Propriétés biologiques des furanocoumarines

1.3.5 Propriétés biologiques des furanocoumarines

Les furanocoumarines sont des molécules capables d’interagir avec un large spectre de macromolécules telles que les acides nucléiques, les protéines et les lipides notamment lorsqu’elles sont soumises à un rayonnement UV (λ = 345 à 410 nm) (Schoonderwoerd et al., 1991). Ces molécules sont particulièrement photoréactives et peuvent former des adduits avec les macromolécules (Henegouwen

et al., 1989).

1.3.5.1 Réaction de photooxydation et photolyse

Les furanocoumarines ont la capacité de former des produits de photolyse lorsqu’elles sont soumises à un rayonnement UV. Suivant la nature des molécules et les conditions expérimentales, ce processus conduit à la formation de nombreux produits qui peuvent être classés selon leur mécanisme de production dans deux groupes : les produits formés par des mécanismes anoxiques (produits formés par cyclodimérisation ou addition de solvent) et les produits formés par des mécanismes oxiques (produits oxydés formés par l’addition de solvant ou par cassure de molécules) (Figure 8, p. 39) (Caffieri, 2002). Une furanoquinolinone de synthèse (4,6,9-triméthylfuro[2,3-h]quinolin-2(1H)-one) est capable de former des monoadduits et des liaisons covalentes avec l’ADN en présence d’UVA. Il en résulte la formation de nombreux produits de photolyse (Marzano et al., 2002).

Figure 8 : Réactions de photolyse et de photooxydation causées par les furanocoumarines.

Les furanocoumarines excitées par les UVA peuvent également générer la formation au niveau des mitochondries d’espèces oxygénées réactives (1O2, H2O2, H20˙) qui sont impliquées dans le processus d’apoptose (Mignotte and Vayssiere, 1998).

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1.3.5.2 Réaction de photodimérisation et photocycloaddition

Les coumarines et les furanocoumarines sont capables de former des dimères ce qui aboutit à la formation de nombreux isomères (Rojas-Lima et al., 1999; Zdero et al., 1990). La réaction de dimérisation s’effectue après une induction aux UV sur les doubles liaisons C3=C4 aboutissant à la formation de 4 isomères chez les coumarines (trans-head-to-head (tHH), trans-head-to-tail (tHT), cis

head-to-head (cHH) et cis-head-to-tail (cHT)) (Figure 9, p. 40) (Schonberg etal., 1968) et à la formation de principalement deux isomères dans le cas du psoralène (trans-head-to-head (tHH), trans-head-to-tail (tHT)) (Zdero et al., 1990). Ces réactions de photocycloaddition permettent de générer un grand nombre de nouvelles molécules qui peuvent présenter un intérêt pour l’industrie pharmaceutique (Lin et al., 2010; Sinkel et al., 2011).

Figure 9 : Réactions de photodimérisation de composés coumariniques (Kitamura etal., 2005). cHH :

cis-head-to-head ; tHH : trans-head-to-head ; cHT : cis-head-to-tail ; tHT : trans-head-to-tail.

Le psoralène peut également interagir avec les carbones C3=C4 et/ou C4’=C5’ de molécules insaturées possédant une ou plusieurs doubles liaisons. Dans le cas de mono-adduit, 8 isomères peuvent être générés à partir du psoralène (Figure 10, p. 41). Des di-adduits peuvent être générés sur les furanocoumarines et dans le cas du psoralène ils conduisent à la formation de 16 isomères. Cette

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propriété biologique est à l’origine de la photoaddition des furanocoumarines sur les acides gras insaturés.

Figure 10 : Réactions de photocycloaddition du psoralène avec un groupement éthylène substitué (Kitamura et al., 2005).

1.3.5.3 Interactions avec les acides nucléiques

Musajo fut le premier à décrire la photoaddition des furanocoumarines avec l’ADN (Musajo et al., 1965). La réaction de photocycloaddition du psoralène et de ses dérivés sur les bases pyrimidiques de l’ADN se déroule dans le noyau de la cellule (Cadet et al., 1992; Sasaki et al., 1988). Cette réaction comprend trois étapes. Dans un premier temps, les furanocoumarines s’intercalent entre les doubles brins d’ADN par la formation de liaisons hydrogènes de faible énergie (Figure 11-A, p. 42). Dans un second temps, une exposition à un rayonnement UV (λ = 315 - 400 nm) et/ou visible va activer la furanocoumarine qui va former des liaisons covalentes entre les carbones C3=C4 du noyau pyrane et/ou C4’=C5’ du noyau furane avec une base de l’ADN (Figure 11-B, p. 42). Enfin, si la conformation de

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l’ADN le permet, une deuxième réaction de photocycloaddition peut avoir lieu sur l’autre brin d’ADN (Figure 11-C, p. 42) (Serrano-Pérez et al., 2008).

