CONTRIBUTION A LA VALORISATION DES FLOCULANTS NATURELS DANS LE TRAITEMENT DES EAUX :

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI (UAC)

ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI (EPAC)

DEPARTEMENT DE GENIE DE TECHNOLOGIE ALIMENTAIRE (GTA) *****************

RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION

POUR L’OBTENTION DE LA LICENCE PROFESSIONNELLE EN GENIE DE

TECHNOLOGIE ALIMENTAIRE

CONTRIBUTION A LA VALORISATION DES FLOCULANTS NATURELS DANS LE TRAITEMENT

DES EAUX : CAS DU PSIDIUM GUAJAVA

Réalisé par : Elias Conrad H. SOSSOU

Maitre de mémoire : Maitre de stage :

Dr. Fidèle TCHOBO Maître de Conférences des

Universités/CAMES

M. Gautier AVOCANH Chef service du Laboratoire Centrale

d’analyse des eaux DG-eau

ème

Abomey – Calavi (EPAC) de l’Université d’Abomey-Calavi (UAC), certifie que le présent mémoire, intitulé «Contribution à la valorisation des floculants naturels dans le traitement des eaux : Cas du Psidium guajava» a été réalisé sous ma supervision par M. Elias Conrad H. SOSSOU de ladite école, dans le cadre de son stage de fin de formation en Licence professionnelle dans le département de Génie de Technologie Alimentaire.

Superviseur

Dr. Paul Fidèle TCHOBO

Maître de Conférences des Universités/CAMES Enseignant-Chercheur à l’EPAC

DEDICACE

Je dédie ce travail à ma famille pour toute son affection à mon égard. Qu’elle trouve en ce travail, la récompense des inestimables sacrifices qu’elle a consenti pour ma réussite sur tous les plans.

Une dédicace à tous mes camarades et amis.

iii REMERCIEMENT

Le présent rapport est celui de notre stage de fin de formation effectué à la Direction Générale de l’eau du Bénin.

Je voudrais, au terme de ce travail, exprimer sincères remerciements aux personnes sans lesquelles la réalisation du présent travail n’aurait été possible.

Je voudrais remercier :

 Le Dr. Fidèle TCHOBO, enseignant chercheur au département du Génie de Technologie Alimentaire, qui n’a ménagé aucun effort pour superviser ce travail ;

 M. Gautier AVOCANH, chef service du Laboratoire Centrale d’Analyse des eaux DG- eau pour sa contribution, ses conseils et tous les sacrifices auquel il a consenti au cours de mon stage. Qu’il trouve ici l’expression de ma profonde et sincère gratitude ;

 M. Adamou WOROU WARA BOURAIMA ex Directeur Général de l’eau pour avoir accepté notre demande de stage

 A tout le personnel et stagiaires du Laboratoire centrale d’analyse des eaux DG-Eau pour leurs aides diverses ;

 Au Professeur Mohamed M. SOUMANOU, Directeur de l’EPAC pour son combat permanent pour l’amélioration de la qualité de l’enseignement dans le département de Génie de Technologie Alimentaire (GTA) tout au long de notre formation ;

Que tous ceux qui de près ou de loin ont contribué à la rédaction de ce mémoire, reçoivent ici l’expression de ma profonde gratitude.

RESUME

L’usage des coagulants chimiques tel que l’alun dans le traitement des eaux de boisson laisse des résidus, indésirables et potentiellement nocifs à la santé des consommateurs. Le but de cette étude est de juger le potentiel de Psidium guajava comme coagulant naturel dans le traitement des eaux de boissons afin de palier au problème des coagulants chimiques. L’étude se focalise donc sur la réduction de la turbidité (la clarification), la réduction des métaux lourds tels que le fer et le manganèse ainsi que la capacité du coagulant à neutraliser certains groupes de microorganismes.

L’eau brute utilisée pour les expériences a été prélevée à différents niveaux du lac Nokoué dans la commune de Sô-Ava. Trois échantillons d’eau E1, E2 et E3 avec respectivement des turbidités de 44,96 UTN, 84,5 UTN et de 60,26 UTN ont été prélevés.

Les expériences de coagulation floculation ont été effectués avec différentes doses de l’extrait aqueux de Psidium guajava (20 mg/l, 40 mg/l, 60 mg/l, 80 mg/l). Les résultats ont montré qu’avec une dose de 80 mg/l du coagulant, on obtenait les meilleurs taux d’abattement de la turbidité pour les échantillons traités (65,96% pour E1 ; 49,34% pour E2 et 62,41% pour E3).

Aussi pour cette même dose de 80 mg/l du coagulant, nous avons eu les meilleurs taux d’abattement pour le fer et le manganèse. De plus suite aux tests microbiologiques le coagulant a montré son efficacité dans la réduction des colonies de coliformes totaux et de streptocoques fécaux.

Mots-clés : Coagulation, Floculation, Psidium gujava, , traitement, Bénin

v ABSTRACT

The use of chemical coagulants such as alum in the treatment of drinking water leaves residues, undesirable and potentially harmful to the health of consumers. The purpose of this study is to evaluate the potential of Psidium guajava as a natural coagulant in the treatment of drinking water to overcome the problem of chemical coagulants. The study focuses on the reduction of turbidity (clarification), the reduction of heavy metals such as iron and manganese and the ability of the coagulant to neutralize certain groups of microorganisms.

The raw water used for the experiments was taken at different levels of Lake Nokoué in the commune of Sô-Ava. Three water samples E1, E2 and E3 with turbidities of 44.96 NTU (Sample 1), 84.5 NTU (Sample 2) and 60.26 NTU respectively for the third sample were taken.

The flocculation coagulation experiments were performed with different doses of the aqueous extract of Psidium guajava (20 mg / l, 40 mg / l, 60 mg / l, 80 mg / l). The results showed that with a dose of 80 mg / l of the coagulant, the best turbidity reduction rates were obtained for the treated samples (65.96% for E1, 49.34% for E2 and 62.41% for E3). Also for this same dose of 80 mg / l of the coagulant, we had the best abatement rates for iron and manganese. In addition, following the microbiological test, the coagulant has been shown to be effective in reducing total coliform colony and faecal streptococci.

Key words: Coagulation, Floculation, Psidium gujava, Treatment, Benin

LISTE DES FIGURES

Figure I : Organigramme de la DG-Eau………...6 Figure II : Variation de la turbidité en fonction de la dose du coagulant……….36 Figure III : Variation de la teneur en fer en fonction de la dose du coagulant……… ……37 Figure IV : Variation de la teneur en manganèse en fonction de la dose du coagulant……38 Figure V : Variation du pH en fonction de la dose du coagulant………..39 Figure VI : Variation de la conductivité en fonction de la dose du coagulant………..39

vii LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Compostions moyenne de la goyave………22

Tableau 2: Matériels de laboratoire………28

Tableau 3: Résultats des test microbiologiques………..39

Tableau 4 : Normes de qualités physico-chimiques des eaux au Bénin……….46

Tableau 5 : Normes au Bénin en microbiologie……….……… ……46

LISTE DES PHOTOS

Photo 1 : Le turbidimètre……….15

Photo 2 : La goyave……….21

Photo 3 : Mise en œuvre du jar-test au Laboratoire Centrale d’analyse des eaux...26

