Chapitre V : Discussion
5. Étude de nouveaux mécanismes de résistance chez les IB
Notre laboratoire et d’autres ont démontré que la résistance n’est pas uniquement due à une substitution dans le site actif de la NA. Elle peut également être obtenue par des substitutions hors du site actif, perturbant ainsi des réseaux de liaisons moléculaires complexes, altérant la conformation de ce dernier [331, 332]. Cependant ces mécanismes restent encore peu décrits. Lors de notre troisième étude (article 3), nous avons isolé en clinique un virus contenant la substitution G407S conférant une résistance croisée à l’ensemble des INA. Cette substitution avait déjà été décrite par Hatakeyama et al, en 2007, mais la souche d’époque ne présentait qu’un faible niveau de résistance contre le zanamivir
149
et son mécanisme d’action n’était toujours pas élucidé [402]. Du fait de la position de l’a.a étudié, nous avons émis l’hypothèse que la substitution en position G407S devait également altérer un réseau de liaisons intra-moléculaire perturbant ainsi le site actif. La modélisation informatique nous a permis de comprendre les interactions complexes entre les résidus G- 407, W-408, E-428 et V-430 ainsi l’impact d’une substitution G407S sur le positionnement du résidu R-374 au niveau du site actif (article 3, appendix figure 2). Cependant, une question importante reste en suspens : ce virus a-t-il un fitness viral suffisant pour se transmettre ? Nos analyses de séquençage ont montré que la substitution était déjà présente au début de l’infection, soit avant les traitements antiviraux. Nous ne pouvons pas exclure qu’il s’agisse d’une infection nosocomiale et que ce virus ait la capacité de se transmettre par voie aérienne ou par contact. Afin de définitivement le caractériser, il est indispensable de procéder à des expériences de transmission chez le furet.
Ce cas clinique démontre la dangerosité des virus IB particulièrement chez les personnes immunosupprimées. Il souligne également notre dépendance aux INA et le besoin urgent de rechercher de nouvelles cibles thérapeutiques, comme il a été fait récemment avec un inhibiteur de la polymérase virale, le baloxavir-marboxil. Il est un rappel tragique du pourquoi nous travaillons sur les IB, pourquoi il est indispensable de mieux comprendre la résistance de ces virus et leur impact sur le fitness viral.
150
Conclusions et perspectives
« Il n’existe rien de constant, si ce n’est le changement », Siddhārtha Gautama, 566-
452 avant JC.
Durant ce projet de thèse, nous avons pu voir que les virus influenza ne sont et ne seront jamais constants. Ils nous obligent sans cesse à adapter nos stratégies thérapeutiques et vaccinales à leur évolution rapide. Du fait d’homologies de structure entre les différentes molécules inhibant la NA, certaines souches par l’acquisition d’une seule mutation sur la NA peuvent développer une résistance croisée. Nos études ont également montré que des virus IB résistants peuvent conserver un fitness inaltéré chez la souris. Ils représentent donc un potentiel problème de santé publique en diminuant nos options thérapeutiques. Plus encore, nous avons pu expliquer comment des mutations en dehors du site actif peuvent affecter la sensibilité des virus IB aux INA. Ces résultats nous montrent la grande variété des mécanismes de résistance des virus influenza. Ils soulignent la dangerosité de notre dépendance aux INA et nous encouragent à constamment faire évoluer notre stratégie thérapeutique.
Ce projet de doctorat a permis de mieux comprendre la résistance des virus IB et son impact sur le fitness viral. Il permet de poser les bases à de futures études sur la transmissions de souches résistantes chez le furet afin d’affiner la caractérisation de leur fitness mais aussi à la recherche d’éventuelles mutations compensatrices chez les IB. Sur le long terme, nous pensons que ce travail va pouvoir aider à la création de nouvelles thérapies antivirales en prenant en compte l’émergence de la résistance chez les IB. Par ailleurs, du fait de la baisse de sensibilité aux INA observée chez les IB par rapport aux IA et de la découverte de virus résistants au fitness inaltéré, il serait judicieux de concevoir des molécules plus spécifiques des IB. En effet, que cela soit pour les INA ou les inhibiteurs de la polymérase, nous observons une CI50 qui est toujours 4-5 fois supérieure à celle des IA. Ceci pourrait se traduire par une baisse de l’efficacité en clinique nous obligeant encore à créer de nouvelles molécules thérapeutiques.
