3.1. Métabolisme de l'homocystéine --- 147
3.1.1. Folates et vitamine B12 --- 147
3.1.2. Dosage de l'homocystéine, acide methylmalonique et acide succinique --- 150
3.1.3. Analyse de molecules adenylées (SAM/SAH) par derivation fluorescente --- 154
3.1.4. Concentration méthionine --- 155
3.2. Métabolisme lipidique --- 155
3.2.1. Triglycérides, cholestérol et lipides totaux --- 155
3.2.2. Concentration de Carnitine et acylcarnitines --- 156
3.3. Métabolisme énérgetique --- 157
3.3.1. Analyse NADH/NAD par séparation en HPLC --- 157
3.3.2. Analyse ATP/ADP/AMP et AMPC par séparation en HPLC --- 158
3.3.3. Peptides natriurétiques --- 160
3.3.4. Marqueurs du stress cellulaire (ALAT/ASAT) --- 160
3.3.5. Dosage Radio-Immunoassey de l’insuline --- 161
3.3.6. Dosage du glucose --- 162
4. Dosages enzymatiques --- 163
4.1. Mesure de l'activite methionine synthase (MTR) --- 163
4.2. Mesure de l'activite de la methylenetetrahydrofolate reductase (MTHFR) --- 165
4.3. Mesure de l'activite enzymatique de la cystathionine –β- synthase (CBS) --- 167
4.4. Bétaïne-Homocystéine Méthyltransférase (BHMT) --- 169
4.5. Mesure d’activité enzymatique de Sirt1 --- 169
4.6. Mesure d’activité enzymatique de Caspase-1 --- 172
5. Immunohistochimie --- 173
5.1. Inclusion des lames et coupe au cryostat --- 173
5.2. Technique d'immunohistochimie par fluorescence indirect --- 174
5.3. Duolink --- 176
5.4. Technique d'Immunohistochimie par Rouge Sirius et Masson Trichrome Stain kit --- 179
6. Western blot --- 180
6.1. Extraction des protéines à partir de tissu --- 180
6.2. Dosage des protéines par kit BCA --- 181
6.3. Electrophorèse analytique sur gel de polyacrylamide en condition dénaturante --- 183
6.3.1. Liste des anticorps primaires utilises en western blot --- 189
6.3.2. Liste des anticorps secondaire utilises en western blot --- 190
6.4. Déshybridation de membrane western blotting (STRIPPING) --- 191
6.5. Immunoprécipitation --- 192
7. RT-PCR --- 194
7.1. Extraction des ARN totaux --- 194
7.2. Dosage des ARN par Spectrophotometre --- 196
7.3. Transcription inverse des ARN (RT-PCR) --- 196
7.4. PCR semi-quantitative en temps réel --- 198
7.5. Préparation d'un gel d'agarose pour analyse qualitative d'ARN ou ADN par electrophorese--- 200
8. Génotypages --- 201
8.1. MTHFR, méthylènetétrahydrofolate réductase --- 202
8.2. MTR, Methionine Synthase --- 206
8.3. MTRR, Methionine Synthase Reductase --- 209
8.4. TCN2, TC II Transcobalamine --- 212
9. Analyses Statistiques --- 214
Liste des figures
Figure 01. Métabolisme de l’homocystéine 9
Figure 02. Structure de la vitamine B12 12
Figure 03. Anomalies du tube neural 16
Figure 04. Différents stades du développement (J13, J21) 21
Figure 05. Coupes du cœur de ratons âgés de 21 jours 21
Figure 06. Analyses fonctionnelle du cœur de rats témoin et carencé 22 Figure 07. Concentrations plasmatiques en dérives de carnitine chez les ratons 22 Figure 08. Détermination de l’expression d’OCTN2 par analyse immunhistochimique 22 Figure 09. Activité enzymatique des complexes de la chaîne respiratoire 23
Figure 10 NADH-ubiquinone oxydoréductase 25
Figure 11. Succinate-ubiquinone oxydoréductase 26
Figure 12. Ubiquinone cytochrome C réductase 27
Figure 13. Cytochrome C oxydase 28
Figure 14. F0F1-ATPase/ATPsynthétase 29
Figure 15. Cycle de la β-oxidation 31
Figure 16. Fonction de la carnitine dans le transport intracellulaire d'acyl- et d’acetyl-CoA 33 Figure 17. Localisation des transporteurs de CoA et d’acyl-CoA dans le cytosol et les mitochondries 34
Figure 18. Différentes formes d’Acyl-CoAdéshydrogénases 36
Figure 19. Electron-Transfer Flavoprotein 37
Figure 20. Schéma de la chaine respiratoire et de la β-oxydation 38
Figure 21. Intéraction de PGC-1 avec les récepteurs nucléaires 48