Photo 4 : Feuille de Psidium Guajava………28

Photo 5 : Feuilles séchées de Psidium guajava………...30

Photo 6 : Poudre de Psidium guajava………...31

Photo 7 : Extrait aqueux de Psidium guajava………...32

Photo 8 : Traitement au Jar-test ………...33

Photo 9 : Test microbiologiques………..42

ix LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS

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Table des matières

CERTIFICATION ... i

DEDICACE ... ii

REMERCIEMENT ... iii

RESUME ... iv

ABSTRACT ... v

LISTE DES FIGURES ... vi

LISTE DES TABLEAUX ... vii

LISTE DES PHOTOS ... viii

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS ... ix

Table des matières ... x

INTRODUCTION ... xii

PRESENTATION DE LA STRUCTURE D’ACCUEUIL ... 3

I- Présentation de la structure d’accueil ... 4

1.1- Présentation générale ... 4

1.3- Historique ... 5

1.4- Missions ... 5

1.5- Organigramme ... 6

1.6- Activités menés au cours du stage ... 8

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ... 18

II- Synthèse bibliographique ... 19

2.1- Généralités ... 19

2.1.1- Le goyavier ... 19

2.1.2- L’eau ... 22

2.1.3- Traitement des eaux ... 24

xi

CADRE, MATERIELS ET METHODES ... 27

III- Cadre, Matériels Et Méthodes ... 28

3-1 : Cadre de recherche ... 28

3-2 : Matériels ... 28

3-3 : Méthodes ... 30

RESULTATS ET DISCUSSIONS ... 35

IV- Résultats et discussions ... 36

4.1- Résultats et analyses ... 36

4.2- Discussion ... 40

CONCLUSION ... 44

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 45

ANNEXE……….46

INTRODUCTION

Introduction

L’eau est le produit alimentaire le plus consommé au monde (OMS, 2004). Malheureusement la grande majorité des populations des pays en voie de développement comme le nôtre, n’ont pas accès à l’eau potable (Phillipe Rekacewicz et al, 2017). Pour rendre l’eau apte à la consommation, il est donc parfois nécessaire de lui faire subir certains traitements.

Par ailleurs l’utilisation des coagulants chimiques dans le traitement des eaux de boisson laisse des résidus qui peuvent éventuellement créer des dommages aux consommateurs (Discroll et al,1988). Selon les études menées par Discroll et Letterman (1988), l’utilisation de l’alun par exemple engendre environ 11 % de résidus d’aluminium dans les eaux traitées. De récentes études ont aussi montrés que les résidus d’aluminium à une certaine dose peuvent induire une augmentation du risque de maladie cardio-vasculaire ou d’Alzheimer chez le consommateur (Machlachlan et al,1996). Aussi les coagulants chimiques sont assez onéreux.

À la vue des risques liés à l’usage des coagulants chimiques dans le traitement des eaux de boisson et à leur coût, il s’avère nécessaire de trouver des coagulants d’origine naturels présentant moins de risque pour le consommateur tout en étant efficace et disponible dans nos pays.

A cet effet, plusieurs études ont été effectués sur le traitement de l’eau en utilisant des coagulants naturels tels que : Tamarindus indica, Strychnos potatorum, Annona senegalensis, Moringa olifeira, Opuntia dilenii, Dolichos lablab, Cassia alata.

Au Bénin, une grande partie de la population consomme des eaux de puits et des eaux de surface non désinfectées. Dans l’optique de mettre à la disposition des populations de l’eau potable par des technologies de traitement efficace et peu onéreux de l’eau, nous avons axé notre étude sur l’étude du potentiel du coagulant extrait du Psidium guajava dans le traitement de l’eau.

Le but de cette étude étant d’évaluer l’efficacité de ce coagulant dans le traitement des eaux qui se traduit par la capacité du coagulant à clarifier l’eau (réduction de la turbidité), à réduire la concentration en métaux lourds (Fer, Manganèse…), à désinfecter l’eau tout en respectant l’environnement et la santé des consommateurs ( Yap, 2013).

Les objectifs de cette recherche portent sur :

 La clarification des eaux de surface par l’utilisation des extraits de feuille de goyavier

 La détermination des paramètres physico-chimiques et bactériologiques des eaux traitées par les coagulants à base de feuille de goyavier en vue d’évaluer la potentialité de Psidium guajava dans le traitement des eaux.

Le présent travail, en dehors de l’introduction, de la conclusion et des perspectives est subdivisée en quatre partie. Une première partie qui présente la structure d’accueil, sa mission et ses activités ; la deuxième partie intitulée synthèse bibliographique résume les recherches de quelques auteurs sur le sujet et présente de façon générale l’ensemble des thèmes qui entrent en ligne de compte pour cette étude. Quant à la troisième partie du travail, elle présente le cadre du travail, le matériel utilisé ainsi que les méthodes mises en applications. Enfin dans la dernière partie du travail, nous nous sommes attelés à l’analyse et à la discussion des résultats obtenus.

PRESENTATION DE LA STRUCTURE D’ACCUEIL

I- Présentation de la structure d’accueil 1.1- Présentation générale

La Direction Générale de l’Eau est l’une des trois (3) directions techniques du Ministère de l’énergie, de l’eau et des Mines (MEEM) qui sont des structures opérationnelles chargées de l’aider à accomplir sa mission. La Direction Générale de l’Eau a pour mission d’assurer la gestion des ressources en eau sur toute l’étendue du territoire national, de définir les orientations stratégiques nationales en matière d’approvisionnement en eau potable et d’assainissement des eaux usées et de veiller à leur mise en œuvre en collaboration avec les autres acteurs concernés.

La Direction Générale de l’Eau (DG EAU) comprend :

• le Secrétariat Administratif ; • la Cellule de l’Audit Interne et de la Qualité (CAIQ);

• le Chargé de l’Administration et des Finances (CAF) ;

• la Direction de la Gestion des Ressources en Eau (DGRE)

• la Direction du Service Public de l'Eau potable et de la Régulation (DSPER);

• la Direction des Normes, de la Veille Technologique et de la Prévention des Risques (DNT-PR)

Au niveau régional, onze (11) Services de l’Eau (S-Eau) relevant des Directions Départementales de l’énergie, de l’eau et des Mines (DDEEM) aident la Direction Générale de l’Eau dans la mise en œuvre de ses activités. La Direction Générale de l’Eau développe des relations fonctionnelles avec la Société Nationale des Eaux du Bénin (SONEB), le Fonds National de l’Eau et les Services Départementaux de l’Eau pour la bonne exécution de leurs programmes. Elle rend compte périodiquement au Ministre de l’Energie, de l’Eau des Mines de l’évolution de ses activités.

1.2 -Situation géographique

Le Laboratoire Central d'Analyse des Eaux du Ministère de l'Eau se trouve dans les locaux de la Direction Générale de l’eau. Il est situé à l’avenue Jean Paul II entre la Banque Centrale des Etats de l’Afrique de l’Ouest (BCEAO) et la Direction Générale de la Société Nationale des Eaux du Bénin (SONEB). Il est opposé à la sortie des trains du Port Autonome de Cotonou (PAC) et à 100 mètres environ de l’Ecole Nationale de la Police.

1.3- Historique

En 1951, il a été créé une Section Locale de l’hydraulique dirigée à l’époque par Mr VILLEMOT Alain, Ingénieur Hydraulicien contractuel.

En 1958, la Section Locale de l’Hydraulique fut transformée en Arrondissement de l’Hydraulique. Cinq années plus tard, il devint le Service de l’Hydraulique qui, pour la première fois a été érigé en Direction de l’hydraulique en 1967 avec Cotonou comme siège.

Quelques années plus tard, des modifications ont été apportées sur l'organisation et le fonctionnement de la Direction de l’Hydraulique ce qui donna un nouveau visage à cette direction avec la création de deux (02) sous-directions dénommées « départements » à savoir : le Département des Ressources en Eau (DRE) et le Département des Infrastructures Hydrauliques (DIH). A ces sous-directions s’ajoutent un Service Administratif Financier (SAF) et des Services Régionaux de l’Hydrauliques (SRH).

Au cours de l’année 2004, la structure se transforma en Direction Générale de l’Hydraulique (DGH).

