Examen parasitologique des crachats au CHPP-AKRON

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Présenté et soutenu par Jeanne Y. GBAGUIDI KPODJEDO Page 1

REPUBLIQUE DU BENIN

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MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI (UAC) ***********

ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI (EPAC) ****************

Centre Autonome de Perfectionnement

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1^ère PROMOTION DE LICENCE PROFESSIONNELLE ***************

Analyses Biomédicales

Directeur de l’EPAC

Professeur Mohamed SOUMANOU Directeur Adjoint de l’EPAC Professeur Clément AHOUANOU

Chef Département de l’EPAC Docteur Pascal S. ATCHADE

Chef du CAP

Professeur Christophe AWANTO

Coordonnateur du CAP

Docteur René DEGNON

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LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DU CAP/ ABM

OPTION : Analyses biomédicales

N° NOM ET PRENOMS MATIERES ENSEIGNEES 1 AGBAGNAN Pascal Méthodologie de la recherche 2 ALAMOU Alain Statistique

3 AGBANNON Tirbuce Gestion de l’entreprise 4 AGOSSOU Gilles Droit de travail

5 AHOYO Théodora Angèle Microbiologie / santé publique et hygiène hospitalière 6 AKOWANOU Christian D. Physique

8 APOVI D. Casimir Biologie cellulaire / Physiologie humaine et biochimie métabolique

9 ALITONOU Alain Guy Chimie Générale / Chimie organique

10 ANAGO Eugénie Biochimie structurale / Biochimie Clinique / Biologie Moléculaire

11 ATCHADE S. Pascal Parasitologie / Mycologie 12 BANKOLE Honoré Bactériologie / Virologie 13 DESSOUASSI Noël Biophysique

DOSSOU Cyriaque Technique d’Expression en méthode de communication 14 DOUGNON T. Victorien Microbiologique / Déontologie

15 HOUNNOU Hyppolite Mathématique 16 HOUNSOSSOU Hubert Anatomie

KOUNASSO Gabriel Informatique médicale 17 LOKO Fréderic Biochimie Clinique

18 LOZES Evelyne Immunologie/ immuno- pathologie/ Equipement médicaux 19 KLOTOE Jean Robert Equipement biomédicaux

20 SENOU Maximin Histologie Appliquée

21 SEGBO Julien Biochimie/Biologie moléculaire 22 TCHOBO Fidèle Paul

23 YADOULETON Anges Entomologie

.24 YEHOUENOU Boniface Microbiologie générale 25 YOVO K. S. Paulin Pharmacologie/ Toxicologie

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DEDICACE

Je dédie ce travail

A

Mon cher époux Florent A. GBAGUIDI, tu as été un grand soutien durant tout le temps qu’a duré ce travail. Je tiens à te témoigner ici toute ma gratitude et ma reconnaissance ; car ceci est le fruit de notre amour.

Que Dieu nous accorde santé et longévité !

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REMERCIEMENT S

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Nos sincères et profonds remerciements à toutes les personnes qui de près ou de loin ont contribué à la réalisation de ce travail. Nous pensons particulièrement :

Au Docteur Pascal S. ATCHADE

Chef Département de Génie Biologie Humaine ; votre disponibilité à diriger ce travail avec sollicitude et grande rigueur scientifique nous laisse dans l’admiration. Vos conseils et votre amour pour le travail bien fait ont été pour nous une source d’inspiration.

Nous sommes honorés et vous rassurons cher maître de notre profonde reconnaissance.

Nous admirons votre rigueur, votre esprit de synthèse et l’immensité de votre connaissance scientifique.

Trouvez-ici l’expression de notre profonde admiration.

A ma tutrice Mme TCHINTCHIN Aline

Vous avez permis la réalisation de ce travail, en mettant à notre disposition tout ce dont nous avions besoin. Trouvez à travers ce travail le gage de notre profonde reconnaissance.

A tous les enseignants du CAP/ABM.

Vous nous avez donné une formation soutenue, riche de savoir être. Que ce travail soit pour nous l’élément propulseur qui nous permettra de suivre vos pas.

A tous les enseignants de l’EPAC.

Sincères remerciements

A tout le Personnel du laboratoire du CHPP AKRON A M. ALOWANOU Bernard

A M. et Mme ADANHODE A M. et Mme da SILVA

A Mes frères et sœurs

Recevez par ce travail, le témoignage de toute mon affection et ma vive reconnaissance par vos multiples conseils et soutiens à mon égard.

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A son Excellence Monsieur le Président du Jury ;

C’est un privilège que vous nous offrez en acceptant de juger ce travail. Nous n’avons pas la prétention de l’avoir parfait. Ainsi votre esprit de cohésion et vos critiques nous seront très utiles pour améliorer sa qualité.

Respectueux Hommage.

