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MINISTERE D’ETAT EN CHARGE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI (UAC)
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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI (EPAC)
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RAPPORT DE STAGE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE
THEME
Présenté et soutenu par:
Alice ZINGAN & Calixte AZONHOUMON
s
ANNEE ACADEMIQUE 2013-2014
7ème promotion de licence professionnelle
ASSOCIATION PALUDISME ET PARASITOSES
INTESTINALES CHEZ LES ENFANTS DE MOINS DE 15 ANS A L’HOPITAL BETHESDA DE COTONOU ET DE HEVIE
OPTION
Analyses Biomédicales (ABM) DEPARTEMENT
Génie de Biologie Humaine (GBH)
TUTEUR M. Christophe GNONLONFOUN Technicien Supérieur en analyses Biomédicales
SUPERVISEUR Docteur S. P. ATCHADE, PhD Parasitologie-Mycologie.
Physiopathologie-Médecine Tropicale Enseignant chercheur UAC/EPAC
REPUBLIQUE DU BENIN
MINISTERE D’ETAT EN CHARGE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI
DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE
7ème Promotion
DIRECTEUR: Pr. Félicien AVLESSI
DIRECTEUR ADJOINT: Pr. Clément BONOU
CHEF DE DEPARTEMENT : Dr. Julien A.G.SEGBO
LISTE DES ENSEIGNANTS CHARGES DE LA LICENCE PROFESSIONNELLE DE BIOLOGIE HUMAINE
I- Enseignants permanents
N° Noms et Prénoms Matières enseignées
1- Feu ADISSODA Cyrille Anglais 2- AGOSSOU Pamphile Anglais
3- ANAGONOU Sylvère Education physique et sportive 4- AHOYO Angèle Théodora Microbiologie générale
5- ATCHADE Pascal Parasitologie
6- AVLESSI Félicien Chimie Générale et Chimie Appliquée 7- ANAGO Eugénie Biochimie Générale et Clinique
8- AKPOVI D. Casimir Biologie Cellulaire et physiologie
9- ALITONOU Chimie Générale
10- BANKOLE Honoré Microbiologie Générale,
Bactériologie Appliquée et Virologie 11- DAN Sadelaire Education physique et sportive
12- DOSSOU Cyriaque Technique d’Expression et Méthode de Communication
13- HOUNSOSSOU Hubert Biométrie- Biostatistique, Epidémiologie et Anatomie
14- LOKO Frédéric Biochimie générale et Biochimie Clinique 15- LOZES Evelyne Immunologie Générale et
Equipement Biomédicaux
16- SECLONDE Hospice Immuno-Hématologie, Transfusion Sanguine et Esprit de Leadership
17- SEGBO Julien Biologie Moléculaire, Biologie Cellulaire, Biochimie Structurale et Métabolique
18- SOCLO Henri Chimie Générale
19- SOUMANOU Mohamed Biochimie Générale
20- TOPANOU Adolphe Hématologie et Hémostase 21- YOVO Kokou Physiologie Humaine,
Pharmacologie et Toxicologie
II- Enseignants vacataires
N° Noms et Prénoms Matières enseignées
1- ADOMOU Alain Physique
2- AGBANGLA Clément Génétique Moléculaire et Génie Génétique
3- AKOGBETO Martin Entomologie Médicale
4- AMETONOU François Technique d’Expression et Méthode de Communication
5- AMOUSSOU GUENOU Biophysique
6- AVOGNON K. Jérôme Anglais
7- BINAZON Claude César Soins Infirmiers
8- DANHA Cogblévi Anglais
9- DARBOUX Raphaël Histologie
10- DOSSEVI Lordson Techniques Instrumentales
11- FOURN Léonard Santé Publique
12- HOUNON Hyppolyte Mathématique
13- MONONTE Edmond Initiation à l’Informatique
14- MOUSSA Djibril Mathématique
15- YANDJOU Gabriel Technique d’Expression et Méthode de Communication III et IV
16- ZOUNTANGNI Laurent Technique d’Expression et Méthode de Communication I
DEDICACES
A
L’Eternel Dieu Tout Puissant, pour tes innombrables grâces, sois glorifié à travers cette œuvre ;
La Vierge Marie, toi qui es au contrôle de tout, je te salue Reine Protectrice ;
Mes géniteurs, vous qui avez donné un sens à ma vie, soyez honorés par ce travail ;
Mon cher époux, pour tous les sacrifices consentis, pour toutes les privations qui t’ont été imposées, tes conseils pleins d’amour ont été d’un grand soutien, reçois par ce travail ma reconnaissance infinie ;
Mes chers enfants, vous êtes tout pour moi, que cet exemple soit pour vous une détermination et que vous sachiez que l’effort a toujours un prix ;
Mes frères et sœurs, recevez toute ma gratitude pour tout ce que vous avez été pour moi ;
Hilda GAZARD, ma très chère collègue et sœur pour ton soutien et ta considération envers ma modeste personne ;
Albertine EBO, tu es plus qu’une sœur, puisse la Vierge Marie te combler de ses grâces et couvre tes progénitures de son manteau virginal ;
Feu Désiré AKOUTEY, pour ses motivations, puisse l’Eternel Dieu te compter parmi les élus du Ciel ;
Nonvignon pour son idéologie.
Alice
ZINGAN
A Dieu Tout Puissant en qui tous nos travaux prennent leur source, et avec qui ils connaissent leur heureux achèvement.
A la Vierge Marie, toi qui t’es montré plus que vivante et présente à mes côtés tout au long de mes semaines d’apprentissage.
A ma famille
Aucun mot ne saurait qualifier le soutien et l’encadrement de tous et de chacun.
o A vous mes géniteurs, que ce travail soit le couronnement de tant d’années de sacrifices consentis.
o A vous mes jeunes frères et ma sœur, trouvez ici, l’expression du but que vous devez chercher à atteindre.
o A mon grand frère Ignace AZONHOUMON, par ton amour du travail bien fait, tu es pour nous tes frères, un modèle.
Au Rd père Léandre DEGBEGNON et à tous mes amis prêtres et sœurs religieuses. Votre accompagnement spirituel et moral n’a pas été vain. Soyez- en bénis !
A mes amis de l’Enfance Missionnaire de tout le diocèse de Cotonou.
A mesdemoiselles Victoire DJOTCHOU, Victoire YONOUI, Pascaline ADJOVI, Ashley SEYDOU, Gilberte AÏFA. Votre attention a été pour moi un encouragement perpétuel.
Calixte
AZONHOUMON
REMERCIEMENTS
La gratitude est une reconnaissance humaine et à qui de droit, une obligation. La nôtre va à l’endroit de :
Notre superviseur de stage, le docteur Pascal S. ATCHADE,
pour votre disponibilité, votre soutien et votre accompagnement dans la réalisation de cette œuvre. Votre patience a été pour nous un modèle.
Notre tuteur de stage, monsieur Christophe GNONLONFOUN,
pour vos nombreux conseils et orientations, votre rigueur dans le travail et votre amour pour le travail bien fait.