Figure 22. Schéma général de l’activation des PPARs 50
Figure 23. La régulation des récepteurs nucléaires des enzymes du métabolisme 56
Figure 24. Modifications post traductionnelles de PGC-1 58
Figure 25. La famille d’arginine méthyltransférase protéines 60
Figure 26. Types et des sites de méthylation d’arginine dans les queues des histones 61 Figure 27. La famille de SIRTIUN et sa localisation intracellulaire 65
Figure 28. Régulation de l’activité SIRT1 67
Figure 29. Modèle de régulation d’acétylation de PGC-1α 68
Figure 30. Régulation de PGC-1α dans le foie 71
Figure 31. Analyse protéomique 77
Figure 32. Analyse protéomique 78
Figure 33 L’expression de protéines impliquées dans le métabolisme énergetique 79
Figure 34. L’Ingenuity pathways analysis (IPA) 80
Figure 35 L’expression de protéines impliquées dans le métabolisme énergétique 82 Figure 36 L’expression de protéines impliquées dans la modification de PGC-1α 83 Figure 37. Concentration du NT-proBNP en fonction des quartiles d’Hcy 87 Figure 38. Concentration des acylcarinitines à chaîne courte, moyenne et longue en
fonction des quartiles d’homocystéine, chez les patients coronarographiés 88 Figure 39. Corrélations entre la concentration plasmatique des acylcarnitines à chaîne courte,
moyenne et longue avec Log de concentration plasmatique de NT-proBNP 89 Figure 40: Corrélations entre la concentration plasmatique des acylcarnitines à chaîne courte,
moyenne et longue avec Log de concentration plasmatique d’homocystéine 90 Figure 41. Concentration du BNP en fonction des quartiles d’Hcy et concentration des acylcarinitines 91 Figure 42. Concentration des acylcarinitines à chaîne courte, moyenne et longue en fonction
des quartiles d’homocystéine, chez les patients coronarographiés 91 Figure 43: Corrélation entre le Log de la concentration plasmatique en Hcy et le BNP chez des
sujets ayant une concentration en folates < 7 nmol /L 92
Figure 44. Influence de polymorphismes génétiques de MTHFR 677C>T et 1298A>C, MTR 2798A>G, etTCN2 776 C>G sur la concentration plasmatique de NT-proBNP 97 Figure 45. Microscopie électronique Stéatose hépatique modérée de type microvésiculaire 100 Figure 46. Marqueurs de fibrose et inflammation dans le foie des ratons témoins et carencé 100 Figure 47. Analyse de western blot de marqueurs de fibrose et d’inflammation 101 Figure 48. Expression du TNF-α par RT-PRC et activité de la Caspase-1 101
Figure 49. Activités des enzymes du stress oxydant 102
Figure 50. Conséquence de la carence en groupements méthyles sur le stress du réticulum 103
Figure 51. Activités de complexes de la chaîne respiratoire 103
Figure 52. Activités de la palmitoyl-CoA et de la palmitoyl-L-carnitine 104
Figure 53. Concentration de carnitine libre et totala 104
Figure 54. Correlation entre carnitine et S-adenosylmethionine 105
Figure 55: L’expression des protéines de la bêta oxydation et de la chaîne respiratoire 105 Figure 56. Analyse par western blot des mécanismes épigénomiques en relation avec altération
oxydation mitochondriale des acides gras 106
Figure 57. L’expression de protéines impliquées dans la modification de PGC-1α. 107
Figure 58. Activité enzymatique de SIRT1 107
Figure 59. Interaction d’ hypomethylated de PGC-1α avec PPAR-α, ERR-α et HNF-4α 108
Figure 60. Le mécanisme liée à la carence de groupement méthyle 110
Figure 61 Résumé de mécanismes liés à la carence en groupements méthyles et l’augmentation
d’homocystéine et des peptides natriurétiques 115
Liste des tableaux
Tableau .1 Causes d’une hyperhomocystéinémie 14
Tableau 2. Marqueurs métaboliques des acyl-caarnitines pour le diagnostique des nomalies de la
bet- oxydation 45
Tableau 3. Récepteurs nucléaires en interaction avec PGC-1α comme facteur de transcription 49
Tableau 4. Effets de l’activation de PPARα 52