 Aux Honorables Membres du Jury

Nos profondes gratitudes pour avoir accepté de juger ce modeste travail. Nous restons persuadés que vos critiques et apports contribueront à le parfaire.

Acceptez l’expression de nos profondes reconnaissances.

HOMMAGES

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LISTE DES TABLEAUX

Tableau I: Répartition des patients selon leurs origines……… ……….27

Tableau II : Répartition des patients selon l’âge et le sexe………..……….27

Tableau III : Positivité des crachats selon leur aspect macroscopique ………29

Tableau IV : Espèces parasitaires identifiées ………..………29

LISTE DES FIGURES Figure 1 : Œuf de Paragonimus westermani………...………..………..14

Figure 2 : Echinococcus granulosus, larve hydatique ouverte……….15

Figure 3 : Aspect microscopique d’Aspergillus fumigatus…..……….16

Figure 4 : Lavage broncho alveolaire jurovecii (bleu de méthylène)………17

Figure 5 : Histoplasma capsulatum……….. 18

Figure 6 : Cryptococcus neoformans levure encapsulée……….. 19

Figure 7 : Répartition l’âge et l’origine……….28

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Introduction: Une étude prospective et descriptive d’examen parasitologique des crachats a été réalisée en 2017 au CHPP-AKRON. L’objectif de ce travail est d’inventorier les différents parasites susceptibles d’être retrouvés dans les crachats chez les patients qui consultent pour une suspicion de tuberculose et dont la recherche de BAAR négative.

Méthode : La méthode de traitement des crachats par la soude à 3% a été utilisée. La recherche des parasites a été faite au microscope photonique. Résultats : Vingt pour cent (20%) des échantillons négatifs pour la recherche de BAAR avec aspect hémoptique contiennent des champignons observés sous forme de levure. Aucun cas d’helminthiase n’a été diagnostiqué aussi bien chez les patients venus du Nigéria que chez ceux du Bénin.

Mots clés : BAAR – crachats – helminthiase - champignon.

RESUME

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Introduction : A prospective and descriptive study of a parasitological test of spittles has been conducted in 2017 at the Pneumo-Phtisiological Hospital of Accron in Porto-Novo.

The objective of the study was to make a list of (to inventory) parasites likely to be foundin the spittles of patients who refer for tuberculosis but whose acid-fast bacterium is negative. We’ve used a method of sputum’s treatment by sodium at 3%. The quest of parasites has been done with light microscope.

Results. The examination reveals that twenty per cent (20%) of the samples which acid-fast bacterium was negative with hemoptic aspect contain fungis in the form of yeast. Neither Nigerian patients nor Beninese ones have diagnosed a helminthiasis.

Key Word: AFB - Spittles – helminthiasis – fungis.

ABSTRACT

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Titres Pages

INTRODUCTION……….………...….. 11

PARTIE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ... 13

1-1 Définitions de quelques parasites susceptibles d’être retrouvés dans les crachats ... 14

1-2 Epidémiologie et diagnostic biologique de quelques parasites pulmonaires ... 14

PARTIE II : Matériel et Méthodes ... 20

2-1 Cadre de travail ... 21

2-2 Matériel …………..………...22

PARTIE III : Résultats……….………... 26

Commentaire général ………..……….………..30

CONCLUSION………..31

SUGGESTIONS……….32

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES………...33

TABLES DES MATIERES………...35

SOMMAIRE

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INTRODUCTION

Bien que de nombreuses maladies parasitaires soient cosmopolites, les pays tropicaux ont le triste privilège d’en accueillir le plus grand nombre et de constituer ainsi un réservoir où viennent puiser bien malgré eux leurs propres habitants et les voyageurs qu’ils accueillent. Lieu de passage obligé pour beaucoup de parasites, le poumon est, après l’appareil digestif, l’organe cible privilégié des parasitoses.

[Adoubryn et al., 1999.]

Les diverses douves du genre Paragonimus peuvent parasiter les voies bronchiques de l’homme et de nombreux animaux. L’homme se contamine en ingérant cru les hôtes intermédiaires. [Aka et al., 2009] La symptomatologie simule une tuberculose pulmonaire (hémoptysie). [Aka et al., 2008 b] La fièvre est souvent absente. Il faut y penser devant une image pulmonaire résistante ou traitement antituberculeux chez un patient originaire d’Afrique ou Amérique du Sud. Le diagnostic est établi par la découverte des œufs dans les expectorations couleur rouillées ou sanguinolentes. [Aka et al.,2008]

Certains parasites siègent électivement dans les poumons. Il s’agit de (Pneunocytis, Paragomimus, etc…) d’autres s’y localisent accessoirement (l’Echinococus, amibes ou ne font qu’y transiter au cours de leur cycle dans l’organisme (ascaris, filaire etc…). Ils peuvent provoquer des nodules des infiltrats transitoires ou chroniques, un œdème ou une atteinte pleurale. [Aka et al 1999].