151
Avec l’apparition de nouvelles thérapies et les études effectuées afin de concevoir de nouvelles combinaisons thérapeutiques, les virus influenza vont devoir s’adapter à de nouvelles barrières de sélection. Nous avons l’espoir que le fait de cibler plusieurs mécanismes viraux va permettre de freiner l’apparition de la résistance ou alors de créer des virus qui auront un fitness bien trop altéré pour être « viables ». Cependant, du fait de son extraordinaire capacité d’adaptation, nous pouvons également craindre à long terme l’émergence de virus ayant une résistance croisée à plusieurs types de drogues. En effet, actuellement le fitness des virus résistants au baloxavir-marboxil reste à être caractérisé et leur rapide apparition peut laisser supposer qu’ils possèdent un fitness non altéré. Même si cela n’est pas encore le cas, l’apparition de mutations compensatrices est toujours à craindre. Par exemple, bien qu’il ne soit pas encore approuvé par la FDA, une mutation compensatrice PA-P653L permet de restaurer le fitness de virus portant une mutation de résistance au favipiravir PB1-K229R [375]. Comme nous l’avons vu dans ce projet, les mécanismes de résistance sont variés et il est tout à fait possible que les mécanismes de compensations le soient aussi. L’avenir nous le dira, mais ce qui est sûr c’est que la lutte contre les virus influenza n’aura jamais de fin.
152
Bibliographie
1. Hippocrates, Epidemies. Vol. 6.
2. Pappas, G., I.J. Kiriaze, and M.E. Falagas, Insights into infectious disease in the era
of Hippocrates. Int J Infect Dis, 2008. 12(4): p. 347-50.
3. Potter, C.W., A history of influenza. J Appl Microbiol, 2001. 91(4): p. 572-9.
4. Flecknoe, D., B. Charles Wakefield, and A. Simmons, Plagues & wars: the
'Spanish Flu' pandemic as a lesson from history. Med Confl Surviv, 2018. 34(2): p.
61-68.
5. Shrestha, S.S., et al., Estimating the burden of 2009 pandemic influenza A (H1N1)
in the United States (April 2009-April 2010). Clin Infect Dis, 2011. 52 Suppl 1: p.
S75-82.
6. Smith W, A.C.H., Laidlaw P.P, Lancet 1933. 225: p. 66-68.
7. Francis, T., Jr., A New Type of Virus from Epidemic Influenza. Science, 1940.
92(2392): p. 405-8.
8. Molinari, N.A., et al., The annual impact of seasonal influenza in the US:
measuring disease burden and costs. Vaccine, 2007. 25(27): p. 5086-96.
9. Shearn-Bochsler, V., et al., Experimental Infection of Common Eider Ducklings
with Wellfleet Bay Virus, a Newly Characterized Orthomyxovirus. Emerg Infect
Dis, 2017. 23(12): p. 1958-1965.
10. Hause, B.M., et al., Isolation of a novel swine influenza virus from Oklahoma in
2011 which is distantly related to human influenza C viruses. PLoS Pathog, 2013.
9(2): p. e1003176.
11. International Committee on Taxonomy of Viruses (ICTV). ICTV 9th Report. 2017; Available from: https://talk.ictvonline.org/ictv-reports/ictv_9th_report/negative- sense-rna-viruses-2011/w/negrna_viruses/209/orthomyxoviridae.
12. Megan L.Shaw, P.P., Chapter 40, Orthomyxoviridae. Fields Virology, 6th Edition. 2013: Lippincott Williams and Wilkins.
13. Kuchipudi, S.V. and R.H. Nissly, Novel Flu Viruses in Bats and Cattle: "Pushing
153
14. Ciminski, K., et al., Novel insights into bat influenza A viruses. J Gen Virol, 2017.
98(10): p. 2393-2400.