Tableau 5. Caractéristiques cliniqueset biologiques chez les patients coronarographiés et chez les
sujets âgés 86
Tableau 6. Analyse univariéeet multivariéedesdéterminants du NT-pro-BNP
chez patients coronarographiés 93
Tableau 7. L'analyse univariée et multivariée des déterminants du BNP chez sujets âgés 94 Tableau 8. Ratios des acylcarnitinesselon le seuil pathologique du NT-proBNP et selon le
quartile de l’Hcy 96
Tableau 9. Paramètres anthropométriques et métaboliques de ratons à 21 jours 98 Tableau 10. Paramètres biologiques dans le tissu hépatique des ratons à 21jours 99
Abréviations
ACC: Acetyl CoA Carboxylase ACOT2: Acyl-coenzyme A thioesterase
ADMA: Dimethyl-Arginine, asymmetric antibody AdoCbl: Adenosylcobalamin
AdoHcy: S-adenosylhomocysteine AFU: Arbitrary fluorescence unit AG : Acides gras
AGL : Acides gras libres
Akt: Alpha serine/threonine-protein kinase ALAT: Alanine aminotransferase
Alpha-SMA: Alpha-Smooth Muscle Actin AND: Acide desoxyribonucleique Apo A-I: Apolipoprotein A-I
ASAT : Aspartate aminotransferase BAT : Tissu adipeux brun
BHMT: Betaïne-Homocysteine methyltransferase
BiP/GRP78: Immunoglobulin heavy chain-binding protein / Glucose-regulatory protein BNP: natriuretic peptide type B
Bp: Base pair - paire de base BSA: Bovine serum albumin BTG1: B-cell translocation gene 1
CARM1: Coactivator-associated arginine methyltransferase1 Cbl: Cobalamine
CBS: Cystathionine-β-synthase CGL: Cystathionine-β-lyase CHD: Coronary heart disease CNS: Central nervous system CoA: Coenzyme-A
COL1A1: Collagen, type I, alpha 1 COL1A2: Collagen, type I, alpha 2 COX: Cytochrome-c oxydase
CPT1: Carnitine palmitoyl-transférase CREB: cAMP response element-binding
Da: Dalton
DAC: Desacetylases
DAPI: 4', 6’-diamidino-2-phenylindole DBP: diatolic blood pressure
DHF: Dihydrofolate
DHFR: Dihydrofolate reductase DMG: Dimethylglycine
DNMT: DNA methyltransferase - ADN methyltransferase DNP: Dinitrophenol
DS: Sodium dodecylsulfate 5
DSVG : Dysfonction systolique ventriculaire gauche DTT : Dithiotreitol
EDTA: Ethylenediaminetetraacetic acid eNOS: Endothelial nitric oxide synthase ER : Estrogen receptor
ERK1\2: Extracellular signal-regulated kinase ERR: Estrogen related receptor alpha ETF: Electron-transferring flavoprotein FABP: Fatty acids binding protein FAD: Flavin adenine dinucleotide
FAO: Fatty acids oxidation GAR: Glycine and Arginine
GCN5: General control nondepressible (ubiquitous histone acetyltransferase) GLUT2: Glucose transporter 2
HADHA: Hydroxyacyl-Coenzyme A dehydrogenase/3-ketoacyl-Coenzyme A thiolase/enoyl- Coenzyme A hydratase (trifunctional protein), alpha subunit
HAT: Histones acetyltransferases Hcy: Homocysteine
HDAC: Histone deacetyltransferases HDL: High-density lipoprotein
HDL-C: High densitiy lipoportein-cholesterol
HERP: Homocysteine-inducible endoplasmic reticulum stress protein HNF4: Hepatocyte Nuclear Factor 4
HOMA: Homeostasis Model for Assessment of Insulin Resistance HSP60: Heat shock 60kDa protein 1 (chaperonin)
IDH3A : Isocitrate dehydrogenase [NAD] subunit alpha IL-1 beta : Interleukin-1 beta
IPA: Ingenuity Pathways Analysis IR-beta : Insulin receptor beta
KO: knock out
LBD: Ligand-binding domain
LCAD long-chain acyl-CoA dehydrogenase LVEF: left ventricular ejection fraction MAT: Methionine adenosyltransferase MCAD: Mcyl-CoA deshydrogenase MCM: Methylmelanoyl CoA mutase MCV: Maladies cardiovasculires MDA: Malondialdehyde
mHMG-CoAS: Mitochondries Hydroxymethylglutaryl-CoA synthase MMA: Methylmalonic acid
MMCoA: Methylmalonylcoenzyme A MMP2: Matrix metalloproteinase-2
MODY: Maturity onset diabetes of the young MTHFR: Methylenetetrahydrofolate reductase MTP: Mitochondrial trifunctional protein MTR: Methionine synthase
MTRR: Methionine synthase reductase