Figure 11 : Représentation schématique de la photocycloaddition du 8-méthoxypsoralène (8-MOP) sur les thymines des deux brins d'ADN (Kitamura et al., 2005) .

Le complexe ainsi formé empêche la fixation de polymérases et de transcriptases et bloque ainsi la réplication et la transcription de l’ADN ce qui explique le caractère antimitotique et mutagène des furanocoumarines (Dardalhon et al., 1998; Kevekordes et al., 1999). Les furanocoumarines forment préférentiellement des liaisons covalentes avec la thymine plutôt qu’avec l’adénine. Les régions de l’ADN riches en séquences poly[dA-dT].poly[dA-dT] sont les plus favorables à l’établissement de liaisons avec les furanocoumarines (Kang et al., 1992).

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1.3.5.4 Interactions avec les acides gras insaturés

Les furanocoumarines soumises à un rayonnement UV peuvent endommager les membranes cellulaires en interagissant avec les lipides dont elles sont majoritairement constituées. Il existe deux types de réactions entre les furanocoumarines et les lipides membranaires : 1) une réaction induite par des formes oxygénées réactives qui conduit à la peroxydation des acides gras insaturés, 2) une réaction de photocycloaddition des furanocoumarines avec les acides gras insaturés qui pourrait stimuler la mélanogénèse (Dall’Acqua and Martelli, 1991; Zarebska etal., 2000).

Figure 12 : Représentation schématique de l'implication des photocycloadditions de furanocoumarines avec des acides gras insaturés dans l'activation de la mélanogénèse (Zarebska et al., 2000).

L’établissement de liaisons covalentes entre les carbones C3=C4 du cycle pyrane et/ou du cycle furane avec un acide gras s’effectue selon les mêmes mécanismes réactionnels mis en jeu avec les acides nucléiques (Dall’Acqua and Martelli, 1991; Frank et al., 1998). La photocycloaddition des furanocoumarines sur les phospholipides active la phospholipase A2 (PLA2) qui va dégrader le complexe formé et générer l’accumulation d’acides gras liés aux furanocoumarines dans le cytosol. Ces photoadduits vont mimer l’action du diacylglycérol (DAG) et activer la protéine kinase C (PKC) permettant la phosphorylation de nombreuses protéines et conduisant à une activation de la mélanogénèse (Figure 12, p. 43) (Anthony et al., 1997; Gordon and Gilchrest, 1989).

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1.3.5.5 Interactions avec les protéines

Des expériences menées sur des cellules de rats traitées successivement avec du 8-MOP et un rayonnement UV montrent que 57 % du 8-MOP est lié aux protéines contre 26 % lié aux lipides et 17 % lié à l’ADN (Henegouwen et al., 1989). La photoaddition de furanocoumarines se fait sur une large gamme de protéines, telles que les ribonucléases, les lyzozymes, les histones, l’albumine bovine, les glutamate déshydrogénases ou encore les ADN polymérases I d’E. coli (Schmitt et al., 1994). Des études complémentaires ont montré que l’oxygène était nécessaire dans toutes ces réactions sauf pour la photoaddition aux ADN polymérases (Schmitt et al., 1995). L’isolement et la caractérisation partielle d’un photoadduit formé par le psoralène et la tyrosine furent réalisées pour la première fois par Sastry (Sastry, 1997). Plus récemment, une étude a montré que les furanocoumarines pouvaient inhiber l’activité des topoisomérases I en se photoadditionnant avec le complexe ADN/topoisomérase (Diwan and Malpathak, 2009). Les réactions de photoaddition des furanocoumarines avec un large éventail de protéines conduisent à des perturbations cellulaires importantes comme la modification de signaux cellulaires, l’induction et/ou la répression de facteurs de transcription, ou encore l’inactivation d’enzymes. Enfin des interactions avec des enzymes de la famille des P450s ont été décrites. Ceci sera développé ultérieurement dans une partie dédiée à ce point (cf. 3.6. P450s et inactivation autocatalytique, p. 65).