15. Ran, Z., et al., Domestic pigs are susceptible to infection with influenza B viruses. J Virol, 2015. 89(9): p. 4818-26.
16. Asha, K. and B. Kumar, Emerging Influenza D Virus Threat: What We Know so
Far! J Clin Med, 2019. 8(2).
17. Yamashita, M., et al., Influenza B virus evolution: co-circulating lineages and
comparison of evolutionary pattern with those of influenza A and C viruses.
Virology, 1988. 163(1): p. 112-22.
18. Rota, P.A., et al., Cocirculation of two distinct evolutionary lineages of influenza
type B virus since 1983. Virology, 1990. 175(1): p. 59-68.
19. Taylor, R.M., Studies on survival of influenza virus between epidemics and
antigenic variants of the virus. Am J Public Health Nations Health, 1949. 39(2): p.
171-8.
20. Kimura, H., et al., Interspecies transmission of influenza C virus between humans
and pigs. Virus Res, 1997. 48(1): p. 71-9.
21. Matsuzaki, Y., et al., Frequent reassortment among influenza C viruses. J Virol, 2003. 77(2): p. 871-81.
22. Hause, B.M., et al., Characterization of a novel influenza virus in cattle and Swine:
proposal for a new genus in the Orthomyxoviridae family. MBio, 2014. 5(2): p.
e00031-14.
23. White, S.K., et al., Serologic evidence of exposure to influenza D virus among
persons with occupational contact with cattle. J Clin Virol, 2016. 81: p. 31-3.
24. Su, S., et al., Novel Influenza D virus: Epidemiology, pathology, evolution and
biological characteristics. Virulence, 2017. 8(8): p. 1580-1591.
25. Richardson, J.C. and R.K. Akkina, NS2 protein of influenza virus is found in
purified virus and phosphorylated in infected cells. Arch Virol, 1991. 116(1-4): p.
69-80.
26. Hutchinson, E.C., et al., Conserved and host-specific features of influenza virion
154
27. Nogales, A. and L. Martinez-Sobrido, Reverse Genetics Approaches for the
Development of Influenza Vaccines. Int J Mol Sci, 2016. 18(1).
28. Chlanda, P., et al., Structural Analysis of the Roles of Influenza A Virus Membrane-
Associated Proteins in Assembly and Morphology. J Virol, 2015. 89(17): p. 8957-
66.
29. Elleman, C.J. and W.S. Barclay, The M1 matrix protein controls the filamentous
phenotype of influenza A virus. Virology, 2004. 321(1): p. 144-53.
30. Burleigh, L.M., et al., Influenza a viruses with mutations in the m1 helix six domain
display a wide variety of morphological phenotypes. J Virol, 2005. 79(2): p. 1262-
70.
31. Dadonaite, B., et al., Filamentous influenza viruses. J Gen Virol, 2016. 97(8): p. 1755-64.
32. Fontana, J. and A.C. Steven, Influenza virus-mediated membrane fusion: Structural
insights from electron microscopy. Arch Biochem Biophys, 2015. 581: p. 86-97.
33. Katz, G., et al., Morphology of influenza B/Lee/40 determined by cryo-electron
microscopy. PLoS One, 2014. 9(2): p. e88288.
34. Seladi-Schulman, J., J. Steel, and A.C. Lowen, Spherical influenza viruses have a
fitness advantage in embryonated eggs, while filament-producing strains are selected in vivo. J Virol, 2013. 87(24): p. 13343-53.
35. Vijayakrishnan, S., et al., Cryotomography of budding influenza A virus reveals
filaments with diverse morphologies that mostly do not bear a genome at their distal end. PLoS Pathog, 2013. 9(6): p. e1003413.
36. Palese, P., et al., Negative-strand RNA viruses: genetic engineering and
applications. Proc Natl Acad Sci U S A, 1996. 93(21): p. 11354-8.
37. Ferhadian, D., et al., Structural and Functional Motifs in Influenza Virus RNAs. Front Microbiol, 2018. 9: p. 559.
38. Pflug, A., et al., Structure of influenza A polymerase bound to the viral RNA
promoter. Nature, 2014. 516(7531): p. 355-60.