Nampt: Nicotinamide phosphoribosyltransferase enzyme NASH: Nonalcoholic steato-hepatitis
NDUFA10: NADH dehydrogenase (ubiquinone) alpha subcomplex 10 NDUFV2 : NADH dehydrogenase (ubiquinone) flavoprotein 2 NF-κB: Nuclear facture kappa B
NR2A1: Nuclear receptor subfamily 2, group A, member 1 NTD: Neural tube anomalies
NT-proBNP: N-terminal natriuretic peptide type B OCTN2: The organic cation/carnitine transporter
OR: Odds ratio
OSCP: Oligomycin sensitivity-conferring protein OXPHOS: Oxidative phosphorylation
PAGE: Polyacrylamide gel electrophoresis PBEF: Pre-B cell enhancing factor
PBS: Phosphate buffered saline PCR: Polymerase chain reaction
PGC-1: Proxisol proliferator activator receptor gamma coactivator alpha PL : Phospholipides
Pol2 : RNA polymerase II
PPAR alpha: Peroxisome proliferator-activated receptor PPAR gamma: Peroxisome proliferator-activated receptor PPREs : PPAR response elements
PRMT1 : Protein arginine methyl transferase PTM : Modification post-traductionnelle RE: Reticulum endoplasmic
RIP140: Receptor interacting protein 140 RNase: Ribonuclease
RNs: Recepteurs nucleares RPC: PGC-1-related coactivator RT: Reverse transcription
RT-PCR: Real-time Reverse Transcription-Polymerase RXR: Retinoid X receptor
SBP: systolic blood pressure
SCAD: Short-chain acyl-coenzyme A dehydrogenase SDMA Dimethyl-Arginine, symmetric antibody SHMT: Serine hydroxymethyltransferase Sir2: Silent information 2
Sirt1: Silent information regulator1 SOD: Superoxide dismutase
SREBP-1: Sterol regulatory element-binding protein 1 TBS: Tris buffered saline
TC II: Transcobalamine II
TGF beta-1: Transforming growth factor beta 1 THF: Tetrahydrofolate
TIMP-1: Tissue inhibitor of metalloproteinase 1 TML : Trimethyllysine
TNF-α : Facteur de nécrose de tumeur TORC2: Transcription coactivateur
TRAP: Thyroid Hormone Receptor-associated Proteins UCP: Uncoupling protein
VLCAD Very long-chain acyl-CoA dehydrogenase
Contexte de l’étude
Au cours du développement fœtal et postnatal, les tissus et les organes sont progressivement modelés, alternant période de prolifération, différenciation et apoptose, en réponse à des programmes génétiques et épigénétiques bien précis. Tout au long de ce cycle de développement, des facteurs alimentaires ou métaboliques modulent l’expression de certains gènes et toute inadéquation entre les apports nutritionnels et métaboliques, tant qualitatifs que quantitatifs, et les besoins précis de ces processus de maturation/formation durant la fenêtre qui leur est impartie, pourra résulter en un développement anormal ou en une fonction défectueuse de ces tissus ou organes, souvent irréversible.
Le chercheur britannique David Barker, apportait, en 1989 le lien entre la coronaropathie et la malnutrition pendant la vie fœtale. En effet, Barker a mené une étude auprès de 15000 personnes nées avec un poids insuffisant et constaté une forte incidence des maladies cardiovasculaires chez ces sujets. Des études ultérieures sont venues confirmer sa théorie appelée «hypothèse de Barker», selon laquelle l’environnement prénatal et périnatal influe sur les probabilités d’être atteint d’une maladie cardiovasculaire, obésité, insulino-résitance ou diabète, dans la vie adulte.
Au cours de l’embryogenèse, les donneurs de méthyles jouent un rôle essentiel dans les mécanismes épigénétiques et épigénomiques (méthylation/acétylation) qui influencent l’expression des gènes et la signalisation cellulaire et jouent un rôle important dans la physiopathologie du retard de croissance intra-utérin avec des répercussions au cours du développement et tout au long de la vie. Lors d'une carence en donneurs de méthyles, la dysrégulation de ces mécanismes épigénétiques et épigénomiques est observée dans le cerveau, le foie, le cœur et l’estomac.