La Direction Générale de l’Hydraulique sera plus structurée, avec une Cellule d’Audit Interne (CAI) directement rattachée au Directeur Général, une Direction de Développement Stratégique (DDS), une Direction de l’Approvisionnement en Eau Potable (DAEP) et pour la première fois, une Direction de l’Administration et des Finances (DAF). Onze (11) Services de l’Hydraulique (SH) placés sous tutelle des Directions Départementales des Mines de l’Energie et de l’Hydraulique (DDMEH) représentent la Direction Générale de l’Hydraulique au niveau décentralisé. En 2007, la Direction Générale de l’hydraulique devint Direction Générale de l’Eau avec de nouvelles directions telles que la Direction de l’Administration et des Finances (DAF), la Direction de l’Information sur l’eau (DIE) et la Direction de l’Approvisionnement en Eau Potable (DAEP), la Direction de la planification et de la gestion de l’Eau (DPGE) et la Direction de la programmation et du Suivi-Evaluation (DPSE).

1.4- Missions

Sous l'autorité du Ministre de l'Énergie, de l'Eau et des Mines et sous la coordination du Secrétaire Général du Ministère, la Direction Générale de l'Eau (DG Eau), a pour mission principale d'assurer la gestion intégrée des ressources en eau sur toute l'étendue du territoire national, de définir les orientations stratégiques nationales, en matière d'approvisionnement en

eau potable et d’assainissement des eaux usées et de veiller à leur mise en œuvre, en collaboration avec les acteurs concernés.

1.5- Organigramme

L’organigramme de la Direction Générale de l’Eau se présente comme suit :

4

Figure 1 : Organigramme de la DG-eau

Source : Arrêté portant attributions, organisation et fonctionnement de la Direction Générale de l'Eau, 2017

Directeur Général de l’Eau (DG-Eau)

Secrétariat

Cellule Audit Interne et de la qualité (CAIQ)

Directeur Général Adjoint de l’Eau (DGA-Eau)

Direction du Service Public et de l’Eau et de la Régulation

(DSPER) Direction de la Gestion des

Ressources en Eau (DGRE)

Direction des Normes, de la Veille Technologique et de la Prévention

des Risques (DNVT-PR)

Service de la Coordinati

on de la GIRE (SC-GIRE)

Service de la Gestion du Domaine Public de l’Eau et de la Régléme ntation (SG- DPER)

Service de Dévelop pement des Infrastru ctures d’AED, de la Program mation et du Suivi- Evaluati on

Service de la Régulatio n et du Suivi du patrimoin e (SRSP)

Service de l’informati on sur l’Eau, des Normes et ce la Veille technolog ique (S/IENVT )

Laboratoi re Central d’Analyse s des Eaux (LCAE) Service

Suivi des Organis ations de Bassin et la Mobilisa tion de l’Eau (S/SOB ME)

Service des Etudes et Stratégies d’AED et des Eaux Usées (SES- AEP/EU)

Service du Suivi des Ressourc es en Eau et de la

Préventio n des Risques (S/SREP R)

1.6- Activités menées au cours du stage

L’activité principale qui a marqué notre stage a été l’analyse des échantillons d’eau. Ces analyses qui ont été effectuées consiste à la détermination des paramètres physiques ( le pH, la température, la conductivité et le TDS : Total des Sels Dissous) et des paramètres chimiques notamment: la Couleur, les ions Calcium (Ca2+), les ions Magnésium (Mg²⁺), les ions Chlorures (Cl^-), les ions Bicarbonates (HCO3^-), les ions Ammonium (NH4+), les ions Nitrates (NO3-), les ions Nitrites (NO2-), les ions Iodures (I^-), les ions Fluorures (F-), les ions Sulfates (SO42-), les ions Phosphates (PO43-), le Fer total (Fe²⁺/Fe³⁺) et les ions Manganèses (Mn²⁺). Il existe deux méthodes d’analyse chimique à savoir la titrimétrie (dosage volumétrique) et la spectrophotométrie qui sont décrites par les protocoles ci-dessous :

 Paramètres Physique

-

C’est une des caractéristiques fondamentales de l’eau. Il donne une indication de la nature acide ou basique d’une substance.

 Principe

La méthode est basée sur l’utilisation d’un pH-mètre. Le pH-mètre est un voltmètre un peu particulier qui se caractérise par une très grande impédance d’entrée en raison de la forte résistance présentée par l’électrode de mesure.

 Mode opératoire : Après avoir vérifié les diverses connections de l’appareil il faut rincer ses électrodes avec de l’eau distillée puis une certaine quantité de l’échantillon. Il s’agira ensuite d’immerger les électrodes du pH-mètre dans un bécher contenant une quantité donnée de l’échantillon. Enfin lire la valeur donnée par l’appareil et ranger soigneusement le matériel.

-

La conductivité électrique, d’une eau, est la conductance c d’une comprise entre deux électrodes métalliques de 1cm2 de surface, séparée l’une de l’autre par une distance de 1cm.Elle traduit l’aptitude que possède une eau à laisser passer le courant électrique.

 Principe

La mesure de la conductivité se ramène à celle de la résistance d’une colonne d’eau. A cet effet on utilise un conductimètre qui n’est en fait qu’un résistivimétre un peu particulier.

 Mode opératoire : Après avoir vérifié les diverses connections de l’appareil il faut rincer ses électrodes avec de l’eau distillée puis une certaine quantité de l’échantillon. Il s’agira ensuite d’immerger les électrodes du pH-mètre dans un bécher contenant une quantité donnée de l’échantillon. Enfin lire la valeur donnée par l’appareil et ranger soigneusement le matériel. La valeur de la conductivité s’affiche en µS/cm.

 Titrimétrie (dosage volumétrique)

Pour les dosages volumétriques on détermine quatre paramètres à savoir : l’ion chlorure (Cl^-), l’ion bicarbonate (HCO3-), l’ion calcium (Ca²⁺) et l’ion magnésium (Mg²⁺)

- Ion chlorure (Cl-)

 Principe : la méthode de Mohr est utilisée pour doser les ions chlorures. Ils sont dosés en milieu neutre par la solution titrée de nitrate d’argent en présence du dichromate de potassium. La fin de la réaction est indiquée par l’apparition de la teinte rouge brique.

 Mode opératoire : Nous prélevons 100 ml de l’échantillon à analyser à l’aide d’une fiole jaugée de 100 ml que nous versons dans un erlenmeyer de 250 ml. Ensuite nous y ajoutons deux (02) gouttes de dichromate de potassium 10% (couleur Jaune), puis nous faisons le titrage au Nitrate d’argent (0,1N). Si la solution vire du jaune au rouge-brique, nous notons la présence des ions chlorures dans l’eau.

La concentration de l’ion chlorure est déterminée grâce à la formule suivante : [Cl-] en mg/L= Volume titrant (Nitrate d’argent) × M (Cl-) ; avec M (Cl)=35,5g/mol

- Ion Bicarbonate (HCO3-)

 Principe : les ions bicarbonates sont dosés par l’acide sulfurique (H2SO4) en présence du Bromocrésol. La fin de la réaction est indiquée par le virage de la couleur verdâtre à la couleur rose.

 Mode opératoire : Nous prélevons 100 ml de l’échantillon à analyser à l’aide d’une fiole jaugée de 100 ml que nous versons dans un erlenmeyer de 250 ml. Ensuite nous y ajoutons un sachet de Bromocrésol, puis nous faisons le titrage avec l’acide sulfurique (H2SO4) à 0,1 N. Si la solution vire du verdâtre au rose, nous notons la présence du bicarbonate dans l’eau. Lorsque nous obtenons la couleur rose juste après le mélange

avec le bromocréol, nous concluons que l’eau est acide et donc le pH est faible.

