Conservation de l’échantillon

Médicaments

Afin d’évaluer l’effet de la congélation à -20 °C sur l’intégrité de l’échantillon, des eaux d’entrée et de sortie de STEP ont été prélevées le 08/11/11, réparties brutes et filtrées dans des séries de flacons en PEHD (1 flacon pour chaque durée de conservation) puis congelées. Les échantillons ont été analysés aussitôt puis après 1 semaine, 2 semaines, 3 semaines, 4 semaines, 3 mois, 6 mois et 1 an. L’échantillon T0 a été extrait immédiatement après filtration. Les échantillons suivants ont été mis à décongeler la veille de la manipulation et les eaux brutes ont été filtrées après décongélation. Des aliquotes d’eaux filtrées ont également été conservées en flaconnage en verre borosilicaté et analysées à 3 mois, 6 mois et 1 an.

Les résultats concernant la carbamazépine et l’ibuprofène lors du vieillissement d’échantillons congelés d’eaux d’entrée de STEP, représentatifs du comportement général des molécules étudiées, sont présentés Figure 60.

Figure 60. Résultats du test de conservation pour la carbamazépine et l’ibuprofène dans les eaux d’entrée de STEP. n=3. Le T0 brut n’ayant pas de réalité opératoire puisque toutes les analyses sont effectuées sur eaux filtrées, il est donné égal

au T0 filtré.

Aucune différence significative n’est observée entre les échantillons stockés bruts et les échantillons stockés filtrés sur ces molécules. En outre, le matériau du flacon n’a pas d’impact sur les concentrations mesurées.

En revanche, une diminution de 20 à 40 % est observée entre le T0 et la moyenne des points suivants. Au-delà de la première semaine, le vieillissement au congélateur n’affecte pas les concentrations mesurées. Les résultats concernant les eaux de sortie de STEP mènent à des conclusions identiques. Le pourcentage de perte entre le T0 et la moyenne des résultats sur toutes les durées de congélation (eaux filtrées, flacon PEHD) est présenté Figure 61 pour toutes les molécules étalonnées avec leur homologue marqué, c’est-à-dire quantifiées de manière la plus juste et la plus répétable (cf. section 1.4 de ce chapitre). La liste des molécules est réduite car l’analyse du

Figure 61. Pourcentage de perte entre le T0 et la moyenne des résultats sur toutes les eaux congelées pour les molécules quantifiées avec leur homologue marqué dans les eaux congelées filtrées dans du PEHD. Nordiazépam et diazépam ne

sont pas détectés dans les échantillons d’entrée.

A l’exception de la fluoxétine, toutes les molécules subissent des pertes lors de la congélation de l’échantillon, de 16 % (aténolol) à 43 % (ibuprofène). La matrice n’induit pas de différence.

Afin de déterminer si la perte est due à une adsorption sur les parois du flacon, les flacons en PEHD et en verre borosilicaté de l’échantillon de sortie « T0 + 1 an filtré » ont été extraits une fois vides et rincés à l’eau Vittel par le mélange de solvant d’élution aux ultra-sons. Par ailleurs, un prélèvement additionnel de cet échantillon stocké dans un flacon en PEHD a été plongé dans un bain à ultra-sons lors de sa décongélation. Les flacons vides contiennent des traces d’analytes, de l’ordre du nanogramme (Figure 62), représentant moins de 1 % de la masse d’analyte quantifiée dans l’échantillon. Les résultats sur l’échantillon décongelé aux ultra-sons, présentés Figure 63, ne montrent pas de différence significative entre les conditions de stockage et de décongélation.

Les pertes observées ne sont donc pas imputables à une séquestration des analytes sur le contenant de l’échantillon. Ces expériences ayant porté sur des eaux riches en matière organique, l’hypothèse de la séquestration des analytes par la phase colloïdale selon le type de matrice pourrait être envisagée dans des études ultérieures.

Figure 62. Masse de contaminant séquestré dans le contenant.

Figure 63. Concentrations relevées sur l’échantillon de sortie de STEP T0 + 1 an selon les conditions de stockage et de décongélation. n=3.

Puisqu’il n’est pas envisageable de s’affranchir d’un point de vue opératoire de la phase de conservation, l’intérêt du dopage en étalons internes préalablement à la congélation dans le but de compenser les pertes en natifs a été évalué.

Des eaux d’entrée et de sortie de STEP, prélevées le 27/06/12, ont été filtrées et réparties en deux lots de flacons, les uns dopés en étalons internes, les autres non, pour analyse immédiate (T0) puis après 1 semaine, 2 semaines et 3 semaines. Les échantillons non dopés en étalons internes le sont juste avant analyse, après décongélation, en accord avec le protocole usuel.