Tout le personnel des laboratoires de Bethesda de Cotonou et de Hêvié. Un sincère merci pour les nombreux sacrifices consentis durant notre stage.
Tout le personnel médical et administratif des hôpitaux Bethesda de Cotonou et de Hêvié. Que Dieu bénisse votre sens de collaboration en vue de la bonne santé des patients.
Chef de département de Génie de Biologie Humaine, le Docteur Julien A.G.
SEGBO et de tous les enseignants de l’EPAC en général et de GBH en particulier. Recevez ici notre profonde gratitude pour la qualité de notre formation.
Tous les techniciens encadreurs de GBH/EPAC pour le dynamisme que vous nous avez inculqué. Infiniment merci.
Tous nos camarades de la 7ème promotion pour tout ce que nous avons subi et vécu ensemble. C’est pour nous un véritable honneur.
Tous ceux qui ont contribué de diverses manières à la réalisation de cette œuvre. Que Dieu vous le rende en grâces et en bénédictions.
HOMMAGES
Au président de jury
C’est un grand honneur que vous nous faites en acceptant de présider ce jury malgré vos multiples occupations. Vos recommandations seront effectivement prises en compte pour améliorer la qualité scientifique de ce travail. Nous vous prions d’accepter l’expression de notre profond respect.
Aux honorables membres du jury
Nous sommes très heureux de vous avoir dans notre jury et infiniment reconnaissants de l’honneur que vous nous faites en acceptant de juger notre travail. Vos critiques et suggestions contribueront à l’amélioration de ce travail et à l’ouverture de nouvelles voies de recherche dans ce domaine. Nous vous prions d’accepter l’expression de notre profonde gratitude.
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS
OMS: Organisation Mondiale de la Santé
ANOFEL: Association Française des Enseignants de Parasitologie et Mycologie ADN : Acide DésoxyriboNucléïque
AKOP : Amibes, Kystes, Œufs et Parasites
AKOP +: Recherche positive d’Amibes, Kystes, Œufs et Parasites AKOP -: Recherche négative Amibes, Kystes, Œufs et Parasites GE/DP: Gouttes Epaisses/ Densité Parasitaire
GE/DP +: Gouttes Epaisses/ Densité Parasitaire positive.
GE/DP -: Gouttes Epaisses/ Densité Parasitaire négative p/mm3 de sang: parasites par millimètre cube de sang P.f: Plasmodium falciparum
N°: Numéro g : Gramme l: Litre
ml : Millilitre cm : Centimètre μm : Micromètre
LISTE DES TABLEAUX
Tableau I: Répartition de l’échantillonnage selon la tranche d’âge et le sexe Tableau II: Prévalence du paludisme selon le sexe
Tableau III: Prévalence du paludisme selon la tranche d’âge Tableau IV: Prévalence des parasitoses intestinales selon le sexe
Tableau V: Prévalence des parasitoses intestinales selon la tranche d’âge Tableau VI: Indice de polyparasitisme
Tableau VII: Fréquence des parasites diagnostiqués Tableau VIII: Fréquence de la co-infection
LISTE DES FIGURES
Figure 1: Cycle biologique des plasmodies
Figure 2: Classification zoologique des parasites digestifs Figure 3: Kyste d’Entamoeba histolytica histolytica Figure 4: Kyste d’Entamoeba coli
Figure 5: Trichomonas intestinalis.
Figure 6: Kyste de Giardia lamblia Figure 7: Œuf d’Ascaris lumbricoides
Figure 8: Répartition des groupes de parasites diagnostiqués
Figure 9: Répartition des différentes classes de parasites intestinaux rencontrés Figure 10: Répartition de la co-infection en fonction du sexe
Figure 11: Fréquence de la co-infection suivant la tranche d’âge Figure 12:Plasmodium à divers stades: aspects sur frottis minces
RESUME
Le paludisme et les parasitoses intestinales sont des endémies et des problèmes de santé publique en Afrique occidentale. Cette cohabitation laisse penser à des cas d’association parasitaire. Notre objectif était d’étudier le taux de la co-infection paludisme et parasitoses intestinales. La population d’étude est constituée de 132 enfants d’âge inférieur ou égal à 15 ans, venus en consultation dans les hôpitaux de Bethesda de Cotonou et de Hêvié. Les prévalences du portage plasmodial, du parasitisme intestinal et de la co-infection sont respectivement de 43,97%, 28,03% et 16,67%.
Mots clés: Co-infection; Enfants; Bethesda.
ABSTRACT
Malaria and intestinal parasites are endemic and public health problems in West Africa. The state of living together makes us to think of cases of parasitic infection.
Our objective was to study the rate of malaria co-infection and intestinal parasites.
The study took place at Bethesda hospital in Cotonou and Hèvié. The population constituted 132 children of age fifteen years and below (0-15 years). The prevalence of constructing malaria, intestinal parasites and co-infection are 43.97%, 28.03% and 16.67% respectively.
Keywords : Co-infection; Children; Bethesda.
SOMMAIRE
INTRODUCTION ... 0
1. Généralités ... 3
2. Matériel et méthodes ... 29
3. Résultats et Commentaire ... 42
CONCLUSION ... 51
SUGGESTIONS ... 52
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 53
ANNEXES ... 57
TABLE DES MATIERES... 60
INTRODUCTION
Les infections parasitaires constituent un sérieux problème de santé publique [1,2]. Ces affections sont scindées en deux grandes classes que sont; les helminthiases et les protozooses.
Les helminthiases intestinales sont des parasitoses dues à des vers intestinaux ou à leurs larves ou encore à leurs œufs. Selon l’Organisation Mondiale de la Santé, les helminthiases sont endémiques dans les régions où les systèmes de distribution d’eau potable, d’hygiène et d’assainissement sont défaillants ou inexistants, et où les conditions d’habitations sont mauvaises [3].
Les protozooses sont des affections causées par des protozoaires qui sont de divers types. Celle la plus en vue sur le plan mondial est le paludisme. Il est causé par un protozoaire sanguinicole du genre Plasmodium. 54% de la population mondiale est atteinte et 2 à 4 millions de décès par année sont enregistrés [4].
L’association parasitaire est très répandue chez les sujets vivant dans les zones intertropicales. 1,5 milliards de sujets sont infectés par les helminthes intestinaux [5], y compris dans les zones où sévit le paludisme. La relation entre paludisme et vers intestinaux est complexe et l’organisme des sujets porteurs d’infections concomitantes réagit et devient le lieu de multiples interactions avec des implications sur l’acquisition et le développement de l’immunité [6].
Il urge donc de déterminer la prévalence des associations paludisme et helminthiases intestinales surtout chez les enfants qui en sont les plus vulnérables.
Eu égard à tout cela, nous avons effectué une étude chez les enfants de moins de 15 ans admis en consultation à la pédiatrie de l’hôpital Bethesda de Cotonou et de Hêvié.
L’objectif général de ce travail est de déterminer la prévalence des associations paludisme et parasitoses intestinales.
Spécifiquement, il s’agit de:
- Faire le diagnostic parasitologique du paludisme et des parasitoses intestinales chez les enfants de moins de 15 ans.