Ces parasites sont d’une importante capitale dans le diagnostic des pneumopathies, mais sont malheureusement négligés. Beaucoup de cliniciens ignorent leur présence dans les expectorations ou n’y pensent pas.

Au cours de notre stage nous avons observé beaucoup de crachats négatifs pour la recherche de BAAR : La recherche de parasite susceptible de se retrouver dans les crachats a été notre préoccupation, d’où le thème : « Diagnostic parasitologique des crachats »

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Objectif général

Inventorier les différents parasites susceptibles d’être retrouvés dans les crachats au Centre Hospitalier de Pneumo Phtysiologie d’Akron (CHPP - Akron).

Objectifs spécifiques

1- Faire un diagnostic parasitologique des crachats chez les sujets chez qui on a soupçonné la tuberculose mais dont la recherche de BAAR est Négative.

2- Etudier la performance diagnostique de l’examen du crachat après traitement par la soude à 3% puis colorer en bleu de méthylène.

3- Caractériser les champignons microscopiques par la coloration au bleu de méthylène.

Le document est structuré en trois parties :

La première partie aborde les notions générales sur les parasites susceptibles d’être retrouvés dans les crachats. En deuxième partie, le matériel et les méthodes utilisées ont été décrits. La dernière partie présente les résultats et le commentaire.

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PARTIE I : SyNTHESE

BIBLIOGRAPHIQUE

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1- PARASITOSES PULMONAIRES

1-1- Paragonimose

Paragonimus westermani et Paragonimus africanus sont des parasites présents en Asie du Sud- Est dans certains pays d’Afrique et d’Amérique Latine. L’homme se contamine en consommant des crabes et écrevisses infectés par les métacercaires du parasite. [Akin-oriola et al., 1998., 2005].

Au plan clinique Paragonimose se traduit par un syndrome pulmonaire avec toux, crachats hémoptysie (ressemble à la tuberculose, mais avec une hyper éosinophilie) à la phase aigüe. Le diagnostic repose sur la mise en évidence des œufs dans les expectorations (figure 1.) ce qui est sans risque de confusion avec d’autres parasites. [Arimoro et al., 2007] La recherche des œufs dans les selles est plus aléatoire car les œufs pouvant être confondus avec d’autres parasites. Il y a différentes méthodes sérologiques (Elisa, immunoblot etc…) qui ne sont pas commercialisées. Les parasites colonisent les voies bronchiques de l’homme et de nombreux animaux.

Le cycle du parasite fait intervenir deux hôtes intermédiaires différents crabe et écrevisse d’eau douce. L’homme ingère des métacercaires formes larvaires infectantes qui traversent la paroi de l’intestin grêle et poursuivent leur développement dans l’abdomen puis franchissent le diaphragme et va se loger dans les poumons où elles poursuivent leurs maturations. [Blake et al., 1980].

Opercule Coque épaisse

Figure N°1 : Œuf de parogonimus westermani

[

¹⁰

]

(16)

1-2 Kystes hydatiques pulmonaire

Echinococcus granulosus ou ténia de chien est à l’origine de kyste hydatiques chez l’homme. Il est présent dans les pays d’élevage (Amérique du Sud, Australie, Nouvelle Zélande etc…) [Cartes et al. , 1980]. L’homme se contamine en mangeant des crudités, légumes de jardin contaminés par les

excréments du chien parasité. Le parasite se développe chez l’homme sous forme de larve dans le foie et éventuellement dans les poumons et d’autres organes, donnant une masse abdominale sphérique longtemps asymptomatique. Puis survient un gène thoracique avec toux et parfois hémoptysie. Le diagnostic est fait par l’imagerie et le traitement est chirurgical. [ANOFEL et al ; 3^e édition]. Le kyste

1-3 Amibiase intestinale

Dans ces deux formes, la sérologie est toujours positive (Pas nécessairement dans la forme intestinale). Au plan biologique il existe une hyperleucocytose et un syndrome inflammatoire (Vs et CRP augmentées). [MASSON et al., 2013] Le traitement est le trinidazole (fasigyne g/j ou métronidazole (flagyl).

( Figure 2

:

Echinococ cus

granulosus , larve hydatique ouverte)

[

^10]

]

La membrane

Vésicule Protoscolex

est rempli d’un liquide hydatique en eau de roche contenant de nombreux protoscolex. [Figure 2 ].

(17)

Dans ces deux formes, la sérologie est toujours positive (pas nécessairement la forme intestinale.

Au plan biologique, il existe une hyperleucocytose et un syndrome inflammatoire (Vs et CRP augmenté.

Les examens biologiques se normalisent lentement et le taux des Anticorps peut s’élever dans le mois qui suit le traitement avant de diminuer puis disparaître en 12 mois.