39. Te Velthuis, A.J. and E. Fodor, Influenza virus RNA polymerase: insights into the
155
40. Yamayoshi, S., et al., Identification of a Novel Viral Protein Expressed from the
PB2 Segment of Influenza A Virus. J Virol, 2016. 90(1): p. 444-56.
41. Wise, H.M., et al., Identification of a novel splice variant form of the influenza A
virus M2 ion channel with an antigenically distinct ectodomain. PLoS Pathog,
2012. 8(11): p. e1002998.
42. Dubois, J., O. Terrier, and M. Rosa-Calatrava, Influenza viruses and mRNA
splicing: doing more with less. MBio, 2014. 5(3): p. e00070-14.
43. Jagger, B.W., et al., An overlapping protein-coding region in influenza A virus
segment 3 modulates the host response. Science, 2012. 337(6091): p. 199-204.
44. Hatta, M. and Y. Kawaoka, The NB protein of influenza B virus is not necessary for
virus replication in vitro. J Virol, 2003. 77(10): p. 6050-4.
45. Wilson, I.A., J.J. Skehel, and D.C. Wiley, Structure of the haemagglutinin
membrane glycoprotein of influenza virus at 3 A resolution. Nature, 1981.
289(5796): p. 366-73.
46. Sriwilaijaroen, N. and Y. Suzuki, Molecular basis of the structure and function of
H1 hemagglutinin of influenza virus. Proc Jpn Acad Ser B Phys Biol Sci, 2012.
88(6): p. 226-49.
47. Wang, Q., et al., Crystal structure of unliganded influenza B virus hemagglutinin. J Virol, 2008. 82(6): p. 3011-20.
48. Wang, Q., et al., Structural basis for receptor specificity of influenza B virus
hemagglutinin. Proc Natl Acad Sci U S A, 2007. 104(43): p. 16874-9.
49. Flandorfer, A., et al., Chimeric influenza A viruses with a functional influenza B
virus neuraminidase or hemagglutinin. J Virol, 2003. 77(17): p. 9116-23.
50. Baker, S.F., et al., Influenza A and B virus intertypic reassortment through
compatible viral packaging signals. J Virol, 2014. 88(18): p. 10778-91.
51. Amorij, J.P., et al., Development of stable influenza vaccine powder formulations:
challenges and possibilities. Pharm Res, 2008. 25(6): p. 1256-73.
52. Hirst, G.K., The Agglutination of Red Cells by Allantoic Fluid of Chick Embryos
Infected with Influenza Virus. Science, 1941. 94(2427): p. 22-3.
53. Lazniewski, M., et al., The structural variability of the influenza A hemagglutinin
156
54. Medina, R.A. and A. Garcia-Sastre, Influenza A viruses: new research
developments. Nat Rev Microbiol, 2011. 9(8): p. 590-603.
55. Gamblin, S.J., et al., The structure and receptor binding properties of the 1918
influenza hemagglutinin. Science, 2004. 303(5665): p. 1838-42.
56. Stevens, J., et al., Glycan microarray analysis of the hemagglutinins from modern
and pandemic influenza viruses reveals different receptor specificities. J Mol Biol,
2006. 355(5): p. 1143-55.
57. Tumpey, T.M., et al., A two-amino acid change in the hemagglutinin of the 1918
influenza virus abolishes transmission. Science, 2007. 315(5812): p. 655-9.
58. Matrosovich, M.N., et al., Avian influenza A viruses differ from human viruses by
recognition of sialyloligosaccharides and gangliosides and by a higher conservation of the HA receptor-binding site. Virology, 1997. 233(1): p. 224-34.
59. Carbone, V., et al., Molecular characterization of the receptor binding structure-
activity relationships of influenza B virus hemagglutinin. Acta Virol, 2013. 57(3): p.
313-32.
60. Velkov, T., The specificity of the influenza B virus hemagglutinin receptor binding
pocket: what does it bind to? J Mol Recognit, 2013. 26(10): p. 439-49.
