Fonctionnement et stabilité de l’écosystème ● Diversité spécifique versus diversité fonctionnelle ● Diversité spécifique versus diversité fonctionnelle

Les changements produits par les perturbations sur la structure des communautés planctoniques peuvent avoir des conséquences sur le fonctionnement de l’écosystème. Les effets sur les espèces dominantes, les espèces clefs, les espèces ingénieurs et les interactions entre espèces peuvent influencer le fonctionnement de l’écosystème (Hooper et al. 2005) ainsi que sa stabilité (McCann 2000). En effet, plus la diversité est importante, plus les espèces peuvent occuper des niches écologiques différentes, donc plus la structure de l’écosystème sera complexe : dans ce cas, la diversité spécifique peut avoir un impact important sur le fonctionnement de l’écosystème, mais aussi sur sa stabilité (McCann 2000, Duffy 2002). Ceci implique que les espèces de l’écosystème aient des fonctions différentes (ou diversité fonctionnelle) dans l’écosystème : si toutes les espèces d’un écosystème ont la même fonction (ou occupe la même niche), les liens entre espèces seront faibles donc la structure de l’écosystème ne sera pas complexe et les espèces ne seront pas capables de produire des réponses différentes face à une perturbation (McCann 2000). De ce point de vue, la diversité fonctionnelle semble avoir un impact plus important sur le fonctionnement et la stabilité des écosystèmes que la diversité spécifique, même si elles peuvent être fortement corrélées dans beaucoup de cas (Tilman et al. 1997, Downing & Leibold 2002).

● Les réseaux trophiques planctoniques

L’une des approches possibles dans la compréhension du fonctionnement des écosystèmes et de leur stabilité est l’étude des relations trophiques entre espèces,

174 particulièrement par les réseaux trophiques planctoniques (Ulanowicz 1986, 1997). Les réseaux trophiques planctoniques sont une approche fonctionnelle de l’écosystème : ils sont, en effet, construits en regroupant des espèces ayant la même fonction dans l’écosystème (par exemple, par le régime alimentaire) ou le même niveau trophique (producteurs primaires, secondaires…). En milieu marin, Legendre et Rassoulzadegan (1995) ont défini un continuum de quatre réseaux trophiques planctoniques : le ‘réseau herbivore’, le ‘réseau multivore’, le ‘réseau microbien’ et la ‘boucle microbienne’. La mise en place de ces réseaux va dépendre des conditions physico-chimiques du milieu qui conditionnent la dominance des espèces planctoniques. Le ‘réseau herbivore’ est caractérisé par la production de phytoplancton (diatomées) et de zooplancton (copépodes) de grande taille alors que la boucle microbienne l’est par des espèces plus petites, notamment par une forte production bactérienne (cf Etat de l’art). A chaque type de réseaux trophiques est associé des propriétés émergentes de l’écosystème : le réseau herbivore est défini comme un réseau à forte efficacité écotrophique (transfert d’énergie entre les différents niveaux trophiques) et à forte exportation de matière, la boucle microbienne engendre par opposition un fort recyclage de la matière et une faible efficacité écotrophique (Legendre & Rassoulzadegan 1995).

2.3. Les objectifs du chapitre

Pendant la nuit du 27 au 28 Février 2010, une tempête a gagné la côte Atlantique française. La concordance entre une faible pression atmosphérique, une marée haute à fort coefficient et un vent fort (130 à 160 km.h^-1) a provoqué une élévation de 7 mètres de la mer (com. pers. Eric Chamillon). Dans le département de Charente-Maritime, la mer est passée au-dessus des digues protégeant les marais d’eau douce et a provoqué leur submersion. Parce que la pente dans les marais est faible, la mer est entrée jusqu’à 10 km à l’intérieur des terres, particulièrement dans les marais de l’estuaire de la Sèvre Niortaise. Cette tempête est arrivée deux semaines après le début d’un échantillonnage hebdomadaire s’étendant sur deux mois qui avait pour but originel de caractériser la succession des réseaux trophiques planctoniques au moment du bloom printanier, période qui s’est avérée charnière dans le chapitre précédent.

Dans un tel contexte, l’objectif de ce suivi a donc changé. L’objectif général de ce chapitre est désormais de comprendre l’impact de la tempête Xynthia sur les réseaux trophiques planctoniques.

Le premier objectif est d’évaluer la résilience pélagique des marais en observant la succession des réseaux trophiques planctoniques après la tempête et de proposer un indicateur

175 simple de résilience. Afin d’atteindre cette objectif, il a été nécessaire dans un premier temps de caractériser la typologie des réseaux trophiques planctoniques en utilisant une estimation des flux et des biomasses des différents compartiments planctoniques. La mise en place de protocole d’estimation de flux étant lourdes à mettre en place, le sous-objectif a été de trouver des indicateurs simples permettant de qualifier ces réseaux trophiques : pour cela, les biomasses seules des compartiments planctoniques ont été étudiées ainsi que les traits fonctionnels du phytoplancton et du mésozooplancton.