- Etablir la relation entre le paludisme et parasitoses intestinales.
1. Généralités
1.1. Paludisme
1.1.1.Définition et Epidémiologie
Définition
Endémie parasitaire majeure, le paludisme ou malaria (mauvais air) est une affection parasitaire fébrile grave due à la multiplication dans les hématies d'un hématozoaire du genre Plasmodium, transmis à l'homme par la piqûre d'un moustique, l'Anophèle femelle infestée. Cette maladie est surtout importante pour les populations vivant en zone d’endémie (zone intertropicale) [4,7].
Epidémiologie
En 2009 le paludisme reste la première endémie parasitaire mondiale. On estime que près de la moitié de la population mondiale vit en zone d’endémie. De nos jours, le nombre d’accès palustres survenant chaque année à travers le monde semble diminuer, il est estimé entre 250 à 500 millions, entraînant la mort d'environ 750.000 à 1 million de personnes, parmi lesquelles une majorité de jeunes enfants vivant en Afrique sub-saharienne. Le paludisme représente une charge financière énorme pour les populations et par conséquent la maladie constitue un obstacle au développement des pays concernés, notamment en Afrique. Pour toutes ces raisons, la lutte contre le paludisme constitue, avec la lutte contre le SIDA et la tuberculose, un des « Objectifs Du Millénaire » définis par les Nations-Unies ; et le « Fond Mondial » est destiné à approvisionner les pays demandeurs en médicaments [7].
Cette endémie est appréciée à l'aide d'indices épidémiologiques que sont:[7,9]
Indices relatifs à l'anophèle - indice oocystique (%)
C'est le pourcentage des anophèles femelles chez lesquelles une dissection effectuée dans les 24 heures suivant la capture, établit la présence d'oocystes dans l'estomac.
- indice sporozoïtique (%)
C'est le taux d'anophèles d'une espèce donnée chez lesquelles les glandes salivaires disséquées dans les 24 heures qui suivent la capture contiennent des sporozoïtes.
Indices relatifs à l'homme - Indice gamétocytique (I.G)
C'est le pourcentage dans une population donnée, de sujets porteurs de gamétocytes de plasmodium dans le sang. II permet d'apprécier la probabilité d'infestation des vecteurs.
- Indice parasitaire ou indice plasmodique (l.P)
C'est le pourcentage de sujets examinés présentant des hématozoaires dans leur sang.
Il doit être complété par la densité parasitaire.
examinés sujets
de Nombre
100 sang le dans plasmodium de
porteurs sujets
de
Nombre
IP
- Indice splénique (I.S)
C'est le pourcentage de sujets présentant une hypertrophie de la rate sans tenir compte des dimensions de celle-ci. On l'évalue chez les enfants de 2 à 9 ans non soumis à une chimioprophylaxie.
1.1.2.Agents pathogènes
Le paludisme est transmis par un protozoaire appartenant au genre Plasmodium. Il existe de très nombreuses espèces de Plasmodium (plus de 140), qui infectent diverses espèces animales. Mais seulement cinq de ces espèces sont retrouvées en pathologie humaine [7]. Il s’agit de:
I.S=
Nombre de rates hypertrophiées x 100 Nombre de sujets examinés
- Plasmodium falciparum, - Plasmodium vivax, - Plasmodium ovale, - Plasmodium malariae et
- Plasmodium knowlesi, parasite habituel des singes (macaques) d'Asie qui est passé récemment chez l'homme [7].
Les cinq espèces diffèrent par des critères biologiques, cliniques, par leur répartition géographique et par leur capacité à développer des résistances aux antipaludiques.
D’emblée il faut différencier P. falciparum des autres espèces. En effet P.falciparum est celui qui est le plus largement répandu à travers le monde, qui développe des résistances aux antipaludiques et qui est responsable des formes cliniques potentiellement mortelles.
1.1.3.Répartition géographique
- Plasmodium falciparum
Plasmodium falciparum est prépondérant dans les régions tropicales d’Afrique au sud du Sahara, Madagascar (ré-invasion); Asie et Océanie; Amérique Centrale et du Sud.
- Plasmodium malariae
Il est retrouvé en Afrique tropicale, et quelques foyers en Afrique du Nord ; Amérique Centrale et du Sud: mer des Caraïbes et Golfe du Mexique ; Asie: Iran.
- Plasmodium vivax
Il est le moins exigeant en température. Il est retrouvé en Europe: Bassin méditerranéen; en Turquie, au Moyen Orient, Afrique du Nord, Asie: toute la partie tropicale; Afrique: peu important en Afrique tropicale, absent de l'Afrique de l'Ouest,
présent à Madagascar, Ile Maurice et Comores; Amérique Centrale et du Sud: présent dans les régions de basse altitude [7].
- Plasmodium ovale
Il est l'espèce la plus rare et se retrouve en Afrique Centrale, surtout occidentale, en Océanie, en Amazonie et en Asie.
- Plasmodium knowlesi
Il était seulement un parasite simien (macaque) de l'Asie du Sud-Est. Plusieurs centaines de cas sont aujourd'hui rapportés chez l'homme en Asie du Sud- Est.
Il se différencie des autres espèces par un cycle érythrocytaire de 24 heures responsable d'une fièvre quotidienne [7].
1.1.4.Vecteurs et mode de transmission
Le paludisme est transmis à l’homme par la piqûre d’un moustique culicidé du genre Anophèles, au moment de son repas sanguin. Seule la femelle, hématophage, transmet la maladie. Elle ne pique qu’à partir du coucher du soleil avec un maximum d’activité entre 23 heures et 6 heures du matin [7].
Les modes de transmission sont variés : [4]
- La contamination par piqûre de l'anophèle femelle: c'est le mode habituel de transmission du paludisme. La chaîne épidémiologique est constituée du plasmodium, de l'anophèle et des êtres humains récepteurs.
- La contamination par voie transplacentaire ou materno-fœtale ou congénitale.
- Le paludisme post-transfusionnel.
1.1.5. Cycle biologique des plasmodies
Le cycle se déroule successivement chez l’homme (phase asexuée chez l’hôte
intermédiaire) et chez l’anophèle (phase sexuée chez l’hôte définitif).
Chez l’homme, on distingue 2 phases [7]:
- la phase hépatique ou pré-érythrocytaire (= exo-érythrocytaire) : elle correspond à la phase d’incubation cliniquement asymptomatique.
- la phase sanguine ou érythrocytaire : elle correspond à la phase clinique de la maladie.
1.1.5.1. Chez l'homme
Schizogonie pré-érythrocytaire
Beaucoup de sporozoïtes inoculés par l’anophèle femelle lors de son repas sanguin sont détruits par les macrophages mais certains parviennent à gagner les hépatocytes.