61. Lugovtsev, V.Y., et al., Generation of the influenza B viruses with improved growth
phenotype by substitution of specific amino acids of hemagglutinin. Virology, 2007.
365(2): p. 315-23.
62. Saito, T., et al., Antigenic alteration of influenza B virus associated with loss of a
glycosylation site due to host-cell adaptation. J Med Virol, 2004. 74(2): p. 336-43.
63. Kuiken, T., et al., Host species barriers to influenza virus infections. Science, 2006.
312(5772): p. 394-7.
64. Shinya, K., et al., Avian flu: influenza virus receptors in the human airway. Nature, 2006. 440(7083): p. 435-6.
65. de Graaf, M. and R.A. Fouchier, Role of receptor binding specificity in influenza A
157
66. World Health Organization (WHO). Cumulative number of confirmed human case
of avian influenza A(H5N1) reported to WHO. Last update, September 21 2018
Available from:
https://www.who.int/influenza/human_animal_interface/2018_09_21_tableH5N1.p df.
67. Zhang, W., et al., An airborne transmissible avian influenza H5 hemagglutinin seen
at the atomic level. Science, 2013. 340(6139): p. 1463-7.
68. Chauche, C., et al., Mammalian Adaptation of an Avian Influenza A Virus Involves
Stepwise Changes in NS1. J Virol, 2018. 92(5).
69. Gabriel, G., et al., Differential use of importin-alpha isoforms governs cell tropism
and host adaptation of influenza virus. Nat Commun, 2011. 2: p. 156.
70. Sakai, K., et al., TMPRSS2 Independency for Haemagglutinin Cleavage In Vivo
Differentiates Influenza B Virus from Influenza A Virus. Sci Rep, 2016. 6: p. 29430.
71. Bertram, S., et al., Novel insights into proteolytic cleavage of influenza virus
hemagglutinin. Rev Med Virol, 2010. 20(5): p. 298-310.
72. Bottcher-Friebertshauser, E., et al., Hemagglutinin activating host cell proteases
provide promising drug targets for the treatment of influenza A and B virus infections. Vaccine, 2012. 30(51): p. 7374-80.
73. Brassard, D.L. and R.A. Lamb, Expression of influenza B virus hemagglutinin
containing multibasic residue cleavage sites. Virology, 1997. 236(2): p. 234-48.
74. Colman, P.M., J.N. Varghese, and W.G. Laver, Structure of the catalytic and
antigenic sites in influenza virus neuraminidase. Nature, 1983. 303(5912): p. 41-4.
75. Dai, M., et al., Identification of Residues That Affect Oligomerization and/or
Enzymatic Activity of Influenza Virus H5N1 Neuraminidase Proteins. J Virol, 2016.
90(20): p. 9457-70.
76. Wang, N., et al., The cotranslational maturation program for the type II membrane
glycoprotein influenza neuraminidase. J Biol Chem, 2008. 283(49): p. 33826-37.
77. Garman, E.F., Antiviral adhesion molecular mechanisms for influenza: W. G.
Laver's lifetime obsession. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci, 2015. 370(1661): p.
158
78. Shtyrya, Y.A., L.V. Mochalova, and N.V. Bovin, Influenza virus neuraminidase:
structure and function. Acta Naturae, 2009. 1(2): p. 26-32.
79. Burmeister, W.P., R.W. Ruigrok, and S. Cusack, The 2.2 A resolution crystal
structure of influenza B neuraminidase and its complex with sialic acid. EMBO J,
1992. 11(1): p. 49-56.
80. Xu, J., et al., Evolutionary history and phylodynamics of influenza A and B
neuraminidase (NA) genes inferred from large-scale sequence analyses. PLoS One,
2012. 7(7): p. e38665.
81. Shao, W., et al., Evolution of Influenza A Virus by Mutation and Re-Assortment. Int J Mol Sci, 2017. 18(8).
82. Weininger, A. and S. Weininger, Using common spatial distributions of atoms to
relate functionally divergent influenza virus N10 and N11 protein structures to functionally characterized neuraminidase structures, toxin cell entry domains, and non-influenza virus cell entry domains. PLoS One, 2015. 10(2): p. e0117499.