1-4 Toxocarose

Les larves de Toxocarose canii (hôte habituel du chien) ou de Toxocara cati (chez le chat) peuvent être ingérées accidentellement par l’homme avec des crudités contaminées par des excréments du sable contaminé (bacs à sable / ou en embrassant les chiens ou les chats par les enfants). Cette infestation est responsable de larves migrantes viscérales avec hepato splénomégalie, fièvre et éventuellement un syndrome pulmonaire.[Keiser et al., 2009] Le diagnostic repose sur la sérologie et l’hyperéosinophilie et le traitement est vermectine.

1-5 Mycoses

1-5-1- Aspergillose

Les champignons filamenteux opportunistes, Aspergillus essentiellement, sont des moisissures cosmopolites et ubiquitaires de notre environnement. Il existe des cas d’aspergillose bronchopulmonaire et d’alvéolite extrinsèque. Le diagnostic biologique repose, selon le tableau clinique sur la mise en évidence direct du champignon. Pour l’aspergillose invasive, la recherche d’antigène circulant est essentielle. [MASSON et al.,2013]

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1-5-2- Pneumocystose à Pneumocystis Jurovécii

Elle est due à Pneumocystis Jurovécii (anciennement appelé Pneumocystis carinii) agent pathogène cosmopolite qui atteint surtout les sujets immunodéprimés. Le parasite existe sous deux formes : la forme trophozoïte qui mesure 2μm et le kyste mesure 4μm. L’homme s’infecte en inhalant des spores dans la nature. Le parasite atteint préférentiellement les nourrissons et notamment les prématurés, chez qui il entraine une éjection respiratoire suivit de fièvre. La radiographie met en évidence une opacité des poumons (aspect en « verre dépoli ») sauf aux sommets. Le diagnostic repose sur la mise en évidence des formes végétatives et des kystes dans les secrétions bronchiques, voire dans le liquide de lavage bronco-alvéolaire. Le traitement utilise le triméthopime. Sulfaméthoxazole (batrim) ou le pentamidine.

.

Figure 3 : :

Aspect microscopique d’ Aspergillus fumigatus

[

¹⁰

]

(19)

Figure 4 : Lavage broncho alvéolaire : Pneumocystis Jurovécii, kyste (bleu de Toluidine).

[

¹⁰

]

1-5-3-Aspergillose pulmonaire invasive

L’aspergillose pulmonaire invasive (API) est une mycose sévère qui touche particulièrement des immunodéprimés. La mortalité malgré le traitement, dépassent 50%. Le facteur favorisant majeur est l’agranulocytose (pas inférieur à 0,1 giga/l ou la neutropénie profonde est prolongée (PNN<0,5 giga/l pendant plus de 10 jours. Le diagnostic associe le scanner thoracique et les recherches mycosiques directes et antigéniques. En dépit des avancés techniques, l’API reste un diagnostic difficile à évoquer et communément classé comme « possible », « probable », ou « certain » en fonctions des arguments disponibles et le facies épidémiologique.[MASSON et al., 2013]

L’examen direct, permet la mise en évidence de filament mycéliens, en faveur d’une infection plutôt que d’une colonisation.

1.5.4 Candidoses

Les candida spp sont des levures, micro-organismes endogènes, dont le pouvoir pathogène ne s’exprime qu’en présence de facteurs favorisante locaux et généraux. Les candidoses peuvent donc être des infections opportunistes dont les causes sont très variées. Cependant, la seule présence de ces levures n’est pas synonyme de maladie car l’isolat responsable de l’infection est le plus souvent celui que le malade héberge spontanément. Le diagnostic de ces mycoses est difficile et repose sur un faisceau d’arguments cliniques, radiologiques et biologiques.[ELSEVIER MASSON et al., 2013].

1.5.5 Histoplasmose

Kyste (bleu de Toluidine)

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L’histoplasmose à Histoplasma capsulatum var capsulatum est la plus fréquente et la plus redoutable.

C’est un champignon dimorphique (Figure n°4) présent dans le sol enrichi en fientes d’oiseaux (pigeon, volaille) et en giranode de chauve-souris. La contamination chez l’homme se fait par inhalation de spores aéroportées particulièrement abondantes dans les endroits confinés comme les grottes, les galeries et les tunnels. C’est l’une des mycoses opportunistes les plus répandues et le tiers des observations proviennent des cas de sida.

L’histoplasmose à histoplasma capsulatum var capsulatum, dans sa forme disséminée, évoque une tuberculose avec fièvre, toux, dyspnée. Le diagnostic repose sur des images radiographiques macro ou micronodulaires.

Figure 5 : Histoplasma capsulatum, aspect microscopique (forme filamenteuse) [10]

1-5-6. Cryptococcose

La cryptococcose est une mycose cosmopolite due à une levure capsulée du genre cryptococcus (figure 6). La forme clinique la plus fréquente et la plus grave est la forme méningo-encéphalite. L’antigène capsulaire peut être mis en évidence dans le liquide cérébro-spinal ou dans le lavage broncho alvéolaire.