Cependant, la plupart de ces études portent sur des carences protéino-énergétiques, peu d’études se sont intéressées aux carences de donneurs de méthyles (folates et B12).
Récemment, deux études faites en Inde et au Népal ont montré que la carence en B12 pendant la gestation est corrélée à un faible poids à la naissance et à une insulino-résistance.
La première partie de ce manuscrit est consacrée à une exposition des données bibliographiques relatives au sujet de cette thèse. La deuxième partie est dédiée aux articles publiés au cours de ma thèse qui ont permis de mieux comprendre les conséquences d’une
carence en donneurs de méthyles dans les périodes critiques de la vie (gestationnelle et lactation) sur le métabolisme énergétique du tissu hépatique et cardiaque dans un modèle animal, mais également sur une cohorte de sujets sains et cardiaques. La troisième partie consiste en une discussion de l’ensemble des résultats obtenus au cours de ce travail de thèse.
Enfin, la dernière partie est une annexe qui détail le matériel et méthode.
Données bibliographiques
Partie1 : Cycle de monocarbones
1. Homocystéine
L'homocystéine (acide 2-amino-4-mercaptobutyrique), a été synthétisée par Butz et Vigneaud [1] en 1932, elle doit son nom à sa structure analogue à la cystéine. L'homocystéine (Hcy) est un acide aminé soufré, formé par la déméthylation de la méthionine [2].
L'Hcy est synthétisée par toutes les cellules de l’organisme. L’Hcy n’est pas codée génétiquement et elle n’est pas incorporée dans la synthèse des protéines. Son rôle est de servir comme intermédiaire dans le métabolisme de la méthionine. Son catabolisme se fait principalement dans les tissus hépatique et rénal par deux voies : la voie de la reméthylation et la voie de la transulfuration (figure 1) [3]. Le métabolisme de l'Hcy est régulé par l’interaction entre des facteurs génétiques et nutritionnels et dépend largement de l'apport alimentaire en vitamines du groupe B: l’acide folique, la cobalamine, la pyridoxine, la riboflavine et dans une moindre mesure, la choline et la bétaïne [4]. Une carence dans l'un de ces micronutriments peut conduire à des perturbations du métabolisme de l'Hcy.
2. Métabolisme de l’homocystéine
L’Hcy est métabolisée selon deux voies : soit par reméthylation en méthionine, soit par transsulfuration en cystathionine (Figure 1). Chez l’Homme, 56 % de la méthionine transmethylée est catabolisée par la voie de trans-sulfuration en cystéine et le reste est remethylé en méthionine [5].
2.1. Voie de la réméthylation
Elle assure la reméthylation de l’Hcy en méthionine selon deux réactions enzymatiques distinctes.
La principale réaction fait intervenir deux enzymes : la 5-MéthylèneTétraHydroFolate (5- MTHF), donneuse de groupement méthyle dont la formation est sous la dépendance d’une enzyme, la 5,10-MTHF réductase, et la Méthionine Synthase (MS) dont le cofacteur est la vitamine B12. Ce transfert du groupe méthyl, qui permet la synthèse de la méthionine, n’est possible qu’en présence de méthylcobalamine ; d’où la synergie d’action entre la vitamine B9 et la vitamine B12.
L’activation de la méthionine en S-Adénosyl-L-Méthionine (SAM) se fait sous l’influence de la Méthionine-Adénosyl-Transférase (MAT) et nécessite une molécule d’ATP. La SAM,
principal donneur de groupement méthyle de l’organisme, cède ensuite ce groupement pour donner naissance à la S-Adénosine-L-Homocystéine (SAH). Cette molécule est hydrolysée en adénosine et en homocystéine par la S-Adénosyl-L-Homocystéine Hydrolase. Dans de conditions physiologiques, la SAH est hydrolysée en homocystéine et en adénosine par une réaction réversible qui est catalysée par SAH hydrolase. D'autre part, l'hydrolyse de SAH dépend de l'élimination efficace de l'Hcy par reméthylation en méthionine ou sa dégradation en cystéine, mais la constante d'équilibre de SAH hydrolase favorise la synthèse de la SAH plutôt que l'hydrolyse.
La deuxième réaction se déroule en grande partie au niveau du foie. Elle est de faible activité, et fait intervenir une enzyme hépatique, la bétaïne-homocystéine méthyltransférase (BHMT).