83. Colman, P.M., P.A. Hoyne, and M.C. Lawrence, Sequence and structure alignment
of paramyxovirus hemagglutinin-neuraminidase with influenza virus
neuraminidase. J Virol, 1993. 67(6): p. 2972-80.
84. Pizzorno, A., Y. Abed, and G. Boivin, Influenza drug resistance. Semin Respir Crit Care Med, 2011. 32(4): p. 409-22.
85. Russell, R.J., et al., The structure of H5N1 avian influenza neuraminidase suggests
new opportunities for drug design. Nature, 2006. 443(7107): p. 45-9.
86. Rudrawar, S., et al., Novel sialic acid derivatives lock open the 150-loop of an
influenza A virus group-1 sialidase. Nat Commun, 2010. 1: p. 113.
87. Li, Q., et al., The 2009 pandemic H1N1 neuraminidase N1 lacks the 150-cavity in
its active site. Nat Struct Mol Biol, 2010. 17(10): p. 1266-8.
88. Landon, M.R., et al., Novel druggable hot spots in avian influenza neuraminidase
H5N1 revealed by computational solvent mapping of a reduced and representative receptor ensemble. Chem Biol Drug Des, 2008. 71(2): p. 106-16.
89. Guan, S., et al., A novel small molecule displays two different binding modes during
inhibiting H1N1 influenza A virus neuraminidases. J Struct Biol, 2018. 202(2): p.
159
90. Nguyen, H.T., A.M. Fry, and L.V. Gubareva, Neuraminidase inhibitor resistance in
influenza viruses and laboratory testing methods. Antivir Ther, 2012. 17(1 Pt B): p.
159-73.
91. Kumar, P., et al., Influenza A virus neuraminidase protein interacts with Hsp90, to
stabilize itself and enhance cell survival. J Cell Biochem, 2018.
92. Yang, X., et al., A beneficiary role for neuraminidase in influenza virus penetration
through the respiratory mucus. PLoS One, 2014. 9(10): p. e110026.
93. Palese, P., et al., Characterization of temperature sensitive influenza virus mutants
defective in neuraminidase. Virology, 1974. 61(2): p. 397-410.
94. Sakai, T., et al., Influenza A virus hemagglutinin and neuraminidase act as novel
motile machinery. Sci Rep, 2017. 7: p. 45043.
95. Guo, H., et al., Kinetic analysis of the influenza A virus HA/NA balance reveals
contribution of NA to virus-receptor binding and NA-dependent rolling on receptor- containing surfaces. PLoS Pathog, 2018. 14(8): p. e1007233.
96. Jackson, S.E., Hsp90: structure and function. Top Curr Chem, 2013. 328: p. 155- 240.
97. Byrd-Leotis, L., R.D. Cummings, and D.A. Steinhauer, The Interplay between the
Host Receptor and Influenza Virus Hemagglutinin and Neuraminidase. Int J Mol
Sci, 2017. 18(7).
98. Kordyukova, L.V., et al., Matrix proteins of enveloped viruses: a case study of
Influenza A virus M1 protein. J Biomol Struct Dyn, 2018: p. 1-20.
99. Bui, M., et al., Role of the influenza virus M1 protein in nuclear export of viral
ribonucleoproteins. J Virol, 2000. 74(4): p. 1781-6.
100. Bialas, K.M., et al., Specific nucleoprotein residues affect influenza virus
morphology. J Virol, 2014. 88(4): p. 2227-34.
101. Boulo, S., et al., Nuclear traffic of influenza virus proteins and ribonucleoprotein
complexes. Virus Res, 2007. 124(1-2): p. 12-21.
102. Ali, A., et al., Influenza virus assembly: effect of influenza virus glycoproteins on
160
103. Chen, B.J., et al., The influenza virus M2 protein cytoplasmic tail interacts with the
M1 protein and influences virus assembly at the site of virus budding. J Virol, 2008.
82(20): p. 10059-70.
104. Zhang, J., et al., The cytoplasmic tails of the influenza virus spike glycoproteins are
required for normal genome packaging. Virology, 2000. 269(2): p. 325-34.