L’encre de chine permet de mettre en évidence la capsule de la levure.

(21)

Figure 6 : Cryptococcus néoformans, levure encapsulée (encre de chine)

[10]

(22)

PARTIE II : MATERIEL ET

METHODES

(23)

2-1- Cadre de travail

2.1-1-Cadre institutionnel : Présentation de l’EPAC

A l’origine, l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC) avait pour dénomination le collège Polytechnique Universitaire(CPU) créé en 1977 pour répondre à un besoin de formation technique au niveau de l’Enseignement supérieur. A l’époque, la mission assignée au CPU est de former des techniciens Supérieurs capables de satisfaire les attentes liées à l’objectif de développement économique de la nation. A ce titre, les enseignements dispensés visaient à leur permettre :

 D’acquérir les connaissances nécessaires à la maitrise de la technique.

 De développer l’esprit de créativité.

 De promouvoir l’équilibre physique, mental, social et critique chez les apprenants.

L’accès aux formations au CPU est destiné aux jeunes béninois des deux sexes. Mais également ressortissants d’autres pays africains à la demande de leur gouvernement.

L’EPAC (Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi en collaboration avec le centre autonome de perfectionnement s’évertue dans la formation de haut niveau aussi bien dans le domaine industriel que biologique.

2.1.2- Cadre technique

La présente étude s’est déroulée au Centre Hospitalier de Pneumo-phtisiologie d’AKRON (CHPP-AKRON). Situé dans le 1^er arrondissement de la ville de Porto-Novo, plus précisément dans le quartier AKRON. C’est l’un des plus vieux quartiers de Porto-Novo et est la cité des vodounsi. Akron ne fait que confirmer cette assertion dont les populations se glorifient en se souciant très peu de l’insalubrité généralisée.

 Présentation du CHPP AKRON

Le CHPP-Akron est remise en service le 10 juin 1961, après une période d’étude. Il est le deuxième centre au Bénin en technique d’accueil après le centre National Hospitalier de Pneumophtisiologie à Cotonou. Il s’occupe spécifiquement de la prise en charge de la tuberculose, mais, depuis 2007, ses activités ont été élargies à la prise en charge de la co-infection TB/VIH et aux affections respiratoires notamment l’asthme.

Le CHPP-AKRON fait face à la lagune de Porto-Novo, dans la rue à la droite de l’intersection « fétiche Abessan » en venant du palais Honmè. Le CHPP-AKRON dessert essentiellement la zone sanitaire PAS (Porto-Novo, Aguégué, et Sèmé-Podji) dont il tient lieu de CDT. Il reçoit des patients référés des départements de l’Ouémé et du Plateau. Sa proximité avec le Nigéria draine une forte fréquentation des patients de ce pays de l’Est du Bénin.

Le centre comprend plusieurs divisions à savoir :

(24)

La radiologie, le dispensaire, l’hospitalisation, la caisse, la pharmacie, la cuisine et l’administration.

Le choix de ce centre a été fait parce que beaucoup de cas de tuberculose viennent du Nigéria ce qui dénote d’un brassage de population de deux pays, d’un intérêt appréciable en épidémiologie.

2.2. Matériel

2.2.1 Echantillonnage

Notre échantillonnage est constitué de patients suspects de tuberculose à qui on a demandé la recherche de BAAR dans les crachats :

- Critères d’inclusions

Sont inclus dans notre étude, les sujets ayant émis des crachats sanguinolents ou rouillés ou encore chocolatés chez qui la recherche de BAAR est négative. Nous avons recueilli 23 échantillons de crachats venus de Nigéria et 177 crachats prélevés chez les patients béninois, soit au total 200 prélèvements.

- Critères de non inclusions

Les crachats normaux à aspect salivaire muqueux simple ne sont pas inclus de même que les patients chez qui la recherche de BAAR est positive.

2.2.2- Matériel et réactifs utilisés - Matériels

* le matériel obligatoire est le suivant :

- Bocal de recueil de crachats avec pas de vis.

- Microscope ordinaire - Centrifugeuse

- Agitateur - Minuterie - Portoir

- Tubes conique à centrifuger - Crayon marqueur

-Lames porte-objet - Lamelles - Gants

- Javel – Savon détergent - Brûleur Bunsen Réactifs

Le réactif utilisé est essentiellement de l’hydroxyde de Sodium (NaOH) communément appelé Soude.

Il est tiré à 3%.

(25)

Préparation

NaOH cristaux ……… 30 g

Soude à 3% eau distillée qsp……… 1000 ml ou

NaOH en solution concentrée….. 30 ml

Eau distillée qsp……… 1000 ml

Ce mélange est conservé dans un flacon en verre ou en plastique.