Le second objectif est de comparer la succession des réseaux trophiques durant la tempête sur la base des théories sur les successions écologiques (Ulanowicz 1986, Frontier & Pichod-Viale 1995, Connell 1997, Hygum et al. 1997).

176 2- Matériels et Méthodes

2.1- Stratégie d’échantillonnage

Quatre stations ont été échantillonnées de manière hebdomadaire de la mi-février à la mi-avril 2010. Deux des stations sont localisées dans les marais réalimentés du Nord Rochefort (stations R) et deux dans les marais drainés non-réalimentés de l’estuaire de la Sèvre Niortaise (stations D). Pour chaque type de marais, une des deux stations est localisées près de la porte à la mer (stations externes De et Re) et l’autre à l’intérieur des terres (Stations internes Di et Ri) (Figure 4.1). Ces stations correspondent aux stations 6 (Di), 13 (De), 20 (Re) et 39 (Ri) du suivi patrimonial de l’UNIMA. Toutes les stations sont situées dans des canaux primaires de dimensions comparables. Les principales caractéristiques des stations sont recensées dans le Tableau 4.1.

Tableau 4.1 : Principales caractéristiques structurelles et anthropiques des marais étudiés (BV : bassin versant ; N : source de réalimentation naturelle ; P : source de réalimentation anthropique, STEP : Station d’épuration)

Station Surface du BV (ha) Pourcentage du Marais par rapport au Bassin versant (%) Sources de Réalimentation Occupation du sol dominante Linéaire de canaux (m.ha-1) Pourcentage de canaux primaires (%) Apports urbains

6 4716 54 Nappe Phréatique (N) Cultures 62 15

13 6971 19 Nappe phréatique (N) Prairies

/Cultures

106 55 STEP

20 1325 36 Charente (en été, P) Prairies 123 12 STEP

Rejets pluviaux

39 982 90 Charente (en été, P) Prairies 121 13

Pour chaque station, les paramètres du milieu (T, S) ont été relevés directement sur le terrain à l’aide d’une sonde multifonctions (WTW Multi 340i Set). De la même manière, trois flacons en verre (réplicats) ont été remplis directement avec l’eau du milieu siphonnée et fixée par les réactifs 1 et 2 préconisés selon la méthode de Winkler (Aminot et Kérouel, 2004) afin de mesurer les concentrations en dioxygène (O2) et en déduire les pourcentages de saturation en oxygène de l’eau (%O₂) à partir des températures (T) et salinités (S) in situ. 30L d’eau ont été prélevés grâce à une perche à carrelet in situ puis ramenés au laboratoire pour la mesure des différents paramètres.

177 2.2- Analyse en laboratoire

Les concentrations en nitrates (NO₃), nitrites (NO₂) et phosphate (PO₄) ont été mesurées par un Axflow Auto Analyser 3 (Bendschneider & Robinson 1952, Murphy & Riley 1962) et l’ammonium (NH4) selon le protocole d’Aminot et Kérouel (2004).

Les biomasses chlorophylliennes ont été évaluées par classes de taille par fluorimétrie (Lorenzen, 1965). La biomasse de la fraction 20-200µm (microphytoplancton) a été obtenue par filtration sur filtre polycarbonate de porosité 20µm, celle de la fraction 3-20µm (nanophytoplancton) par filtration de l’eau résiduelle sur filtre polycarbonate de porosité 3µm et enfin celle de la fraction <3µm (picophytoplancton) par filtration de l’eau résiduelle sur filtre GF/F de porosité 0,47µm. Les équations de Lorenzen (1967) ont permis d’établir les concentrations en chlorophylle a et en phéopigments à partir des mesures de fluorescence avant et après acidification à l’HCl 0,3µM.

Afin de caractériser la succession des réseaux trophiques, la biomasse de chaque compartiment planctonique a été évaluée ainsi que les flux suivants : production primaire, production bactérienne, broutage du phytoplancton par le zooplancton.

2.2.1. Biomasses planctoniques

La biomasse des bactéries hétérotrophes et du picophytoplancton a été estimée par un cytomètre de flux (Troussellier et al. 1993) et l’abondance des nanoflagellés hétérotrophes par comptage au microscope à épifluorescence (Bloem et al. 1986 ).

Afin d’évaluer la diversité et les abondances des espèces nano- et micro- phytoplanctoniques, un échantillon d’eau (100mL) a été fixé au lugol alcalin (2% final) puis stocké en chambre froide (4°C). Le comptage a été réalisé par la méthode Utermöhl (1958) qui a permis l’identification à l’espèce ou au moins jusqu’au genre. Cette identification s’est accompagnée d’un relevé de la forme et de la mesure des dimensions afin de pouvoir évaluer le biovolume correspondant pour chaque individu planctonique présent (phytoplancton et cyanobactéries). Les dimensions ainsi relevées ont servies à la conversion des individus en biovolumes. Cette conversion a été effectuée par les formules d’Hillebrand et al. (1999). Sur le même échantillon, l’abondance des ciliés a été estimée par la méthode Utermöhl (1958).