La concentration de l’ion bicarbonate est déterminée par la formule suivante :

- Ion Calcium (Ca²⁺)

 Mode opératoire : Nous prélevons 50 ml de l’échantillon à analyser à l’aide d’une fiole jaugée de 50ml que nous versons dans un erlenmeyer de 125 ml, nous y ajoutons ensuite 1ml d’une solution d’hydroxyde de potassium (KOH), puis un sachet de « CalVer ». Le titrage se fait avec l’EDTA (Acide Diamine Tétra Acétique). Si la solution vire du rose au bleu, nous notons la présence du Calcium dans l’eau. Il faut toujours rendre le milieu basique avec le KOH avant d’y ajouter le CalVer. La détermination de la concentration de l’ion Calcium se fait par la formule suivante :

-

 Mode opératoire : Nous prélevons 50 ml de l’échantillon à l’aide d’une fiole jaugée de 50 ml que nous versons dans un erlenmeyer de 125 ml ; nous y ajoutons ensuite 5 gouttes d’eau oxygénée à 3% et 5 ml d’acide chlorhydrique à 1 N ; nous chauffons le mélange et attendons10 min d’ébullition avant de le faire descendre de la plaque chauffante;

nous laissons refroidir jusqu’à 45°C ; nous y ajoutons 5ml d’une solution tampon à

l’aide d’une burette graduée et 5 gouttes d’Erichrome; enfin nous titrons avec l’EDTA.

Si la solution vire du rose au bleu, nous notons la présence du Magnésium dans l’eau.

La détermination de la concentration de l’ion Magnésium se fait par la formule suivante [HCO3-] en mg/L = Volume titrant (H2SO4) x M (HCO3-) avec M (HCO3-) = 61g/mol.

[Ca²⁺] en mg/L = Volume titrant (EDTA) x 0,4 x 𝑴 𝑪𝒂 𝑣𝑎𝑙𝑒𝑛𝑐𝑒 avec M (Ca)= 40,08g/mol et valence= 2

[Mg2+] = [Volume titrant (EDTA Mg²⁺) - Volume titrant (EDTA Ca²⁺)] x 0, 4 x 𝑴 𝑴𝒈 𝒗𝒂𝒍𝒆𝒏𝒄𝒆 avec M (Mg)=24,32g/mol et valence=2

Nous remarquons que :

 Si Volume titrant (EDTAMg²⁺) < Volume titrant (EDTACa²⁺) alors [Mg²⁺] = 0, donc il n’y a pas de Magnésium dans l’eau.

 Si Volume titrant (EDTAMg²⁺) >Volume titrant (EDTACa²⁺) alors il y a la présence du Magnésium dans l’eau

Détermination par calcul de l’alcalinité et de la dureté totale:

Le calcul de l’alcalinité et la dureté totale dépend des paramètres de la titrimétrie - L’alcalinité de l’eau est fonction du volume titrant de l’ion bicarbonate et est obtenue par la formule suivante :

- La dureté totale de l’eau est fonction des concentrations en ion calcium et magnésium (Ca²⁺

et Mg²⁺) et est déterminée par la relation suivante:

 La Spectométrie

Pour les analyses spectrophotométriques de l’eau, nous déterminons plusieurs paramètres selon les réactifs disponibles. A cet effet, nous allons présenter le protocole de dix (10) paramètres que nous avons eu à déterminer au cours de notre stage. Ce sont : la couleur, l’ion ammonium (NH4+), l’ion fluorure (F^-), l’ion nitrate (NO3-), l’ion nitrite (NO2-), le fer total (Fe^{2+ /3+}), l’ion iodure (I^-), l’ion sulfate (SO42-), l’ion phosphate (PO43-) et l’ion manganèse (Mn²⁺)

- La Couleur

Alcalinité (mg/L) =Volume titrant (H2SO4) × 100

Dureté totale = ([Ca²⁺] /𝑴(Ca) + [Mg²⁺] /M (Mg) ×100) avec M (Ca) = 40,08g/mol et M (Mg) = 24, 32g/mol

 Mode opératoire : nous prélevons 25 ml d’eau distillée dans une cuve circulaire de 25 ml pour faire le zéro de l’appareil. Nous prélevons ensuite 25 ml de l’échantillon puis nous faisons la lecture à 465 nm.

- L’ion ammonium (NH4+)

 Principe : le stabilisant minéral complexe la dureté dans l’échantillon. L’agent dispersant l’alcool polyvinylique aide à la formation de la coloration dans la réaction du réactif Nessler avec les ions ammoniums. Une coloration jaune proportionnelle à la concentration de l’ammonium se forme.

 Mode opératoire : nous prélevons 25 ml de l’eau distillée dans une cuve de 25 ml +1 ml de sel de Rochelle + 1 ml de la solution de Nessler pour faire le zéro de l’appareil. Nous prélevons ensuite 25 ml de l’échantillon + 1ml de sel de Rochelle +1ml de la solution de Nessler.

Nous mélangeons et nous faisons la lecture à 425 nm après 1minute.

Le calcul de la concentration de NH4+ se fait en multipliant la valeur X de N-NH4+ sur l’appareil par 1,29

-

 Principe : la méthode de SPAND pour la détermination du fluorure avec une solution laque rouge de zirconium. Le fluorure se combine avec une partie du zirconium pour former un complexe zirconium-fluorure incolore produisant une diminution de la couleur proportionnelle à la concentration du fluorure.

 Mode opératoire : nous prélevons 10 ml de l’eau distillée dans une cuve de 10 ml +2 ml de SPAND pour faire le zéro de l’appareil. Nous prélevons ensuite 10 ml d’échantillon + 2 ml de SPAND. Nous mélangeons et faisons la lecture à 580 nm après 1minute.

- Manganèse (Mn²⁺)

 Mode opératoire :

Nous sélectionnons le programme d'analyse (295 Manganèse HR) et démarrerons le spectrophotomètre. Nous prélevons ensuite 10 ml de l’échantillon pour faire le zéro.

Juste après, nous prélevons 10 ml de l’échantillon et y ajoutons une (01) gélule de tampon citrate pour manganèse (Buffer Powder Pillow, Citrate Type for Manganese). Il faudra alors retourner pour homogénéiser et y ajouter maintenant une (01) gélule de

; en présence de manganèse, une coloration violette se développe - faire la lecture 8 mn après à la longueur d’onde de 525 nm.

- Ion nitrates (NO3-)

 Mode opératoire : nous prélevons 25 ml de l’échantillon dans une cuve de 25 ml pour faire le zéro de l’appareil. Nous prélevons ensuite 25 ml de l’échantillon + 1 sachet de NitraVer, puis nous agitons pendant 1 minute et nous faisons la lecture à 500 nm après 5 minutes. Le calcul de la concentration de l’ion nitrate (NO3-) se fait en multipliant la valeur X de N- NO3-lue sur l’appareil par 4,4.

- L’ion nitrites (NO2-)

 Mode opératoire : nous prélevons 25 ml de l’échantillon dans une cuve de 25 ml pour faire le zéro de l’appareil. Nous prélevons ensuite 25 ml de l’échantillon + 1 sachet de NitriVer. Nous mélangeons et nous faisons la lecture à 515 nm après 20 minutes. Le calcul de la concentration du NO2- se fait en multipliant la valeur X de N- NO2- lue sur l’appareil par 3,3.

- L’ion fer total (Fe^2+/3+)

 Principe : le réactif ferrover réagit avec tout le fer dissous et la plupart des formes insolubles du fer ferreux présent dans l’échantillon pour produire du fer ferreux soluble.

Le fer ferreux réagit avec 1,10 phénanthioline du réactif pour former une coloration orange.

 Mode opératoire : nous prélevons 10 ml de l’échantillon dans une cuve de 10 ml pour faire le zéro de l’appareil. Nous prélevons ensuite 10 ml de l’échantillon + 1sachet de FerroVer. Nous mélangeons et nous faisons la lecture à 510 nm après 3 minutes.