2.3. Méthodes utilisées

* Prélèvement des crachats

Les crachats sur lesquels nous avons eu à travailler sont de préférence des crachats recueillis tôt le matin dans un récipient en matière plastique sec, propre et possédant une large ouverture avec couverture à pas de vis, sur lequel est porté le numéro d’ordre du patient inscrit sur sa fiche d’analyses. Nous avons pris soin d’obtenir deux échantillons de crachats répartis sur deux jours. Un premier échantillon le premier jour, un deuxième le lendemain ce dernier tient lieu de contrôle.

2.3.1. Examen macroscopique des crachats

Il consiste à noter la couleur et l’aspect des crachats : - Rouillés

- Sanguinolents - Muco-purulents - ousalivaire.

-

2.3.2- Examens directs des crachats

Sur chaque échantillon nous avons fait un examen direct après traitement des crachats à la soude à 3% et un examen après coloration au bleu de méthylène.

Nous avons pris soins d’obtenir de nos malades, deux échantillons de crachat répartis sur deux jours.

Un premier échantillon le premier jour, un deuxième le lendemain. Ce dernier tient lieu de contrôle.

Nous avons également des résultats de l’état sérologique VIH et le nombre de globules blancs par mm³ chez chaque patient. Avec le nombre important d’échantillon reçu par jour, il nous arrive parfois de les garder pendant 48 heures à 4°C au réfrigérateur sans crainte d’une détérioration de l’échantillon.

Chaque échantillon a été soumis à 2 méthodes d’analyses : il s’agit de : Examen direct à la soude à 3%.

(26)

Examen direct à la coloration au bleu de méthylène.

2.3..3.Méthode direct simple

Elle consiste à dilacérer une parcelle de crachats dans de la soude à 3% sur une lame porte-objet.

Bien mélanger et recouvrir l’étalement d’une lamelle et observer au microscope au grossissement 40 X.

Si on observe des levures on passe à la coloration au bleu de méthylène.

* Conservation des crachats au réfrigérateur

Avec le nombre très importants d’échantillons reçu par jour, il nous arrive parfois de les garder pendant 48 heures à +4°C au réfrigérateur sans crainte d’une détérioration de l’échantillon.

2.3.4. Coloration au bleu de méthylène

La recherche des levures a été faite après coloration au bleu de méthylène.

Le test met en évidence la capsule spécifique des levures.

- Examen direct : coloration au bleu de méthylène - Examen direct

 A la Soude à 3%

C’est une méthode de fluidification dont l’avantage réside dans la concentration par centrifugation du mélange solution de Soude-crachat.

Principe

Une quantité égale du Soude à 3% et de crachat est mélangée et centrifugée. Le culot de

centrifugation obtenu contient des œufs de douve et les kystes du ténia Echinocoque et certains parasites.

Mode opératoire

Dans le pot contenant les crachats :

- Ajouter le même volume de soude à 3%

- Bien mélanger pendant 3 minutes

- Verser tout le mélange dans un tube à centrifuger conique.

- Centrifuger pendant 5 minutes à 3000 TPM.

- Jeter le liquide surnageant.

- A l’aide du culot, faire une préparation entre lame et lamelle.

- Examiner au microscope à l’objectif 10 X puis 40 X

(27)

Préparation du bleu de méthylène

- Faire dissoudre 01g de bleu de méthylène dans 1 l d’eau distillée.

- Bien mélanger

- Laisser la solution reposer pendant 24h puis filtrer.

- Conservation des crachats

2.3.5- Analyse des données :

Nos données ont été enregistrées et traitées par le logiciel 2010. Cette étude nous a permis de calculer les fréquences des variables et le seuil de signification avec un risque d’erreur alpha égal à 5% pour un intervalle de confiance ici à 95%. La valeur P <0,05 a été considérée

(28)

PARTIE III

PARTIE II I :

RESULTATS ET

COMMENTAIRES

(29)

3.1 Résultats

Tableau I. Répartition des patients selon leurs origines

Origines Nombres de malades Fréquence

Bénin 177 88,5%

Nigéria 23 11,5%

Total 200 100%

L’analyse de ce tableau montre que 88,5% des patients symptomatiques avec Recherche de BAAR Négative venant du Bénin consultent au centre Hospitalier de pneumo-phtisiologie d’AKRON contre 11,5% venant du Nigéria.

Tableau 2 : Répartition des patients selon l’âge et le sexe

Masculin 08 31 33 26 02 100

4% 15,5% 16,5% 13% 1%

3,5% 13,5% 17,5% 15,5%

L’analyse de ce tableau II montre que les patients âgés de 30 à 50 ans sont les plus représentés soit 17,5% tous sexes confondus. Les patients consultés pour suspicion de tuberculose avec recherche de BAAR négative sont équitablement répartis 50% de sexe féminin et 50% de sexe masculin.

sexe ^âge <10 [10 - 30[ [30 - 50[ [50 - 70] ≥78 TOTAL

(30)

La figure n°7 montre que les patients venus du Bénin sont les plus nombreux et se situent plus dans la tranche d’âge de 30 à 50 ans.