Ils se transforment en schizontes pré-érythrocytaires ou «corps bleus » (formes multinucléées) qui, après quelques jours (sept jours pour P. falciparum; dix jours pour P.vivax) de maturation, éclatent et libèrent des milliers de mérozoïtes dans le sang (10 000 à 30 000 mérozoïtes en fonction des espèces). La schizogonie hépatique est unique dans le cycle. La cellule hépatique ne peut être infectée que par des sporozoïtes. Dans les infections à P. vivax et P. ovale, une schizogonie hépatique retardée peut entraîner la libération dans le sang, de mérozoïtes (hypnozoïtes) plusieurs mois après la piqûre du moustique, expliquant ainsi les reviviscences tardives observées avec ces 2 espèces. Les hypnozoïtes n’existent pas dans l’infection à P. falciparum (évolution d’un seul tenant) et ils n’ont pas été mis en évidence non plus dans l’infection à P.malariae ou à P.knowlesi.
Schizogonie érythrocytaire
Très rapidement les mérozoïtes, issus de l’éclatement des corps bleus, pénètrent dans les globules rouges. La pénétration du mérozoïte dans l’érythrocyte et sa maturation en trophozoïte puis en schizonte prend 48 ou 72 heures (en fonction de l’espèce) et conduit à la destruction du globule rouge hôte et à la libération de 8 (P.malariae) à 32 (P.falciparum) nouveaux mérozoïtes. Ces mérozoïtes pénètrent dans de nouveaux
globules rouges et débutent un nouveau cycle de réplication. Cette partie du cycle correspond à la phase clinique : la parasitémie s’élève, le sujet devient fébrile, c’est l’accès palustre.
En l’absence de traitement, tous les parasites évoluent progressivement au même rythme (on dit qu’ils deviennent synchrones). Tous les schizontes érythrocytaires arrivent à maturation au même moment, entraînant la destruction d’un grand nombre de globules rouges de manière périodique, toutes les 24 heures (pour P. knowlesi), 48 heures (fièvre tierce de P. falciparum, P. vivax ou P. ovale) ou toutes les 72heures (fièvre quarte de P. malariae). En pratique on observe que la fièvre tierce due à P.
falciparum est rarement synchrone [7]. Après un certain nombre de cycles érythrocytaires, certains mérozoïtes subissent une maturation d’une dizaine de jours, accompagnée d’une différenciation sexuée.
1.1.5.2. Chez l'anophèle femelle
Les gamétocytes ingérés par le moustique lors d’un repas sanguin sur un sujet infesté, se transforment en gamètes mâles et femelles qui fusionnent en un œuf libre et mobile appelé ookinète. Cet ookinète quitte la lumière du tube digestif, se fixe ensuite à la paroi externe de l’estomac et se transforme en oocyste. Les cellules parasitaires se multiplient à l’intérieur de cet oocyste, produisant des centaines de sporozoïtes qui migrent ensuite vers les glandes salivaires du moustique. Ces sporozoïtes sont les formes infestantes prêtes à être inoculées avec la salive du moustique, lors d’un nouveau repas sanguin sur un hôte sain. La durée du développement sporogonique des Plasmodies varie en fonction des conditions climatiques : entre 9 et 20 jours pour P. falciparum (entre, respectivement, 30°C et 20°C), un peu plus rapidement pour P.
vivax à températures équivalentes, plus longtemps pour P. malariae.
Figure 1: Cycle biologique des plasmodies [10]
1.1.6.Symptomatologie du paludisme 1.1.6.1. Accès simples
Il se produit au cours de l’accès palustre de primo- invasion. L'incubation est cliniquement silencieuse et dure 7 à 21 jours habituellement, et parfois plusieurs mois. L'invasion est marquée par:
- Une fièvre croissante devenant continue en plateau ou à grandes oscillations régulières avec plusieurs pics par jour, atteignant 39 à 40°C.
- Des signes digestifs: nausées ou vomissements, parfois de la diarrhée. Ce tableau de gastro-entérite aiguë fébrile est d'autant moins évocateur qu'à l'examen. La rate n'est pas palpable, tout au plus on peut retrouver un hypochondre gauche sensible.
L’évolution est favorable en quelques jours si l'accès est correctement traité. Sans traitement, la fièvre va persister pendant 8 à 15 jours, par poussées et rémissions réalisant l'accès pernicieux à Plasmodium falciparum.
1.1.6.2. Accès palustre à fièvre périodique: accès intermittent
Il se caractérise par la succession de trois stades (frissons, chaleur, sueurs) et leurs répétitions selon un rythme régulier.
- Stade de frissons: le malade est sujet à de violents frissons, se plaint d'une sudation et de froid intense. La fièvre s'élève à 39°C, la rate s'hypertrophie, la pression artérielle baisse. Ce stade dure environ une heure.
- Stade de chaleur : les frissons cessent, la peau devient sèche et brûlante. La température atteint 40 à 41°C, la rate devient palpable. Ce stade dure 3 à 4 heures.
- Stade de sueurs : une transpiration profonde apparaît, baigne le malade et trempe ses vêtements ou ses draps. La température décroît rapidement parfois en dessous de la normale. Cette phase dure 1 à 2 heures et s'accompagne d'une
impression de bien être intense. Ces accès se répètent suivant une périodicité variable selon les espèces plasmodiales: fièvre tierce pour plasmodium falciparum, Plasmodium ovale et Plasmodium vivax et la fièvre quarte pour Plasmodium malariae.
1.1.6.3. Paludisme grave
Il s’agit de l’accès pernicieux ou neuropaludisme qui atteint les sujets non immuns (jeunes enfants en zone d’endémie, femmes enceintes, expatriés, voyageurs). Il est exclusivement dû au Plasmodium falciparum. C'est une urgence médicale majeure, son début peut être progressif à la suite d'un accès simple ou brutal souvent chez le jeune enfant qui, en quelques heures, présente des troubles neurologiques, une hyperthermie à 41°C et d'autres manifestations de défaillance viscérale grave. Non traité, le neuropaludisme est mortel en deux ou trois jours.
1.1.6.4. Complications du paludisme
Paludisme viscéral évolutif
Il survient en zone d'endémie chez les sujets non soumis à une chimioprophylaxie et exposés à des infestations répétées. La symptomatologie associe une fièvre à 38°C, une anémie et une splénomégalie; bien traité la guérison est rapide. Non traité, l'évolution est variable selon l'espèce plasmodiale : guérison spontanée ou survenue de complication.
Fièvre bilieuse hémoglobinurique
II s'agit d'un accident d'étiologie immunoallergique survenant chez des sujets anciens paludéens dû à P.falciparum, soumis plusieurs années auparavant à une chimioprophilaxie irrégulière par la quinine. Elle consiste en une hémolyse intravasculaire disséminée. Le début est brutal, marqué par des lombalgies violentes.
Une fièvre, des vomissements alimentaires puis bilieux surviennent avec un ictère hémolytique. On note une anémie avec collapsus accompagnée d'oligurie ou d’oligoanurie. Son début est brutal et se manifeste par des frissons intenses, des douleurs lombaires, une fièvre élevée à 40°C.
1.1.7.Diagnostic biologique
1.1.7.1. Diagnostic direct : Examen après coloration
Il s'effectue sur deux préparations: frottis et goutte épaisse. C’est le type de diagnostic précis et plus utilisé. Cet examen consiste à recueillir quelques gouttes de sang sur une lame porte objet dégraissée, par piqûre avec un vaccinostyle au niveau de la pulpe du doigt, du lobule de l'oreille ou au talon chez l'enfant après désinfection [8].