- L’ion Iodure (I^-)

 Principe : l’iode réagit avec le DPD pour former une coloration rouge proportionnelle à la concentration de l’iode total

 Mode opératoire : nous prélevons 25 ml de l’échantillon dans une cuve de 25 ml pour faire le zéro de l’appareil. Nous prélevons ensuite 25 ml de l’échantillon + 1 sachet de

DPD Total Chlorine. Nous mélangeons et nous faisons la lecture de l’ion iodure à 530 nm après 3minutes.

- Ions phosphates (PO43-)

 Principe : l’orthophosphate réagit avec le molybdate en milieu acide pour produire un complexe phospho-molybdate. L’acide ascorbique réduit le complexe donnant une coloration intense de bleu de molybdène.

 Mode opératoire : nous prélevons 25 ml de l’échantillon dans une cuve de 25 ml pour faire le zéro de l’appareil. Nous prélevons ensuite 25 ml de l’échantillon + 1 sachet de PhosVer. Nous mélangeons et faisons la lecture à 880 nm après 5 minutes.

- Ions sulfates (SO42-)

 Principe : les ions sulfates réagissent avec le baryum du réactif sulfaver et produit un précipité de sulfate de baryum insoluble. La quantité de turbidité formée est proportionnelle à la concentration du sulfate.

 Mode opératoire : nous prélevons 25 ml de l’échantillon dans une cuve de 25 ml pour faire le zéro de l’appareil. Nous prélevons ensuite 25 ml de l’échantillon + 1sachet de SulfaVer. Nous mélangeons et faisons la lecture à 450 nm après 5 minutes.

Il est à noter que pour ces derniers paramètres, le zéro se fait échantillon par échantillon et que la minuterie pour chaque paramètre est imposée par le spectrophotomètre sauf au niveau du Nitrite.

 La turbidité

Principe : La turbidité désigne la teneur d'un fluide en matières qui le troublent. Dans les eaux courantes, elle est généralement causée par des matières en suspension et des particules colloïdales qui absorbent, diffusent et/ou réfléchissent la lumière. On mesure la turbidité en unités de Turbidité Néphélométriques (UTN) à l’aide d’un turbidimètre.

Cet instrument envoie un rayon de lumière à travers un échantillon d’eau et mesure la quantité de lumière qui passe à travers l’eau par rapport à la quantité de lumière qui est réfléchie par les particules dans l’eau. La turbidité peut s’échelonner de moins d’une UTN à plus de 1 000 UTN

.

Photo 1 : Le turbidimètre Source : Laboratoire Centrale d’analyse des eaux du Bénin, 2017

Mode opératoire : Le turbidimètre utilisé ici est un turbidimètre Hanna (Modèle HI-98703). Il s’agit de prélever 10 ml de l’échantillon dans une cuve cylindrique et de procéder à la lecture de la turbidité en appuyant sur le bouton adéquat.

 Analyses microbiologiques

L’analyse bactériologique de l’eau consiste à évaluer les bactéries présentes dans l’eau. Elle est une analyse très délicate qui nécessite des précautions d'hygiène à prendre tout au long de ses étapes. L’analyse bactériologique de l’eau utilise un dispositif assez particulier : le dispositif de la membrane filtrante. Elle se déroule en plusieurs étapes à savoir : la préparation des milieux de cultures, l’ensemencement des membranes, l’incubation et la lecture.

Préparation des milieux de cultures

Les milieux de cultures sont des produits naturels et/ou synthétiques composés de substances et d’éléments indispensables au développement des microorganismes dans des conditions physico-chimiques et nutritives bien définies. Chaque milieu est utilisé pour rechercher des microorganismes spécifiques. Au cours de notre stage nous avons eu à préparer trois différents milieux de cultures à savoir : le Coliforme Agar, l’Agar sélectif. Ces milieux de culture sont destinés à la recherche de trois (03) types de microorganismes qui sont respectivement les Coliformes totaux et fécaux, les Streptocoques fécaux.

 Coliformes Agar

Le coliforme Agar est un milieu de culture utilisé pour l’identification des coliformes totaux et fécaux dans les échantillons hydriques ou alimentaires. Le protocole de la préparation d'un

volume de 200 ml de coliforme agar est le suivant : Nous pesons 5,3g de poudre granuleuse de coliforme agar avec une balance de précision à l'aide d'une spatule stérilisée et du papier aluminium. A l'aide d'une éprouvette stérilisée nous prélevons 100 ml d'eau distillée stérilisée dans un erlenmeyer de 500 ml. Le milieu de culture pesé est alors versé dans l'erlenmeyer et nous rinçons le papier aluminium avec 100 ml d'eau distillée stérilisée dans l'erlenmeyer. Nous fermons le mélange avec du coton hydrophobe et du papier aluminium pour le faire fondre sur une plaque chauffante à une température de 350°C jusqu'à l'apparition des mousses.

Après refroidissement à une température de 40°C nous faisons le coulage du milieu de culture à raison de 5 ml par boîtes de Pétri préalablement stérilisée ; Si le milieu de culture ne sera pas utilisé dans l'immédiat nous rangeons les boîtes de Pétri coulées dans le réfrigérateur.

 Agar sélectif

L’Agar sélectif est un milieu de culture qui permet de déterminer les streptocoques fécaux dans l’eau et les produits alimentaires. Par ailleurs, pour préparer un volume de 200ml d’Agar sélectif, nous pesons 8,5g de poudre granuleuse d'agar sélectif avec une balance de précision à l'aide d'une spatule stérilisée et du papier aluminium. A l'aide d'une éprouvette stérilisée nous prélevons 100 ml d'eau distillée stérilisée dans un erlenmeyer de 500 ml. Le milieu de culture pesé est alors versé dans l'erlenmeyer et nous rinçons le papier aluminium avec 100 ml d'eau distillée stérilisée dans l'erlenmeyer. Nous fermons le mélange avec du coton hydrophobe et du papier aluminium pour le faire fondre sur une plaque chauffante à une température de 350°C jusqu'à l'apparition des mousses. Juste après la descente du mélange nous ajoutons 1 ml de solution TTC et nous laissons refroidir à une température de 40°C puis nous faisons le coulage du milieu de culture à raison de 5 ml par boîte de Pétri stérilisée ; Si le milieu de culture ne sera pas utilisé dans l'immédiat nous rangeons les boîtes de Pétri coulées dans un réfrigérateur.

Notons que ces opérations s'effectuent dans les conditions aseptiques en présence d'un brûleur à flamme afin d'éviter toutes contaminations.

Ensemencement des milieux de culture par les membranes

L'ensemencement des milieux de culture consiste à utiliser la technique de filtration membranaire à l’aide du dispositif de la membrane filtrante.

Avant de passer à la technique de la filtration membranaire proprement dite nous stérilisons l’environnement de travail à la flamme, de même que les boites de pétri contenant les milieux de culture et la face supérieure de la plaque poreuse, l’entonnoir-réservoir et la pincette qui servira à prendre la membrane filtrante. Nous prenons une membrane avec la pincette stérilisée

et nous la déposons sur la plaque poreuse ; nous plaçons l’entonnoir réservoir au-dessus de la membrane et nous installons le dispositif de fixation. Nous versons 100 ml d’eau distillée stérilisée pour faire le témoin dans le réservoir et nous mettons en marche la pompe aspirante en appuyant sur l’interrupteur pour laisser l’eau s’écouler lentement sous l’action du vide. Après avoir retiré soigneusement la membrane avec la pincette stérilisée nous l’ensemençons dans une boîte de Pétri codée contenant le milieu de culture choisi. Nous reprenons le processus du début mais ici nous l’appliquons à l’échantillon d’eau à analyser tout en versant dans l’entonnoir-réservoir un volume de 100 ml ou 50 ml de l’échantillon selon sa nature.

Incubation des boites de Pétri ensemencées

L'incubation est le fait de mettre les boîtes de Pétri ensemencées dans un environnement adapté pour le développement des microorganismes pendant un temps déterminé.