Afin d’évaluer la diversité et les abondances des espèces mésozooplanctoniques, Le mésozooplancton a été échantillonné à l’aide d’un filet à plancton de vide de maille 200µm. Un volucompteur fixé sur le filet permettait de connaitre le volume filtré (John et al., 2001; Nayar et al., 2002). Un comptage en loupe binoculaire a permis l’identification jusqu’au plus

178 petit niveau taxonomique possible (Copépodes, Cladocères, larves planctoniques et d’insectes, rotifères).

2.2.2. Productions

La production bactérienne a été estimée par mesure de l’incorporation de thymidine tritiée ([³H] thymidine) par les bactéries (Riemann et al. 1982). Pour cela, de l’eau préfiltrée sur 200µm a été incubée pendant une heure en incorporant une solution de concentration connue de [³H] thymidine (0.185 MBq quantité finale). Le taux d’incorporation de ³H-thymidine a été converti en taux de production en utilisant un facteur de conversion de 2,7 × 10¹⁷ cellules produites par mole de thymidine incorporée. Des expériences préliminaires mesurant à la fois la croissance bactérienne et l’incorporation de thymidine ont permis de définir ce facteur de conversion ainsi que le temps d’incubation.

La production primaire a été mesurée par deux méthodes : (i) une méthode basée sur la production d’oxygène par le phytoplancton et (ii) une méthode basée sur l’assimilation du carbone organique dissous par le phytoplancton en utilisant un radiotraceur (Steeman Nielsen 1952) afin de pouvoir intercalibrer ces deux méthodes :

- Afin de mesurer les productions d’O2 pendant le jour (Pj) et sur 24h (Pn), les 6 flacons en verre remplis sur le terrain ont été placés dans un mésocosme dans lequel la température était similaire à celle de la station. Trois d’entre eux ont été fixés avec les réactifs 1 et 2 à la fin de la journée solaire (production pendant le jour) et les 3 autres à 8h le lendemain matin (production nette sur 24h). Les concentrations en oxygène ont été mesurées selon la méthode de Winkler décrite dans Aminot et Kérouel (2004).

- Les productions primaires brutes par classe de taille (pico-, nano- et micro-phytoplancton) ont été mesurées à partir de l’incorporation du carbone par la méthode d’incorporation du ¹⁴C mise au point par Steeman et Nielsen (1952). Le protocole suivi est similaire à celui de Moutin ou Marquis (Moutin et al., 1999 ; Marquis, 2007). Pour des raisons techniques, ces productions n’ont pu être évaluées qu’entre les semaines 2 et 5.

2.2.2. Broutage du phytoplancton par le zooplancton

Les broutages par le microzooplancton (Gmicro) et le mésozooplancton (Gmeso) ont été mesurés par des expérimentations « proies-prédateurs », pour les différentes fractions phytoplanctoniques (Campbell et al. 2009). L’évaluation du broutage se fait après incubation de 24 heures en bouteille de polycarbonate contenant de l’eau de la station préalablement préfiltrée sur 200µm par siphonage. Trois bouteilles ont été remplies avec de l’eau préfiltrée

179 sur 63 µm afin d’enlever le microzooplancton (P_témoin) et 9 bouteilles remplies avec de l’eau préfiltrée sur 200µm. Sur ces 9 bouteilles, 3 ont servi à estimer la biomasse chlorophyllienne fractionnée avant incubation (3 réplicats, T₀) et 3 ont été utilisées pour estimer le broutage du microzooplancton (Gmicro) par comparaison aux Ptémoin. Enfin un volume de mésozooplancton correspondant à un nombre de 100 prédateurs estimés par observation sous loupe binoculaire a été rajouté à 3 autres bouteilles pour estimer le broutage avec mésozooplancton (Gméso). Au bout d’une incubation de 24 heures sans lumière, la biomasse chlorophyllienne par classe de taille a été évaluée. La comparaison des concentrations chlorophylliennes avant, après incubation et par rapport au témoin permet d’obtenir le coefficient de croissance (k ; pour les expérimentations sans prédateurs) et celui de prédation (g ; pour les expérimentations sans prédateurs) selon les équations de Frost (1972). Ces coefficients permettent à la fois de calculer le taux d’ingestion et la pression de broutage. Les échantillons de mésozooplancton ont été fixés à T0 et à 24h d’incubation afin de ré-estimer les densités exactes de prédateurs dans les incubateurs.

2.3- Traitement statistique des données

180 Partie 1 : Evaluation de la résilience dans les marais

1.1. Caractérisation de la typologie des réseaux trophiques planctoniques et