• Le frottis: c'est un étalement mince de sang qui permet un diagnostic d'espèce précise. Les différents aspects des stades du Plasmodium sont résumés dans la figure 12 (annexe 2).
• La goutte épaisse: c'est une technique de concentration des plasmodies 10 à 20 fois plus sensible que le frottis. La goutte est étalée sur un centimètre carré environ, pour sa défibrination puis, elle est séchée, ensuite déshémoglobinisée par de l'eau neutre.
Cette goutte est enfin colorée par le May-Grunwald-Giemsa, de même que le frottis.
1.1.7.2. Diagnostic indirect: Méthodes sérologiques
Ce sont des méthodes immunologiques. La présence de plasmodium dans le sang provoque la formation d'anticorps dirigés contre les antigènes du parasite et on peut les mettre en évidence par différentes techniques que sont [4]:
o l'immunofluorescence indirecte ; o l'immunoélectrophorèse ;
o l'immuno-enzymologie (ELISA) ;
o l'hémagglutination, o l'immuno-diffusion,
o les tests de diagnostic rapide (TDR):
Plusieurs tests de ce type sont commercialisés. Ils reposent sur le principe de l’immuno-chromatographie en utilisant des bandelettes sensibilisées par des anticorps monoclonaux spécifiques détectant des antigènes plasmodiaux. Ils sont réalisés avec une goutte de sang déposée sur une bandelette et ne nécessitent aucun appareillage [11].
o le QBC Malaria test: Quantitative Buffy Coat:
Le principe de cette technique microscopique de fluorescence repose sur l’utilisation d’un fluorochrome (l’acridine orange) capable de se fixer sur le noyau du parasite [11].
Ces analyses ne sont pas utilisées à des fins de diagnostic d'urgence, mais sont utiles dans le diagnostic rétrospectif d'une fièvre tropicale, dans la prévention du paludisme post transfusionnel, dans les enquêtes épidémiologiques et le suivi des anticorps après un accès aigu.
1.1.7.3. Méthode de recherche: la Protéine Réactive C (PCR)
L’amplification génique par PCR est la technique la plus utilisée. C’est la technique la plus sensible qui permet de détecter de très faibles parasitémies de l’ordre de 0.3 parasite/µl de sang avec une possibilité de quantification de l’ADN plasmodial en utilisant la PCR quantitative. En dépit de ses avantages, la biologie moléculaire ne peut remplacer en pratique courante les méthodes classiques de diagnostic du paludisme dans la pratique courante en raison du temps de réalisation relativement long, non compatible avec l’urgence du diagnostic du paludisme. La PCR est essentiellement indiquée pour la détection des faibles parasitémies en cas de forte
suspicion et de difficulté de confirmation microscopique notamment chez les voyageurs sous chimioprophylaxie. Elle est également d’un apport appréciable dans l’identification des espèces plasmodiales, le suivi post-thérapeutique et l’étude des gènes impliqués dans la résistance aux antipaludiques. Ses exigences en matériel et son coût font qu’elle est encore réservée aux laboratoires spécialisés [11].
1.1.8. Prophylaxie du paludisme 1.1.8.1. Prophylaxie individuelle
Elle a pour but de protéger un individu. Elle contient [9]:
La lutte anti-vecteur
Il faut éviter les piqûres d'anophèles par des mesures mécaniques et physiques:
moustiquaires pour le sommeil nocturne, air conditionné dans les habitations, port de vêtements amples et longs après le coucher du soleil.
Les mesures chimiques
L’utilisation d'insecticides domiciliaires (pyréthrinoïdes), moustiquaires imprégnées de pyréthrinoïdes pour la nuit, utilisation de répellents sur la peau ou les vêtements (ex: DEET) au coucher du soleil.
La chimioprophylaxie
Les niveaux de chimiorésistance des souches plasmodiales peuvent être appréciés après un traitement correctement suivi. La chimioprophylaxie est conseillée de nos jours chez la femme enceinte uniquement et doit être adapté à chaque pays.
1.1.8.2. Mesures collectives : lutte anti- vecteur
Le but est de limiter la population d'anophèles par des mesures d'assainissement; de suppression des eaux stagnantes grandes ou petites; de lutte anti-larvaire: le pétrolage, l’utilisation d'insecticides solubles répandus à la surface des eaux stagnantes et l’ensemencement des eaux avec des prédateurs des anophèles (poissons, mollusques).
1.1.8.3. Vaccin contre le paludisme: Etat actuel des recherches
Premier constat : Il va encore falloir être patient. Selon les experts rassemblés par l'OMS, atteindre une protection de 75% de la population exposée et devenir capable d'éliminer la maladie ne devrait pas se faire avant… 2030 (OMS, 2013). Les deux principales des cinq espèces de parasite Plasmodium entraînant la malaria sont les sous-espèces falciparum et vivax. C'est contre elles que se concentrent les recherches.
Deuxième constat : L'OMS a recensé 27 essais de candidats vaccins de par le monde, la plupart étant aux premiers stades de l'expérimentation. L'un d'eux, le«RTS,S», vaccin expérimental destiné aux enfants d'Afrique sub-saharienne (du groupe pharmaceutique britannique GSK) est le plus avancé et a des résultats prometteurs.
La réponse serait complète en 2015[12].
1.2. Parasitoses intestinales
Le tube digestif de l’être humain peut être colonisé par divers types de parasites.
Ils peuvent être aussi bien les helminthes que les protozoaires. Ces parasites assurent leur maturation et leur multiplication chez l’homme pour enfin coloniser d’autres individus essentiellement grâce au péril fécal ou au péril hydro- fécal. La pathogénicité de la plupart de ces parasites implique la prise en charge préventive et thérapeutique des individus porteurs et même des individus sains.
1.2.1. Définitions
Parasite: Organisme animal ou végétal qui, pendant une partie ou la totalité de son existence, vit sur un autre être vivant (ectoparasite) ou à l’intérieur de celui-ci (endoparasite), aux dépens duquel il se nourrit [13].
Le parasite cause des affections généralement appelées parasitoses.
Parasitisme : Mode de vie particulier établissant une interaction durable entre deux êtres, le parasite et son hôte [14].
Parasitémie : Présence de parasites dans le sang. [13]
1.2.2. Classification des parasites digestifs
Les parasites du tube digestif sont classés de la manière suivante:
Figure 2: Classification zoologique des parasites digestifs [15,16]
Flagellés (Chilomatix mesnilii ; Giardia ; Trichomonas)
Bilharzies
(S.mansoni ; S.intercalactum)
Ovipares
(Ascaris, Oxyure, Ankylostome, Trichocéphale,
Cestodes
(Taenia saginata ; Taenia solium)
Ciliés
(Balantidium coli)
Rhizopodes ou Amibes
Nématodes
« Vers ronds » Plathelminthes
« Vers plats » Parasites intestinaux
Protozoaires Helminthes
1.2.3. Diagnostic des parasitoses intestinales
Le diagnostic biologique des parasitoses est assuré le plus souvent et autant que possible par la mise en évidence de l’agent pathogène (diagnostic direct) [9]. Les parasites sont en majorité éliminés par les selles sous forme d’œufs, de kystes, de larves ou de formes végétatives.