La BHMT joue un rôle clé dans la régulation du métabolisme de la méthionine par le maintien des concentrations hépatiques de la méthionine pendant les périodes de consommation inadéquate de cet acide aminé [6] et en éliminant de l'Hcy en excès [7]. La bétaïne est la molécule donneuse de groupement méthyle. Mais cette voie est moins importante que la précédente au niveau de la paroi vasculaire et même absente dans certains tissus, comme le tissu myocardique [8].
2.2. Voie de la transulfuration
La majorité de l’Hcy n'est pas reméthylée mais catabolisée en cystéine par la voie de la transulfuration. Cette voie permet à la méthionine d’apporter un atome de soufre pour la formation de cystéine.
Sous l’influence de la Cystathionine-β-Synthase (CBS), l’Hcy se condense ensuite avec la sérine pour former la cystathionine, elle-même clivée et désaminée en cystéine et en α-céto butyrate (par la Cystéine γ Lyase [CGL]).
Ces deux réactions nécessitent la présence d’un cofacteur enzymatique, le phosphate de pyridoxal ou vitamine B6.
Contrairement aux autres voies métaboliques, cette dernière est irréversible, ce qui a pour conséquence que la cystéine ne peut être un précurseur pour la synthèse de méthionine [9]. La suppression définitive de l'Hcy dans le cycle de la méthionine se produit par la voie de transsulfuration, réaction non réversible, qui implique deux enzymes vitamine B6- dépendantes : la cystathionine β-synthase (CBS) et la cystathionine γ-lyase (CSE) [10]. La
CBS condense l'Hcy avec la sérine pour former la cystathionine et ensuite, le CSE convertit la cystathionine en cystéine et α-cétobutyrate [11].
Chez l’homme, la CBS est exprimée dans le foie, les reins, les muscles, le cerveau et les ovaires mais aussi durant l'embryogenèse dans les systèmes neuronaux et cardiaques [3].
Après la naissance la CBS n’est plus exprimée dans les cardiomyocytes [8]. Le foie est l'organe principal de la dégradation de l'excès de méthionine, il permet le maintien de l'homocystéine à des niveaux adéquats grâce à un ensemble unique d'enzymes, incluant : MAT I / III, CBS, CTH, BHMT, GNMT (glycine N-méthyltransférase). Pour cette raison, dans le tissu hépatique il y a une concentration élevée de méthionine qui peut à son tour augmente la concentration d'AdoMet. Les principaux mécanismes régulateurs des niveaux d’Hcy sont l’inhibitionde de la MTHFR et l’activation de la CBS [12, 13].
Figure 1. Métabolisme de l’homocystéine
3. Adénosylhomocystéine (AdoHcy)
Il existe plus de cent méthyltransférases différentes. Chacune de ces réactions produit de la S- adénosylhomocystéine (AdoHcy) qui est un fort inhibiteur de la plupart des méthyltransférases. L’AdoHcy hydrolase (SAHH) hydrolyse l’AdoHcy en l'adénosine et en Hcy. L’équilibre métabolique de la SAHH favorise la formation d’AdoHcy. L'Hcy et l'adénosine toutes les deux ont besoin d'être métabolisées ou transportées hors de la cellule pour empêcher l'accumulation d’AdoHcy [3].
4. Facteurs favorisant une hyperhomocystéinémie
Les déterminants de l'homocystéine totale plasmatique sont complexes et impliquent des facteurs nutritionnels, environnementaux, et génétiques (Tableau 1).
4.1. Facteurs nutritionnels
4.1.1. Les folates ou vitamine B9
La vitamine B9, comme toutes les vitamines du groupe B, est hydrosoluble [14]. Les folates facilitent le transfert des unités mono-carbonées à partir de multiples biomolécules vers des nombreuses réactions biosynthétiques telles que la synthèse de purine et de pyrimidine, la synthèse de la méthionine à partir de l’Hcy [15].