Au Nigéria, on observe les mêmes tendances. Les malades sont toujours plus nombreux dans la tranche d’âge de 30 à 50 ans.

Figure 7 : Répartition des patients selon l’âge et l’origine

0 10 20 30 40 50 60 70

Nigéria Bénin

<10 [10-30[

[30-50[

[50-70]

≥78

(31)

Tableau 3 : Positivité des crachats selon leurs aspects macroscopiques

Aspects macroscopiques des crachats

Positifs Négatifs Total

Rouillés 15 (7,5 %) 68 83

Sanguinolents 25 (12,5 %) 92 117

Total 40 160 200

Sur un total de deux cents crachats analysés, 40 sont positifs soit 20%.

Tableau 4 : Les espèces parasitaires identifiées

Espèce parasitaire Nombre %

Helminthe 0 0

Protozoaire 0 0

Champignon 40 20

20% des échantillons négatifs pour la recherche de BAAR contiennent des champignons observés sous forme de levures au microscope photonique.

(32)

Une étude parasitologique des crachats a été réalisée sur 17 (/58,5 %) patients du Bénin et 23 (11,5%) patients venus du Nigéria. Ce sont des patients symptomatiques avec recherche de BARR négative consultés au centre de Pneumo-phtyisiologie d’AKRON pour suspicion de tuberculose. Les patients d’âge de 30 à 50 ans sont les plus représentés venus des deux pays soit 17,5% de la population consultée.

Naturellement, les patients venus du Bénin sont les plus nombreux que ceux venus du Nigéria car le centre se trouve au Bénin. Sur un total de 200 crachats analysés par la technique de soude à 3%, 40 sont positifs soit 20%. Les parasites identifiés au microscope photonique sont des champignons révélés sous forme de levures. Aucune helminthiase n’a été diagnostiquée. Aka et Al ont obtenu le même résultat à Divo en côte d’ivoire au cours d’une étude de séroépidémiologie de paragonimose humaine. Ils n’ont trouvé aucun œuf de Paragonimus sur 167 personnes examinées. Par contre ils ont observé des anticorps contre Paragonimus africanus. Une telle étude sérologique chez les patients consultés à

AKRON peut lever au coin de voile sur l’existence de paragonimose au Bénin.

Commentaire général :

COMMENTAIRE

GENERAL

(33)

Au terme de ce modeste travail de contribution à l’examen parasitologique des crachats reçus au Centre Hospitalier de Pneumo Phtysiologie d’Akron, un certain nombre de points méritent d’être retenus.

- Aucun cas de diagnostic de certitude d’helminthiase n’a été détecté au Bénin et au Nigéria.

- 20% des échantillons négatifs pour la recherche de BAAR contiennent des champignons observés sous forme de levure au microscope photonique.

- Considérant l’aspect macroscopique des crachats, 7,5% des crachats rouillés (hémoptiques) et 12,5 % des crachats sanguinolents renferment des levures.

- La méthode à la soude à 3% a été la technique simple à manipuler que nous avons utilisée.

Une étude plus approfondie sur la séro-épidémiologie des helminthiases en particulier de la paragonimose humaine dans un contexte de dépistage systématique permettra de comprendre la situation des expectocations négatives pour la recherche de BAAR. De même une étude entomologique sur le portage de métacercaire spécifique de paragonimus par les crabes locaux permettra de tirer une conclusion sur cette pathologie de paragonimose au Bénin et au Nigéria.

CONCLUSION

(34)

A l’endroit des biologistes médicaux

- Nous suggérons qu’ils adoptent pour la recherche des parasites dans le crachat, la méthode à la soude à 3% qui, non seulement est une méthode de concentration, mais facilite aussi la lecture de la préparation.

- Pratiquer l’examen parasitologique des crachats chez les patients chez qui la recherche de BAAR est négative et dont les aspects macroscopiques des crachats sont suspects, c'est-à-dire rouillés ou sanguinolents.

SUGGESTIONS

(35)

1- Adoubryn K., Ouhon J., Assoumou A., Kassi E., Koné M., Therizol-Fleury M., 1999.Champignons et parasites isolés dans 142 liquides d’aspiration bronchique à Abidjan (Côted’Ivoire). Med Afr Noire. 46:362-365.

2- Aka N.A., Assoumou A., Adoubryn K.D., Djino S., Domoua K., Ouhon J., Kouassi E.B., Rondelaud D., Dreyfuss G., 2009. Un nouveau foyer de paragonimose humaine découvert en Côte d'Ivoire (Afrique de l'Ouest): le cas de l'île de Lauzoua. Med Trop.69:263-266.