L’examen macroscopique et/ ou microscopique permet de confirmer le diagnostic biologique. Il y a des cas ou des moments des cycles parasitaires où le diagnostic ne peut être orienté qu’à partir de données indirectes résultant des réactions de l’hôte à l’infestation (diagnostic immunologique).
1.2.3.1. Diagnostic clinique
Les symptômes parasitaires comportent une série de manifestations non spécifiques permettant d’orienter le diagnostic. Ce sont: toux, constipation, nausée, vomissement, diarrhée associée à des douleurs abdominales [17].
1.2.3.2. Diagnostic parasitologique
Le diagnostic de certitude des parasitoses intestinales repose en tout premier lieu sur l’examen parasitologique des matières fécales. Un certain nombre de notions doivent être connues et prises en compte pour un bon diagnostic:
o Certains parasites sont fragiles et leur recherche doit être pratiquée dans des délais rapides (Ex: formes végétatives d’Entamoeba histolytica). L’examen de la préparation doit être effectué dans les heures qui suivent l’émission des selles.
o L’élimination fécale des œufs et des kystes est variable d’un jour à l’autre. Un seul examen négatif ne permet en aucun cas d’exclure la présence du parasite;
o Certains parasites pondent leurs œufs ou les éliminent en dehors des selles.
Cela induit une connaissance parfaite des cycles de ces parasites et en particulier des voies de sorties de leurs formes de dissémination (œufs, kystes, larves ou formes végétatives) ;
o A cause de la répartition non uniforme des éléments parasitaires dans la masse fécale, un prélèvement insuffisant pourrait donner un résultat faussement négatif;
o Certaines techniques de laboratoire sont plus spécifiquement adaptées à tel ou tel parasite [18].
1.2.4. Mode de transmission
Les parasitoses du tube digestif sont intimement liées au péril fécal ou hydro- fécal.
Ce fléau est dû à la dissémination incontrôlée des déjections humaines contenant œufs et kystes de parasites. Le plus souvent la chaîne épidémiologique fonctionnelle comporte un réservoir de parasites (l’homme malade ou un réservoir animal) à partir duquel l’agent pathogène va être pris en charge par un hôte intermédiaire, vecteur incontournable dans la transformation du parasite devenant infestant et prêt à contaminer l’homme sain. La transmission peut se faire par voie oro- digestive (cas des amibes et des flagellés) ou par voie transcutanée (cas des anguillules et des schistosomes) [7,19].
1.2.4.1. Transmission par voie orale
Elle peut être directe ou indirecte.
Directe: de l’anus à la bouche par l’intermédiaire des ongles des doigts. En cherchant à soulager son prurit anal, le malade souille ses mains d’œufs qu’il avale ensuite: c’est l’auto-infestation, fréquente chez les enfants.
Indirecte: par ingestion de kystes ou d’œufs embryonnés ou viables avec de l’eau de boisson, des légumes ou des aliments souillés (cas de l’amibiase et des nématodoses).
1.2.4.2. Transmission transcutanée
La source essentielle de l’infestation de l’homme est le sol pollué par les matières fécales. L’homme se contamine communément par contact avec les larves, en marchant pieds nus dans la boue ou sur des sols humides (anguillules et ankylostomes), ou à l’occasion de baignades dans des eaux contaminées (Schistosomes).
1.2.4.3. Transmission par inhalation
Des œufs mélangés avec la poussière peuvent également être inhalés, retenus avec les sécrétions respiratoires puis déglutis avec les mucosités (Ascaris).
1.2.7. Description des parasites intestinaux rencontrés au cours de l’étude
1.2.5.1. Protozoaires
Amibes
L'amibiase est une parasitose cosmopolite causée par les amibes qui sont des protozoaires rhizopodes. Plusieurs espèces d’amibes peuvent naturellement parasiter l’homme. Parmi celles-ci, deux sont pathogènes.
Morphologie
Entamoeba histolytica
Entamoeba histolytica se présente sous deux formes: une forme végétative ou trophozoïte et une forme kystique.
La forme végétative existe sous deux types : - Entamoeba histolytica minuta
- Entamoeba histolytica histolytica
La forme kystique est celle rencontrée. Les kystes d'Entamoeba histolytica représentent la forme de résistance dans le milieu extérieur et de dissémination de l'amibe. Leur paroi est épaisse et réfringente. Les kystes mûrs mesurent 12 à 14 micromètres de diamètre et possèdent un à quatre noyaux.
Figure 3: Kyste d’Entamoeba histolytica histolytica [20]
Entamoeba coli
C’est une amibe qui se présente sous deux formes:
Forme végétative: Elle mesure 25-50µm. Elle est tout le temps déformée mobile mais avec un mouvement lent car elle émet plusieurs pseudopodes à la fois, on dit qu’elle bouge sur place. Le noyau très visible à frais présente une chromatine grossière irrégulière avec un gros caryosome excentrique [21].
Forme kystique : Retrouvée dans les selles de consistance ferme, elle mesure 15-20µ et peuvent posséder 1-8 noyaux semblables à ceux de la forme végétative, le cytoplasme moins chargé que celui de Entamoeba hystolytica renferme des cristalloïdes à bout dentelé.[21]
Figure 4:Kyste d’Entamoeba coli Source: ANOFEL 2014
Biologie
Les amibes peuvent évoluer suivant deux cycles :
- Un cycle non pathogène: qui s'effectue à la surface muqueuse cœcale et dans la lumière intestinale. La forme minuta se multiplie par scissiparité, puis se transforme en kyste qui sera rejeté avec les selles dans le milieu extérieur. Les kystes sont directement contaminants pour un nouvel hôte.
Ce cycle non pathogène peut se poursuivre pendant des mois voire des années sans aucune manifestation clinique.
- Un cycle pathogène: il résulte de la transformation de la forme minuta en forme histolytica. Cette dernière possède des enzymes protéolytiques lui conférant le pouvoir nécrosant des tissus. Elle franchit la muqueuse colique
créant des ulcérations. Cette forme va lyser la muqueuse intestinale, pénétrer dans la sous muqueuse. Elle se multiplie par scissiparité déterminant des abcès en "bouton de chemise". Les ulcérations se surinfectent rapidement et lèsent les vaisseaux. On a une hémorragie, une accélération du péristaltisme intestinal et une hypersécrétion des glandes à mucus voisines d'où émission de selles glairo-sanguinolentes ou crachat rectal. L'amibe histolytica histolytica ne s'enkyste jamais, elle est éliminée dans les selles et meurt rapidement. Elle peut passer dans la circulation mésentérique pour atteindre le foie, pour ensuite gagner plus rarement les poumons et la vessie.