105. Iwatsuki-Horimoto, K., et al., The cytoplasmic tail of the influenza A virus M2
protein plays a role in viral assembly. J Virol, 2006. 80(11): p. 5233-40.
106. Pinto, L.H. and R.A. Lamb, The M2 proton channels of influenza A and B viruses. J Biol Chem, 2006. 281(14): p. 8997-9000.
107. Ma, C. and J. Wang, Functional studies reveal the similarities and differences
between AM2 and BM2 proton channels from influenza viruses. Biochim Biophys
Acta Biomembr, 2018. 1860(2): p. 272-280.
108. Takeda, M., et al., Influenza a virus M2 ion channel activity is essential for efficient
replication in tissue culture. J Virol, 2002. 76(3): p. 1391-9.
109. Paterson, R.G., et al., Influenza B virus BM2 protein is an oligomeric integral
membrane protein expressed at the cell surface. Virology, 2003. 306(1): p. 7-17.
110. Tang, Y., et al., The gate of the influenza virus M2 proton channel is formed by a
single tryptophan residue. J Biol Chem, 2002. 277(42): p. 39880-6.
111. Mould, J.A., et al., Permeation and activation of the M2 ion channel of influenza A
virus. J Biol Chem, 2000. 275(40): p. 31038-50.
112. Reich, S., et al., Structural insight into cap-snatching and RNA synthesis by
influenza polymerase. Nature, 2014. 516(7531): p. 361-6.
113. Jorba, N., R. Coloma, and J. Ortin, Genetic trans-complementation establishes a
new model for influenza virus RNA transcription and replication. PLoS Pathog,
2009. 5(5): p. e1000462.
114. Gu, W., et al., Influenza A virus preferentially snatches noncoding RNA caps. RNA, 2015. 21(12): p. 2067-75.
115. Crepin, T., et al., Mutational and metal binding analysis of the endonuclease
domain of the influenza virus polymerase PA subunit. J Virol, 2010. 84(18): p.
161
116. Ng, A.K., et al., Structure of the influenza virus A H5N1 nucleoprotein:
implications for RNA binding, oligomerization, and vaccine design. FASEB J, 2008.
22(10): p. 3638-47.
117. Ng, A.K., et al., Structural basis for RNA binding and homo-oligomer formation by
influenza B virus nucleoprotein. J Virol, 2012. 86(12): p. 6758-67.
118. Li, Y., et al., Phosphorylation and dephosphorylation of threonine 188 in
nucleoprotein is crucial for the replication of influenza A virus. Virology, 2018.
520: p. 30-38.
119. Paterson, D. and E. Fodor, Emerging roles for the influenza A virus nuclear export
protein (NEP). PLoS Pathog, 2012. 8(12): p. e1003019.
120. Patzina, C., et al., Human interactome of the influenza B virus NS1 protein. J Gen Virol, 2017. 98(9): p. 2267-2273.
121. Zhang, L., et al., Influenza Virus NS1 Protein RNA-Interactome Reveals Intron
Targeting. J Virol, 2018.
122. Hale, B.G., et al., The multifunctional NS1 protein of influenza A viruses. J Gen Virol, 2008. 89(Pt 10): p. 2359-76.
123. Robb, N.C., et al., NS2/NEP protein regulates transcription and replication of the
influenza virus RNA genome. J Gen Virol, 2009. 90(Pt 6): p. 1398-407.
124. Wise, H.M., et al., A complicated message: Identification of a novel PB1-related
protein translated from influenza A virus segment 2 mRNA. J Virol, 2009. 83(16): p.
8021-31.
125. Levene, R.E. and M.M. Gaglia, Host Shutoff in Influenza A Virus: Many Means to
an End. Viruses, 2018. 10(9).
126. Lee, J., et al., Impacts of different expressions of PA-X protein on 2009 pandemic
H1N1 virus replication, pathogenicity and host immune responses. Virology, 2017.
504: p. 25-35.
127. Muramoto, Y., et al., Identification of novel influenza A virus proteins translated
from PA mRNA. J Virol, 2013. 87(5): p. 2455-62.