Les résultats concernant la carbamazépine et l’ibuprofène dans les eaux d’entrée de STEP sont présentés Figure 64. Sans dopage en étalons internes avant congélation, les pertes respectives pour ces deux composés sont en moyenne de 23 et 22 %, respectivement. Elles deviennent négligeables et comprises dans la barre d’erreur du T0 dans le cas d’un dopage préalable à la congélation.

Figure 64. Résultats du test de conservation avec dopage en EI pour la carbamazépine et l’ibuprofène dans les eaux d’entrée de STEP. n=3.

Comme précédemment, le pourcentage de « perte » entre le T0 et la moyenne des résultats de tous les échantillons congelés est présenté pour toutes les molécules quantifiées avec leur homologue marqué (Figure 65). Les concentrations inférieures à la LQ ont été écartées.

Figure 65. Pourcentage de perte entre le T0 et la moyenne des points suivants pour les molécules fidèlement quantifiées dans les eaux d’entrée en fonction du dopage en étalons internes.

Sans dopage en étalon interne avant congélation, une perte de 8 à 34 % est observée. Lorsque le dopage est effectué avant congélation, la perte parait corrigée de manière satisfaisante pour une majorité de molécules : les différences avant-après congélation sont alors comprises dans la barre d’erreur 0 ± 5 %. En revanche, la correction n’est pas optimale pour les molécules suivantes (pertes supérieures à 10 %) : névirapine, bromazépam, kétoprofène, primidone et salbutamol. L’étude sur les eaux de sortie de STEP conduit aux mêmes conclusions que sur les eaux d’entrée.

Il est donc préférable de doper en étalons internes avant congélation. Toutefois, afin d’assurer l’homogénéité des méthodologies tout au long de ces travaux, cette méthode n’a pas été appliquée. La sous-estimation étant quasiment constante et systématique, les pertes observées n’invalident pas

Filtres UV

Les filtres UV n’ont pas fait l’objet d’un test de stabilité à la congélation. En revanche, les résultats concernant la stabilité des molécules lors de leur stockage, présentés en dans le chapitre 2, section 1.1.2, invalident l’utilisation du PEHD et préconisent le verre borosilicaté comme contenant adapté aux filtres UV.

1.5.2 Filtration

Médicaments

Une eau de sortie de station d’épuration, peu chargée en particules (MES ≈ 10 mg.L^-1), a été extraite en triplicat avec et sans filtration préalable. En l’absence de dopage de ces échantillons, seuls les analytes initialement présents dans ces eaux sont étudiés.

La Figure 66 montre que des concentrations identiques sont mesurées dans les eaux filtrées et dans les eaux brutes. L’écart observé pour les deux molécules les plus concentrées, l’acide fénofibrique et l’hydroxy-ibuprofène, est attribué à leur plus grande variabilité analytique. Ainsi, la filtration n’altère par la mesure de la concentration des molécules testées.

Figure 66. Comparaison des résultats d’échantillons filtrés et non filtrés. Effluent de sortie de STEP pour les 41 molécules détectées. n=3.

Filtres UV

Le test de filtration appliqué aux filtres UV diffère légèrement de celui des médicaments : il porte sur des eaux filtrées dopées et le matériau des unités a été testé. Une matrice naturelle exempte de particules a été préalablement fabriquée par filtration sur du matériel en verre d’une eau prélevée dans le ruisseau du Serpent sur la commune de Talence. Le filtrât a ensuite été dopé en analytes à

suivant le protocole usuel, avec quantification par étalonnage externe. Les résultats sont donnés Figure 67.

Figure 67. Concentrations rapportées au témoin pour les 6 filtres UV selon la filtration appliquée. Quantification par étalonnage externe. n=3.

Dans un premier temps, la comparaison du témoin non re-filtré aux échantillons re-filtrés indique que la filtration engendre une perte d’avobenzone, d’ODPABA et d’octocrylène pouvant atteindre 50 % (octocrylène). Cette perte, pouvant être attribuée à la séquestration des analytes sur le filtre, pourrait artificiellement entrainer l’augmentation de la fraction particulaire et doit être prise en compte pour d’éventuelles études de partage ultérieures. D’autre part, aucun effet du matériau n’est observé puisqu’il n’y a pas de différence significative entre filtration sur verre et sur PEHD. Ce résultat illustre l’importance du temps de contact entre l’eau et l’unité : lorsque des eaux dopées sont conservées 1 h sous agitation, des pertes significatives ont été observées dans le PEHD par rapport au verre (cf. chapitre 2, section 1.1.2).

L’étape de filtration étant indispensable, une filtration sur matériel en verre sera appliquée dans ces travaux, tout en ayant connaissance des pertes qu’elle peut engendrer.