Flagellés
Trichomonas intestinalis
La trichomonose intestinale est une parasitose due à la présence dans l'intestin de Trichomonas intestinalis. Elle est caractérisée par une diarrhée dysentériforme [4].
Morphologie
Trichomonas intestinalis a un organisme piriforme de 10-15 μm de long sur 7- 10 μm de large. Le flagelle postérieur est relié au corps par une membrane ondulante qui présente une partie libre [4].
Figure 5: Trichomonas intestinalis.
Source: ANOFEL 2014
Biologie
Très mobile il vit dans la lumière colique. La multiplication par division binaire est accélérée en milieu très alcalin. Il ne s'enkyste jamais.
On admet que c'est la forme végétative qui assure la contamination du sujet neuf par souillure des boissons et des aliments [4].
Giardia lamblia
La giardiase ou lambliase est une protozoose intestinale due à un flagellé: Giardia lamblia. Maladie du péril fécal, la lambliase est une affection cosmopolite qui atteint surtout les enfants. [4]
Morphologie
Ce flagellé se présente sous deux formes: une forme végétative ou trophozoïte et une forme kystique.
Le trophozoïte très mobile a un aspect particulier, piriforme dit de "cerf-volant". Il mesure 10 à 12 micromètres de long sur 6-10 micromètres de large. Il présente deux noyaux, un axostyle médian, quatre paires de flagelles qui lui donnent une grande mobilité.
La forme kystique immobile est ovalaire de 8-12 micromètres de long sur 7- 10 micromètres de large dont le cytoplasme contient deux à quatre noyaux séparés par des restes flagellaires en forme de S. Le kyste est résistant dans le milieu extérieur.
Figure 6 : Kyste de Giardia lamblia Source : ANOFEL 2014
Biologie
Lorsque l'homme ingère le kyste de Giardia lamblia par les mains souillées, de l'eau ou d'aliments contaminés, la coque est dissoute, puis il y a libération des trophozoïtes qui se multiplient par scissiparité. Dans certaines conditions mal élucidées, les trophozoïtes donnent des kystes qui sont éliminés dans les selles. Giardia lamblia vit dans le duodénum et le jéjunum où il se nourrit du contenu intestinal par pinocytose.
Il peut également se retrouver dans les voies biliaires.
1.2.5.2. Helminthes
Ascaris lumbricoides
C'est une parasitose cosmopolite due à la présence et au développement chez l'homme d'un ver rond, Ascaris lumbricoides [4].
Morphologie
C'est un ver rond, blanc rosé, recouvert d'une épaisse cuticule. Il possède une bouche munie de trois grosses lèvres et un tube digestif.
La femelle mesure 20 à 23 cm de long, le mâle dont l'extrémité postérieure est recourbée et munie de spicules, mesure 15 à 17 cm.
Les œufs sont brun foncés présentant une coque épaisse mamelonnée. Ils ne sont pas embryonnés à la ponte.
Figure 7: Œuf d’Ascaris lumbricoides [4]
Biologie
Les adultes vivent dans l'intestin grêle de l’homme. Les femelles fécondées pondent des œufs éliminés dans les selles. Ces œufs sont extrêmement résistants au froid, à la chaleur et même aux antiseptiques. Ils ne sont pas infestants à la ponte. Ils s'embryonnent dans le milieu extérieur en deux à quatre semaines selon les conditions de température et d'humidité.
L'homme s'infeste en ingérant des œufs embryonnés avec des aliments souillés, crus ou de l'eau sale. Dans l'estomac, la coque de l'œuf est dissoute par le suc gastrique et la larve libérée gagne le foie par la voie porte. Après un séjour de trois à quatre jours dans le foie, la larve gagne le cœur puis les poumons. Après deux mues elle remonte les bronchioles, les bronches, la trachée. Elle parvient au carrefour aéro-digestif.
Sa présence à ce niveau entraîne une toux réflexe et à la faveur d'un mouvement de déglutition, elle bascule dans le tube digestif: œsophage, estomac puis intestin grêle où après une dernière mue elle devient adulte. La ponte débute environ soixante jours après la contamination [4].
1.2.6. Prophylaxie des parasitoses intestinales
Les parasitoses intestinales sont des maladies liées au péril fécal. Par conséquent, la prophylaxie repose sur la mise en œuvre d’un ensemble de moyens tendant à éradiquer le péril fécal. Cette lutte est menée de façon individuelle et collective [8].
1.2.6.1. Prophylaxie individuelle
Protéger l'homme sain par une bonne hygiène individuelle articulée autour des principes suivants :
Se laver les mains avant les repas et après les défécations ;
protéger les aliments des mouches et des animaux domestiques ;
laver soigneusement fruits et légumes avant de les manger;
ne consommer que de l'eau potable ou filtrer sinon bouillir l’eau avant de la boire;
éviter de marcher pieds nus sur la terre ou dans la boue en zone tropicale;
éviter de nager dans les eaux polluées et les eaux douces douteuses;
manger de la viande de porc ou de bœuf très cuite (cela se heurte souvent aux préférences culinaires) ;
faire la chimiothérapie préventive des sujets qui effectuent un court séjour en zone d'endémie.
1.2.6.2. Prophylaxie collective
L'éducation sanitaire commence dès l'âge scolaire par des schémas simples pour vulgariser les mesures de prophylaxie individuelles. En outre, des mesures doivent être prises pour:
dépister et traiter les sujets parasités;
lutter contre la pollution de la nature et des eaux par les excrétas, en mettant en place un système de collecte et d'évacuation des excrétas (construction de latrines) ;
mettre à disposition de la population de l'eau potable;
faire le contrôle sanitaire du circuit alimentaire qui intervient d'abord au niveau des cultures maraîchères qui utilisent parfois comme engrais, les excrétas humains ;
veiller à l'hygiène des marchés de denrées alimentaires;
incinérer les dépôts sauvages d'ordures.
2. Matériel et méthodes
2.
2.1. Cadre
Il s’agit d’une étude descriptive sur une période de 12 semaines, à Cotonou capitale économique de la république du Bénin, plus précisément dans le VIIème arrondissement au quartier Wologuèdè. Elle a aussi été réalisée simultanément mais durant 4 semaines à Hêvié, plus précisément dans le quartier Dodji.
Les examens pratiqués se sont déroulés au laboratoire de l’hôpital Bethesda de Cotonou et de Hêvié, dans la section de parasitologie.
2.1.1.Historique et présentation de l’hôpital de Bethesda
Crée le 17 février 1990 par le Conseil Interconfessionnel des Eglises Protestantes du BENIN (C.I.E.P.B), l’Hôpital BETHESDA est une structure confessionnelle à but non lucratif visant le bien être mental, physique, social et spirituel des communautés à travers les activités de santé.
Petit centre de santé à la création avec deux petits services (la médecine générale et la maternité) et un service de soutien (la pharmacie), il a connu une évolution rapide en devenant Hôpital agréé en février 2007 avec plus de cent lits.
L’hôpital BETHESDA est aujourd’hui dirigé par le Docteur HOUMENOU S. M.
Constant.