Pour incuber les différentes boîtes de Pétri nous les rangeons dans un incubateur tout en tournant leurs faces supérieures. Les boîtes de Pétri contenant le coliforme agar et l'agar sélectif sont incubées à 44°C pendant 24 h à 48 h, par contre celles contenant l'agar TCBS sont incubées à 37°C pendant 24h à 48 h.

Lecture des boites de Pétri incubées

La lecture consiste à faire le comptage des colonies obtenues sur les boîtes de Pétri après incubation. Notons que cette lecture se fait manuellement dans ce laboratoire.

En effet, les colonies obtenues sur les boîtes contenant le milieu de culture coliforme agar présentent une couleur violette (ce sont des Coliformes totaux) et une couleur bleue et verte (ce sont des Coliformes fécaux) ; celles obtenues sur les boîtes contenant l'agar sélectif ont un couleur marron donc sont des Streptocoques fécaux

Après la lecture nous retirons tous les milieux de culture avec les millipores dans du papier aluminium et procédons à la destruction.

Après destruction des milieux de culture, nous trempons les boîtes de pétri dans l’eau de javel savonneuse pendant 48h puis nous les lavons et les stérilisons.

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

II- Synthèse bibliographique

Notre étude a pour but l’évaluation du potentiel de Psidium guajava dans le traitement des eaux par coagulation-floculation. Psidium guajava est un arbre tropical plus connu pour ses fruits, comestible et apprécié par un grand nombre (Wikipédia, 2017). Appartenant à la famille des

Myrtacées, il est connu sous le nom de ‘’ Kinkuntin’’ en fon au Bénin.

Les études menées par Aweng et al. (2012) démontrent que ses feuilles sont constituées d’une huile essentielle riche en cinéole, et contenant des en flavonoïdes, des tannins, chlorophylle et quelques minéraux. Les recherches d’Aweng démontrent aussi que l’écorce du Psidium guajava contient aussi des tanins (entre 12 à 30%), des résines et de l’oxalate de calcium. Le goyavier est donc une plante très riche en tannin. Ses feuilles en possèdent la plus large proportion (Aweng et al. ;2012). L’une des caractéristiques premières des tanins, étant leur capacité à précipiter les protéines, on pourrait estimer qu’un coagulant extrait du Psidium guajava aurait un fort potentiel en termes de traitement hydrique. De plus les recherches publiées par Dweck, A.C. (1987)., dans A review of Guava (Psidium guajava) montrent que les extraits issus des feuilles du goyavier sont capables de stimuler la vasoconstriction et peut jouer le rôle d’astreignant anti diarrhéique. A ce titre les racines, les écorces et les feuilles de cette plante ont souvent été utilisé sous forme d’infusion pour le traitement de la dysenterie, la gastroentérite, la diarrhée, de l’ulcère… (A. M. Metwally et al.,). On peut donc déduire que cette plante conformément à l’hypothèse de Orwa et al. (2009) a des vertus bactéricides. Aussi la richesse des feuilles en tannin leur confère des propriétés antiseptiques. (Hernandez et al., 1971)

Enfin Yap L.L dans sa revue Performance of Rambutan Seed as Iron and Manganese Removal in Ground paru en 2013 juge l’utilisation des extraits aqueux de Psidium guajava dans le traitement des eaux comme une méthode à la fois peu onéreux et efficace.

2.1- Généralités 2.1.1- Le goyavier

Le goyavier (Psidium guajava) est un arbre de la famille des Myrtacées qui pousse dans les régions tropicales d'Amérique et d'Afrique. Cet arbre fruitier est cultivé depuis plus de 2 000

ans. Le mot « goyave » provient du mot de langue arawak guaiaba, qui signifie « fruit » (Wikipédia, 2017).

Classification

Règne Plantae Sous règne Tracheobionta Division Magnoliophyta Classe Magnoliopsida Sous-classe Rosidae Ordre Myrtales Famille Myrtaceae Genre Psidium

Source : Wikipédia.com ; 2017

Description C'est un arbre de taille moyenne qui peut atteindre 8 m de hauteur. Les feuilles de forme

oblongue sont couvertes d'un fin duvet sur la face inférieure. Elles peuvent atteindre 15 cm de long et 7 cm de large. Il est pollinisé par les insectes.

Variétés Le goyavier commun, Psidium guajava, est un petit arbre de la famille des Myrtaceae, dont les feuilles ont de nombreuses nervures et dont les fleurs sont de couleur blanche ou crème. Le fruit est de taille et de forme variable, mais il est généralement de 4 à 8 cm de long. En mûrissant, la goyave passe du vert sombre au vert clair ou au jaune. La chair peut être blanche, jaune, rose ou rouge et le fruit contient de très nombreuses graines qui ressemblent à des pépins. Une autre variété de goyavier est le Psidium cattleianum, aussi appelé goyavier de Chine. Il est très différent du goyavier commun. Ses feuilles sont plus petites, plus brillantes et d'un vert plus foncé. Le fruit est également plus petit (dépassant rarement 4 cm), généralement rouge vif ou violacé, et contient plusieurs grosses graines semblables à des noyaux. Les deux variétés portent généralement fruit pendant la saison chaude et humide

Origine et distribution

Natif des Caraïbes et de l'Amérique centrale, c'est un arbre fruitier que l'on trouve dans l'ensemble de l'Amérique tropicale, il fut introduit avec succès dans les régions d'altitude en Afrique où l'on peut trouver les mêmes conditions climatiques tropicales, humides et sèches, que dans sa région d'origine. On le trouve également sur les rives des fleuves. En Europe, il n'est pas très rustique et ne résiste pas à des températures négatives prolongées.

Le fruit

La goyave est un fruit tropical d'origine d'Amérique centrale, brésilienne et antillaise notamment, comestible rond, ovale ou en forme de poire, de 3 à 10 cm de diamètre (jusqu'à 12 cm dans certains cultivars). Il a une peau fine et fragile, complètement verte à jaune, piquetée de noir chez quelques espèces quand le fruit est mûr, rose à rouge chez d'autres. Sa chair est crème à orange saumon avec plusieurs petits grains durs et un arôme fort et caractéristique. La goyave est riche en vitamines A, B et C ; la goyave est plus riche en vitamine C que les agrumes habituels, la peau en contenant près de cinq fois plus qu'une orange, soit en moyenne 243 mg par 100 g. Elle contient aussi des quantités importantes de calcium, ce qui est peu courant dans un fruit. La goyave peut se manger telle quelle, en jus, en sorbet, ou en sirop ; la gelée de goyave est très appréciée dans les pâtisseries. Le jus de goyave peut être blanc ou rose.

Photo 2 : La Goyave

Source : Laboratoire Centrale d’analyse des eaux du Bénin, 2017

Ces fruits sont consommés fraîches et peuvent être transformées en confitures, en gelées et en jus de fruits.

Ce tableau présente l'apport énergétique (Calories) de 100 grammes de goyave et les nutriments (protéines, glucides, sucres, matières grasses / lipides, acides gras saturés, fibres alimentaires, sels minéraux et vitamines) qui entrent dans sa composition.

Les quantités de nutriments indiquées sont des valeurs moyennes, ces valeurs peuvent varier pour différents types de goyave.

Tableau 1 : Composition moyenne de la goyave

Composition Quantités

Energies 87.9 KCal

Protéines 0.4 g

Glucides 19.4 g

Lipides 0.1 g

Alcool 0 g

Eau 76.6 g

Fibres 2.03 g

Minéraux et vitamines Abondant

Source : www.Wikipédia.com; 2017 .Les feuilles

Utilisations

Le goyavier est un arbre fruitier d'une grande importance économique. Les feuilles du goyavier ont généralement 10 à 12 cm de long et 5 à 7 cm in de large. Elles sont de couleurs vertes et ont une texture souple (A. M. Metwally et al ; 2011). On confère à ses feuilles plusieurs capacité

(anti-oxydant,.antibactérien,.anticancérigène…) Aussi ses feuilles, préalablement lavées, peuvent être mâchées ou servir à préparer une

décoction que l'on boit en cas de diarrhée, en particulier lorsqu'on contracte la turista. Dans le cadre du traitement des eaux ; les feuilles du goyavier ont été expérimentées.