Pour être métaboliquement active, l’acide folique doit être réduit par une enzyme, la dihydrofolate réductase, qui fixe d’abord 2, puis 4 atomes d’hydrogène sur la molécule, ce qui explique sa grande sensibilité à l’oxydation, donnant formation au tétrahydrofolate (THF) et ses dérivés qui sont les formes biologiquement actives de l'acide folique, ces dérivés sont des co-substrats spécialisés pour une variété d'enzymes impliquées dans métabolisme des mono carbones. Les principaux dérivés méthylés de folates sont : le N10-formyl tétrahydrofolate et le N5, N10-méthyléne tétrahydrofolate (5,10-MTHF) ce sont des donneurs de groupements méthyles pour la synthèse des nucléotides. Le N5-méthyltétrahydrofolate (5-MTHF) est un autre dérivé important biologiquement actif de l'acide folique produit à partir de 5,10-MTHF, la réaction étant catalysée par la méthylènetétrahydrofolate réductase (MTHFR) [11], ainsi on obtient un groupement méthyl qui servira pour la réméthylation de l’Hcy en méthionine par la méthionine synthase (MS). L'activité méthionine synthase est très importante pour maintenir d’une part une concentration en méthionine suffisante et d’autre part, pour empêcher l'accumulation d'Hcy dans la cellule. L’activité de la méthionine synthase nécessite comme cofacteur la vitamine B12 et dépend également de la présence d'une deuxième enzyme, la
méthionine synthase réductase, qui maintient la liaison entre méthionine synthétase et cobalamine dans son état réduit et complètement actif [14].
4.1.2. Vitamine B12
La vitamine B12 appartient à la famille des corrinoïdes. La structure tridimensionnelle de la B12 a été déterminée par Dorothy Crowfoot Hodgkin en 1956, en utilisant cristallographie aux rayons X [16]. Elle est constituée d’un noyau corrine et d’un ribonucléotide reliés entre eux par un pont amino2- propanol (Figure 2) :
• Le ribonucléotide : il résulte de la condensation de la 5,6 - diméthylbenzimidazole (=
base azotée) avec un sucre, le ribose 3’ phosphate.
Le noyau corrine : il est formé d’un atome de Co central relié à 4 noyaux pyrroles ainsi qu’à un ligand anionique (- X), dont la nature permettra de définir :
• La cyanocobalamine (- X = - CN), l’hydroxocobalamine (- X = -OH) : ces 2 composés sont à Co 3+, stables et utilisés en thérapeutique.
• La méthylcobalamine (- X = - CH3), et la 5’-désoxyadenosyl cobalamine (- X = -5’d Ad) sont les formes coenzymes actives (avec Co 1+).
Figure 2. Structure de la vitamine B12-(d’aprés Leninger Principles of Biochemistry, Firth Edition, 2008) [14]
La vitamine B12 est un nutriment essentiel qui fonctionne comme une coenzyme dans deux processus métaboliques : la conversion de la méthylmalonyl-CoA en succinyl-CoA par la méthylmelanoyl CoA mutase (MCM) au niveau de la mitochondrie. Et la réméthylation de l'homocystéine en méthionine par la méthionine synthase (MS) [5], au niveau du cytosol des cellules [17].
4.2. Facteurs environnementaux
Les principaux facteurs environnementaux qui contribuent à une hyperhomcystéinémie modérée, incluent l'âge, le sexe, certains médicaments et différentes conditions pathologiques.
Les personnes âgées ont des taux d’Hcy plus élevés. Dans ce groupe d’âge, le statut vitaminique a une influence majeure [18]. Les hommes ont une Hcy plus élevée que les femmes, ceci est dû à une plus grande masse musculaire, mais aussi aux effets des hormones sexuelles [19, 20]. L’hyperhomocystéinémie modérée peut-être liée à la prise des certains médicaments comme le méthotrexate, la phénytoïne, la carbamazepine qui interférent avec le métabolisme des folates, le monoxyde d’azote, qui inactivent la vitamine B12, l’azaribine qui
empêche l’activité de la CBS [21]. Les contraceptifs, la pénicillamine ou les oestrogènes oraux diminuent l’Hcy [21]. Mais d’une manière générale, des suppléments en folates et/ou en vitamine B12 sont suffisants pour abaisser le taux d’Hcy [22]. Des conditions pathologiques comme l’hypothyroïdie, l’insuffisance rénale, les affections inflammatoires (notamment intestinales), l’arthrite rhumatoïde, le psoriasis, le diabète de type II, les maladies lymphopro- lifératives et certains cancers (sein, ovaire, pancréas) peuvent augmenter les taux d’Hcy [23].
4.3. Facteurs Génétiques
Certains polymorphismes des enzymes intervenant dans le cycle des folates et de la reméthylation de l'homocystéine sont associés à une augmentation de la concentration en Hcy.