3- Aka N.A., Adoubryn K.D., Rondelaud D., Dreyfuss G., 2008 c. Human paragonimiasisin Africa. Ann Afr Med. 7:153-162.

4- Aka N.A., Assoumou A., Adoubryn K.D., Djino S., Domoua K., Ouhon J., KouassiE.B., Rondelaud D., Dreyfuss G., 2008 b. Persistance d'un foyer de paragonimose dans ledépartement de Lakota, Côte d'Ivoire (Afrique de l'Ouest). Bull Soc PatholExot. 101:407-409.

5- Aka N.A., Assoumou A., Adoubryn K.D., Domoua K., Kouadio F., Moyou-Somo R., Nakamura-Uchiyama F., Nawa Y., Rondelaud D., Dreyfuss G., 2008 a. First findings on the seroepidemiology of human Paragonimosis at the anti-tuberculosis centre of Divo, Republic of Ivory Coast (West Africa). Parasite.15:157-161.

6- Akin-Oriola G., Anetekhai M., Olowonirejuaro K., 2005. Morphometric and MeristicStudies in Two Crabs: Cardiosomaarmatum and Callinectespallidus. Turkish Journal ofFisheries and Aquatic Sciences.5: 85-89.

7- Arimoro F. O., Idoro B. O., 2007. Ecological Studies and Biology of Callinectes amnicola(Family: Portunidae) in the Lower Reaches of Warri River, Delta State, Nigeria. World Journal of Zoology. 2: 57-66.

8- Blake P.A., Allegra D.T., Snyder J.D., 1980. Cholera - a possible epidemic focus in theUnited States. N. Engl. J. Med. 302:305-309.

9- Cartes J.E., Fanelli E., Papiol V., Maynou F., 2010. Trophic relationships at intrannualspatial and temporal scales of macro and megafauna around a submarine canyon off the Catalonian coast (western Mediterranean).J. SeaRes. 63: 180-190.

10- ANOFEL: Association Française des Enseignants de Parasitologie et mycologie 3^eed Page 293 à 345

REFERENCES

BIBLIOGRAPHIQUES

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11- Keiser J., Utzinger J., 2009. Food-borne trematodiases. ClinMicrobiolRev. 22:466-483.

12- Collet J. P., Récopé S., Dreyfuss G., Dardé M L., 2012. Les distomatoses et leur diagnostic au laboratoire. Revue Francophone des Laboratoires.42 :57-66.

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14- Ripert C., 1996. Distomatoses pulmonaires. In: Epidémiologie des maladies parasitaires. Tome 2: Helminthoses. Editions Médicales Internationales, Cachan. pp.148-164.

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Etude de la qualité microbiologique d’une espèce tropicale de crabe: Callinectes amnicola.

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(37)

LISTES DES ENSEIGNANTS ………..………… 2

DEDICACE ………..……….. 3

REMERCIEMENTS……… 4

HOMMAGES………...…….... 6

LISTE DES TABLEAUX……… 7

LISTE DES FIGURES………. 7

RESUME………..…… 8

ABSTRACT……….…… 9

SOMMAIRE………... 10

INTRODUCTION………...……… 11

PARTIE1 : Synthèse bibliographique………. 13

1. PARASITOSES PULMONAIRES………. 14

1.1. Paragonimoses ………... 14

1.2. Kystes hydatiques pulmonaires……… 15

1.3. Amibiases intestinales……….. 15

1.4. Toxocarose………... 16

1.5.Mycoses………. 16

1.5.1.Aspergillose……… 16

1.5.2. Pneumocystose à Pneumocystis Jurocécii……….…….... 17

1.5.3. Aspergillose pulmonaire invasive……….…. 18

1.5.4. Candidoses……….… 18

1.5.5. Histoplasmose……… 18

1.5.6. Cryptococcose……….……... 19

Partie II : Matériel et méthodes ……….….…... 21

2.1. Cadre de travail……….…… 22

2.1.2. Cadre Institutionnel ………..…. 22

2.2. Matériel……….… 23

2.2.1. Echantillonnage……….. 23

2.2.2. Matériel et réactifs utilisés ……….……… 23

TABLE DES MATIERES

(38)

2.3. Méthodes utilisés……….…….. 24

2.3.1. Examen macroscopique des crachats……….… 24

2.3.2. Examen direct des crachats……… 24

2.3.3. Méthode direct simple……… 25

2.3.4. Coloration au bleu de méthylène………...……… 25

2.3.5. Analyse des données……….. 26

Partie III : Résultats et commentaires……….………. 27

3.1. Résultats………..……….. 28

Commentaires général………..……… 31

Conclusion………...32

Suggestions ………. 33

Références bibliographiques……… 34