2.1.2- L’eau Généralités

L’eau est considérée à juste titre comme source de vie. C’est est une substance chimique constituée de molécules H2O. Ce composé est très stable et néanmoins très réactif. Dans de nombreux contextes le terme eau est employé au sens restreint d'eau à l'état liquide, et il est également employé pour désigner une solution aqueuse diluée (eau douce, eau potable, eau de mer, eau de chaux, etc.). L'eau liquide est un excellent solvant. On ne peut pas vivre sans eau.

L’organisme humain est constitué d’une grande quantité d’eau.

Critères de potabilité de l'eau

Pour que l'eau soit potable, il faut qu'elle soit :

 dépourvue de matière organique

 fraîche

 inodore

 oxygénée

 dépourvue de germe pathogène

 faiblement minéralisée

 incolore

 limpide

L’eau potable doit satisfaire un certains nombre de critères repartis en différents groupes : a) Critères organoleptiques

L'eau ne doit avoir ni saveur, ni odeur désagréable, elle ne doit être ni trouble ni colorée.

b) Critères physio- chimiques

Au Bénin une eau de boisson doit être conforme aux normes de qualités physico-chimiques (Tableau 1, Annexe)

c) Critères bactériologiques

L'eau potable doit être exempte de microorganismes pathogènes.

L'eau est déclarée bactériologiquement pure s'il y a absence de :

 Bactéries coliformes

 Escherichia coli (Entérobactéries), KES, salmonella

 Streptocoques fécaux

 Clostridium sulfatoréducteur

 Bactériophages

 Virus et parasites

Le tableau 2 (Annexe) récapitule les normes recommandées en République du Bénin selon l'article 11 du décret n°2001-094 du 20 février 2001 pour ces différents germes.

2.1.3- Traitement des eaux

Le traitement des eaux se définit comme l’ensemble des procédés utilisés en vue d’obtenir une eau potable ou idoine à la consommation humaine. Il peut être complété par une filtration.

Les techniques de traitement de l’eau :

 Adoucissement

 Coagulation

 Floculation

 Lagunage

 Osmose Inverse

 Traitements Biologiques

 Traitement des boues

Source: Cardot C. (1999). « Les traitements de l'eau »

Le traitement qui nous intéresse est celui de la coagulation-floculation.

La coagulation-floculation est un procédé de traitement physico-chimique d’épuration de l’eau utilisé pour le traitement de potabilisation ou le traitement d’eau usée.

Son principe repose sur la difficulté qu’ont certaines particules à se décanter naturellement : les colloïdes.

La coagulation floculation : Principe

Les particules colloïdales Les particules colloïdales sont caractérisées par deux points essentiels : d'une part, elles ont un diamètre très faible (de 1 nm à 1 µm), d’autre part, elles ont la particularité d'être chargées électro négativement, engendrant des forces de répulsions inter-colloïdales. Ces deux points confèrent aux colloïdes une vitesse de sédimentation extrêmement faible (que l'on peut même considérer comme nulle dans le cadre du traitement de l'eau). La coagulation-floculation est un procédé permettant, en deux temps, de s'affranchir de cette absence de sédimentation. Cette technique permet de s'attaquer aux deux caractéristiques - mentionnées précédemment - rendant impossible une élimination naturelle des particules colloïdales.

La coagulation

Dans un premier temps, la coagulation, par un ajout de sels métalliques (généralement de fer ou d'aluminium), permet de supprimer les répulsions inter colloïdales : les cations métalliques (Al³⁺ et Fe³⁺) se lient aux colloïdes et les neutralisent. Les particules colloïdales peuvent désormais se rencontrer.

La floculation Dans un second temps, la floculation permet de s'attaquer au problème du faible diamètre des colloïdes. Le véritable souci est en fait la masse, qui ne permet pas une sédimentation naturelle et exploitable dans le cadre d'un traitement. La solution exploitée par la floculation est de provoquer, grâce à l'ajout de floculant, une agglomération des particules colloïdales. Par la suite, cet agglomérat de colloïdes appelé floc dispose d'une masse suffisante pour pouvoir se décanter. Le floculant ajouté est généralement un polymère, qu'il soit organique ou naturel, qui va jouer le rôle de colle entre les colloïdes.

Mise en œuvre

Du point de vue de la mise en œuvre de la coagulation-floculation, deux paramètres nécessitent une attention particulière lors du dimensionnement d'un traitement de coagulation-floculation : les quantités de réactifs à ajouter et les vitesses d'agitation du milieu réactionnel. Ces quatre valeurs (une quantité de réactif et sa vitesse d'agitation associée pour la coagulation puis une quantité de réactif et sa vitesse d'agitation associée pour la floculation) sont à déterminer en fonction de l'eau à traiter. Et dans ce domaine, il n'existe pas de règle ou de formule de dimensionnement : ces valeurs ne peuvent être déterminées que de façon empirique, par tâtonnements et par des essais sur échantillons en laboratoire.

Le jar test Il consiste en une rangée de béchers alignés sous un appareillage permettant de tous les agiter

à la même vitesse. Les différents béchers ont reçu une dose différente de réactifs et à la fin de l'expérimentation, on détermine quels sont les couples quantités de réactifs / vitesse et temps d'agitation qui permettent d'obtenir l'eau la plus limpide, les flocs les plus gros et les mieux décantés. Concernant les vitesses d'agitation, la seule certitude est que la coagulation nécessite une vitesse d'agitation plutôt rapide (afin de bien mélanger l'eau et que les colloïdes et les cations métalliques se rencontrent et se neutralisent) et que la floculation quant à elle nécessite

une vitesse relativement lente (afin de favoriser la rencontre et l'agrégation des colloïdes mais sans détruire les flocs déjà formés)

Application dans le traitement des eaux

Dans le cadre d'un traitement de potabilisation, la coagulation-floculation peut être utilisée pour éliminer la turbidité de l'eau (microparticules comme l'argile responsable d'un trouble de l'eau).

Pour potabiliser de l'eau, un procédé de coagulation-floculation doit s'accompagner d'une décantation et d'une élimination rigoureuse des flocs. De plus, les quantités de réactifs doivent être précisément évaluées pour ne pas en ajouter de trop. Dans le cadre du traitement d'eaux usées, on rencontre souvent la coagulation-floculation comme système de traitement tertiaire dans une station d'épuration urbaine destinée à éliminer la pollution phosphorée.

Photo 3 : Mise en œuvre du Jar-test au laboratoire central d’analyse des eaux Source : Laboratoire Centrale d’analyse des eaux du Bénin, 2017

CADRE, MATERIELS ET

METHODES

III- Cadre, Matériels et Méthodes

3-1 : Cadre de recherche

La préparation des extraits aqueux, les expériences de coagulation-floculation et les analyses physico-chimiques et bactériologiques des eaux traitées ont été effectués dans le laboratoire d’analyse de la Direction Générale de l’Eau.

3-2 : Matériels

3-2-1 : Matériels végétal Dans le cadre de cette étude, le matériel végétal utilisé pour le traitement des eaux est constitué de la poudre de feuille de goyavier séchée. Les feuilles ont été collectées en début de pousse sur un goyavier de la localité dans la commune d’Abomey-Calavi. Séchées au laboratoire durant une semaine, les feuilles ont ensuite été réduites en poudre pour les besoins expérimentaux.

Photo 4 : Feuille de Psidium Guajava

Source : Laboratoire Centrale d’analyse des eaux du Bénin, 2017

3-2-2 : Matériels de laboratoire

Pour mener à bien nos expériences, nous avons utilisés des matériels classiques de laboratoire utilisés pour la préparation de solution et les analyses physico-chimiques et bactériologiques.