Il s'agit principalement des variantes génétiques des enzymes 5,10-Méthylènetétrahydrofolate réductase (MTHFR C677T [rs59514310 –avant rs1801130-], A1298C [rs1801131]), Méthionine synthase (MTR A2756G [rs1805087]), Méthionine synthase réductase (MTRR A66G [rs1801394]). De plus, un polymorphisme présent sur un des transporteurs sérique de la vitamine B12, la transcobalamine (TCN C776G [rs1801198]) peut également s'associer à une hyperhomocystéinémie moderée [24, 25].
Tableau 1. Causes d’une hyperhomocystéinémie
Légère (15–30 µmol/L)
• Insuffisance rénale légère à modérée
• Médicaments : antiépileptiques, méthotrexate, théophylline, médicaments immunosuppresseurs, fibrates, lévodopa, la metformine
• Hypothyroïdie
• Certains cancers
• Psoriasis
• Variantes génétiques du gène du méthylène tetrahydrofolate réductase (MTHFR) 677C>T
• Déficit en folates ou en vitamine B12
• Age
• Apport élevé en protéines
• Faible consommation de légumes ou de fruits
• Drépanocytose
Modérée (30–100 µmol/L)
• Insuffisance rénale terminale
• Carence modérée en vitamine B12
• Carence en folates
• Variante de MTHFR 677C>T associée à une carence en folates Sévère (≥ 100 µmol/L)
• Carence profonde en vitamine B12
• Déficit héréditaire en cystathionine béta-synthase
• Déficit héréditaire en méthylène tétrahydrofolate réductase
• Déficit héréditaire en méthionine synthase (MTR)
Partie 2 : Pathologies en lien avec une hyperhomocysteinémie
1. Homocystéine et grossesse :
1.1. Facteurs nutritionnels et génétiques chez la femme.
Comme mentionné précédemment, le sexe est un déterminant important de la concentration en Hcy, les femmes ont des concentrations plus basse [26]. Les femmes possèdent une masse musculaire plus faible, il est également montré que l’Hcy est associée positivement à la quantité de créatinine dans le sérum [27, 28] et inversement associée à la densité minérale osseuse chez les femmes [27]. En dehors de la grossesse, les hormones féminines, sous leurs formes endogènes ou synthétiques, sont inversement corrélées à l’Hcy [29, 30]. Après la puberté, l’Hcy est inférieure chez les femmes par rapport aux hommes et restera mois élevée chez les femmes tout au long de leur vie féconde [27]. L’Hcy a également été signalée être plus basse dans la phase lutéale que dans la phase folliculaire au cours du cycle menstruel [30] et dans la période féconde comparée aux femmes ménopausées [27].
1.2. Les changements de la concetration d'Hcy pendant la grossesse normale
Pendant la grossesse, l’Hcy est affectée par les mêmes facteurs que dans l'état de non- grossesse. Cependant, la variation considérable d’Hcy qui survient pendant la grossesse peut- être le résultat d'une adaptation physiologique à cette condition [29, 30]. Quelques études montrent que la concentration en Hcy maternelle est sensiblement réduite au cours des deux premiers trimestres de la grossesse par rapport aux concentrations de la période préconceptionelle [30, 31], cette réduction s’explique peut-êtrepar la supplémentation en acide folique [30]. Indépendamment de la cause, le taux d’Hcy diminue pendant la grossesse [3].
1.3. Embryon, placenta, et développement fœtal 1.3.1. Anomalies du tube neural (NTD)
Au cours de la grossesse, une déficience en folates augmente le risque d’une anomalie dans la formation du tube neuronal (Figure 3) [31, 32].
Figure 3. Anomalies du tube neural (d’après Daly et al 1995)[33]
1.3.2. Cardiopathies congénitales
Une concentration en Hcy maternelle plus élevée a également été associée à des malformations cardiaques congénitales. La moyenne en Hcy entre 3 et 6 mois après l'accouchement est plus élevée chez les mères des enfants atteints de malformations cardiaques congénitales que dans les contrôles [34].
1.3.3. Développement du placenta
Les ARN messagers correspondant à la méthionine synthase et à la 5,10-MTHFR sont fortement exprimés dans le placenta d’humain au cours de grossesse tandis que les niveaux d’expression des transcrits de la CβS et de la bétaïne-homocystéine méthyltransférase (BHMT) sont respectivement faibles et indétectables [35]. Une grande quantité de folates est donc nécessaire pour métaboliser l'homocystéine placentaire. Il a récemment été démontré que l'homocystéine peut traverser le placenta humain de la mère vers le fœtus [36].