Ces matériels sont consignés dans le tableau 4.

Tableau 4 : Matériels de laboratoire

Noms Usage principal

Béchers Pour contenir les échantillons

Balance Pesage

pH-mètre Mesure du pH

Conductimètre Mesure de la conductivité

Erlenmeyer Préparation de l’extrait aqueux

Tubes à essais Pour contenir les extraits aqueux

Eprouvettes graduée Pour mesurer les volumes

Pipettes et Propipettes Prélèvement de volumes précis de solution

Mortier et pistil Broyage

Papier filtre Pour la filtration des extraits aqueux Bidons de 25 litres Pour le prélèvement des échantillons Agitateur magnétique Homogénéisation des solutions

Tamis Tamisage du broyat

Floculateur de type Pour le Jar-test

Spectrophotomètre Détermination de quelques paramètres chimiques (Fer, Manganèse…) des eaux brutes et eaux traitées

Plaque chauffante Chauffage et stérilisation

Boîte de Pétri Mise en culture des microorganismes

Dispositif de filtration sur membrane cellulosiques

Stérilisation du matériel

Membrane cellulosique Utiliser en microbiologie

Milieux de culture Support permettant la culture des

microorganismes

Bec bunsen Sterilisation

Incubateur Pour l’ensemencement

Loupe Dénombrement des microorganismes

3-3 : Méthodes 3.3.1- Echantillonnage

L’eau brute a été prélevée sur le lac Nokoué dans la localité de Sô-Ava. Les échantillons ont été prélevés dans des bidons de 25 Litres. Les bidons bien que propre ont encore été rincés aux échantillons d’eau prélevés puis fermés hermétiquement. Afin de préserver l’intégrité physico- chimique des échantillons sur la période des analyses, nous les avons conservés dans un environnement très frais.

3.3.2- Préparation des extraits aqueux de Psidium guajava

Des jeunes pousses de Psidium gujava ont ensuite été soigneusement collectés sur un goyavier à Togoudo dans la commune d’Abomey-Calavi. Les jeunes feuilles collectées ont été découpées en petit morceau et lavés à l’eau distillée avant d’être séchés à l’air. Après avoir été sécheés pendant une semaine au laboratoire, les feuilles ont été réduites en poudre à l’aide d’un mortier.

Photo 5: Feuilles séchées de Psidium guajava

Source : Laboratoire Centrale d’analyse des eaux du Bénin, 2017

La poudre de Psidium gujava ainsi obtenu a été tamisée à l’aide d’un tamis de faible porosité afin que le coagulant ne contienne pas de grosse particule pouvant favoriser la turbidité de l’eau.

Photo 6 : Poudre de Psidium guajava

Source : Laboratoire Centrale d’analyse des eaux du Bénin, 2017

Les particules recueillis après tamisage ont alors servi à la préparation de l’extrait aqueux de Psidium gujava. Pour la préparation de cet extrait aqueux, 1g de poudre de feuilles de goyave séchées a été pesé à l’aide d’une balance. A cette quantité de poudre de feuilles de goyave séchées on ajoute 100 ml d’eau distillée. On procède ensuite au mélange dans un erlenmeyer pendant 1 heure grâce à un agitateur magnétique. Suite à cela, le mélange est laissé au repos pour favoriser la décantation des particules solides. L’on se sert ensuite d’un papier filtre pour filtrer le mélange. Le liquide ainsi recueilli sert alors de coagulant et est utilisé pour la suite des expérimentations.

Photo 7: Extrait aqueux de Psidium guajava

Source : Laboratoire Centrale d’analyse des eaux du Bénin, 2017

3.3.2.2- Préparation des extraits aqueux du disulfate d’aluminium (Alun) 3.3.3- Procédure des essais de traitement au Jar- Test

Le Jar Test est réalisé dans 4 béchers. Le but du Jar Test est de déterminer les doses optimales de coagulant végétaux nécessaires au traitement d’une quantité donnée de l’échantillon. Le jar test consiste en une rangée de bécher alignés sous un appareillage (le floculateur) permettant de tous les agiter à la même vitesse. Les différents béchers reçoivent une dose différente du coagulant et à la fin de l’expérimentation on détermine quelle quantité de réactifs permet

d’obtenir l’eau la plus limpide, les flocs les plus gros et les mieux décantés.

Dans notre cas chaque bécher est donc rempli de 250 ml de l’échantillon d’eau préalablement prélevé auquel on ajoute différentes concentrations d’extraits aqueux de Psidium gujava. On ajoute respectivement 2 ml, 4ml, 6ml et 8ml d’extrait aqueux de Psidium gujava dans chacun des quatre béchers. L’expérience de coagulation-floculation a été réalisée en effectuant un mélange rapide (200 rpm) des échantillons pendant 3 min suivi d’un mélange lent (50 rpm) pendant 30 minutes. L’eau ainsi traité est laissée à la décantation pendant deux heures. Le surnageant a ensuite été recueillis pour les différents analyses.

La différence de concentrations des différents paramètres physico-chimiques et microbiologiques mesurés avant et après le traitement de l’eau ont pour but de permettre une évaluation de l’efficacité du coagulant extrait de Psidium gujava dans le traitement des eaux de boisson.

Photo 8: Traitement au Jar-test

Source : Laboratoire Centrale d’analyse des eaux du Bénin, 2017 3.3.4- Analyses physico-chimique

Les analyses physico-chimiques effectuées ont permis de déterminer la turbidité, la couleur, le pH, la concentration en fer et en manganèse des échantillons d’eau traité. La détermination du pH et de la turbidité a nécessité respectivement l’utilisation du pH-mètre et du turbidimètre. Par contre la détermination de la concentration en fer, en manganèse et la couleur s’est fait au spectrophotomètre.

3.3.4- Analyses Microbiologiques

L’analyse bactériologique de l’eau consiste à évaluer les bactéries présentes dans l’eau. Elle est une analyse très délicate qui nécessite des précautions d'hygiène à prendre tout au long des étapes. L’analyse bactériologique de l’eau utilise un dispositif assez particulier : le dispositif de la membrane filtrante. Elle se déroule en plusieurs étapes à savoir : la préparation des milieux de cultures, l’ensemencement des membranes, l’incubation et la lecture.

RESULTATS ET DISCUSSIONS

IV- Résultats et discussions 4.1- Résultats et analyses

4.1.1- La Turbidité

Les expériences menées ont montré la réduction de la turbidité sur trois échantillons d’eau prélevée après traitement aux extraits aqueux de Psidium gujava. Les trois échantillons présentent respectivement des turbidités initiales de 44,96 UTN (Echantillon1), 84,5 UTN (Echantillon 2) et de 60,26 UTN pour le troisième échantillon. La figure 2 résume les résultats obtenus :

Figure 2 : Variation de la turbidité en fonction de la dose du coagulant

Il ressort de l’analyse de la figure N°2 présentant les variations de la turbidité de chacun des échantillons en fonction de la dose de coagulant extrait de Psidium guajava ajoutée que l’ajout progressif de 20 à 80 mg/l de ce coagulant induit une diminution de la turbidité de chacune des eaux traitées. En effet la turbidité de l’échantillon 1 décroit graduellement de 44,96 UTN initial à 15,3 UTN après ajout de 80 mg/l du coagulant extrait de Psidium guajava soit un taux d’abattement de 65,96%. Aussi est-il observé que le deuxième échantillon traité présentant au départ un taux d’abattement de 84,5 UTN a aussi subit une diminution notable de sa turbidité.

Dans ce cas aussi, la turbidité décroit progressivement suivant la dose de coagulant ajoutée. Le taux d’abattement maximale (49,34%) est observé après ajout de 80 mg/l du coagulant. Enfin

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

turbidité résiduel (NTU)

Dose du coagulant en mg/l

E1 E2 E3