Le siège de l’hôpital est un bâtiment à trois étages qui comporte :
- Au rez-de-chaussée : les services de la cardiologie, la salle de prélèvement du laboratoire, les salles de consultation pédiatrique, la radiologie, la salle de consultation chirurgicale, la salle de soins de la chirurgie, le service d’accueil, la médecine générale, la pharmacie et la caisse.
-Au premier étage : le laboratoire, le bloc opératoire, les salles d’hospitalisation du bloc opératoire ;
-Au deuxième étage : la stomatologie, le magasin et le service administratif constitué du secrétariat, du bureau du Directeur, la comptabilité, le bureau du chef personnel et le service statistique ;
- Au troisième étage : les salles d’hospitalisation de la pédiatrie.
L’hôpital Bethesda possède également :
Un centre d’ophtalmologie constitué d’une salle d’accueil, de salles de consultation, d’une pharmacie, d’un bloc opératoire et d’une salle de conférence.
Un service de la maternité.
Un service de Kinésithérapie.
Ces trois derniers services sont situés dans des bâtiments annexes à moins de deux cent mètres du bâtiment principal.
En 2005, une annexe a été ouverte à Hêvié afin de participer au soulagement des problèmes de santé de la population de la localité et environs. L’arrondissement de Hêvié est situé au sud-ouest du département de l’Atlantique, dans la commune d’Abomey-Calavi. Il est à 30 Kilomètres de la capitale économique Cotonou. Le centre est dirigé actuellement par le docteur BODJRENOU Azer. L’Annexe de Hêvié possède: les services médicaux habituels (salle d’hospitalisation, médecine générale, maternité, pharmacie, petite chirurgie, magasin, administration); un laboratoire d’imagerie médicale et un service de laboratoire bio médical.
2.1.2.Présentation du laboratoire de l’hôpital Bethesda
Le laboratoire d’analyses biomédicales de l’hôpital BETHESDA est situé au premier étage du grand bâtiment. Il est sectionné en plusieurs compartiments :
- dans le premier compartiment se déroulent la bactériologie et la parasitologie ; - le deuxième compartiment plus vaste est réservé à un bureau d’accueil des
patients et aux services de biochimie et de sérologie ;
- le troisième local sert à l’hématologie, à la sérologie HIV et la numération des CD4 dont l’appareil était en panne durant notre séjour dans le centre ;
- le quatrième compartiment tient lieu du bureau du responsable de laboratoire ; - le cinquième est la salle de garde.
La salle de prélèvement se trouve au rez-de-chaussée du bâtiment en face de la pharmacie du centre.
A Hêvié, le laboratoire est situé à 100 mètres environ de l’hôpital et dispose de : - Une salle d’accueil qui sert de salle de prélèvement ;
- Une unique salle de manipulation qui regroupe toutes les sections sauf la bactériologie.
2.1.3.Organisation du travail au laboratoire
Le laboratoire est fonctionnel 24 h sur 24h grâce à la participation active de six bio- technologistes dont un chef service et un surveillant qui ne ménagent aucun effort pour assurer la bonne collaboration et le bon déroulement du travail. Il existe alors, un service de garde pour les urgences, la nuit.
Le travail commence à 8 h à la salle de prélèvement. Les patients y sont accueillis par deux techniciens qui s’occupent de leur prise en charge.
Les prélèvements se font de 8 h à 10 h 00mn. Les échantillons (sang, selles, urines, sperme, sécrétions vaginales) sont ensuite acheminés au laboratoire pour les différentes analyses. Les cas urgents sont ensuite pris en charge à tout moment au laboratoire.
A la fin des travaux, le technicien de garde enregistre les résultats avant de les rendre aux malades à partir de 20h le soir ou le lendemain à 14h par les autres techniciens de permanence.
Notons qu'à l’annexe de Hêvié, le laboratoire ferme à 18h au plus et ne fonctionne pas le week-end. Il ne dispose pas non plus de service de garde.
2.2. Matériel pour la réalisation des examens 2.2.1. Echantillon
Notre étude a porté sur 132 échantillons de sang et de selles fraîches provenant de patients venus en consultation à la pédiatrie de l’hôpital de Bethesda de Cotonou et de Hêvié.
2.2.2. Réactifs
Méthanol
Solution de Giemsa
Eau physiologique
Chlorure de sodium………..9g Eau distillée………...1000ml
Lugol
Iode………..…1g Iodure de potassium……….………2g
Eau distillée………..…qsp 1000ml
Réactif de Bailenger
Tampon acéto-acétique
Acétate de sodium cristallisé………...15g Acide acétique……….3, 6ml Eau distillée……….100ml Ajuster à PH 5 avec de l’acide acétique
Ether
Formol à 10%
Formol du commerce à 37% au moins ………100ml Eau distillée……….300ml
2.2.3. Equipements
Centrifugeuse
Microscope électrique binoculaire
2.2.4. Autres matériels
Plateau de prélèvement
Coton hydrophile
Pissette d’alcool
Vaccinostyles
Lames porte-objet
Lamelles couvre-objet
Pots de prélèvement de selles
Bac de coloration
Râtelier à lames
Minuterie
Compteur manuel
Flacon d’huile à immersion
Compresse à gaz
Tubes de 10ml
Portoirs de tubes
Pipette graduée
Poire
Pipettes Pasteur
Gants en latex
2.3. Méthodes d’étude 2.3.1. Population d’étude
Notre enquête a porté sur les enfants des deux sexes et d’âge inférieur ou égal à 15ans reçus au laboratoire des hôpitaux Bethesda de Cotonou et de Hêvié.
Critères d’inclusion
Pour être inclus dans notre étude, il faut répondre aux critères suivants :
Avoir un âge compris entre 1 an et 15 ans ;
Etre suspecté de parasitose intestinale et avoir sur son bulletin d’examen coprologie parasitaire;
Etre suspecté du paludisme et avoir sur son bulletin d’examen la goutte épaisse et densité parasitaire, ou frottis sanguin et densité parasitaire.
Critères de non inclusion
Les malades ayant plus de 15 ans ont été exclus et nous avons sélectionné de façon exhaustive 132 enfants générés par le hasard.
2.3.2. Échantillonnage
Une fiche d’enquête a été réalisée pour collecter chez les patients, des informations entrant dans le cadre de notre étude. (Annexe 1).
Variables étudiées
La prévalence du portage parasitaire chez les enfants inclus a été étudiée en fonction des variables suivantes :
o Sexe o Age
o Type de parasites intestinaux rencontrés o Résultat de la goutte épaisse
2.4. Réalisation des analyses
Phase pré-analytique
Cette étape regroupe toutes les conditions à remplir avant la manipulation des différents examens de notre étude. Elle consiste à :
Porter une blouse blanche et propre ;
Se laver les mains ;
Porter les gants ;
Regrouper le matériel de travail
Phase analytique
Cette phase concerne les différents examens de l’étude tels que la goutte épaisse, le frottis sanguin et la coprologie parasitaire complète.
2.4.1. La goutte épaisse
2.4.1.1. Technique de confection et de coloration
Elle consiste à écraser une goutte de sang capillaire sur une lame porte- objet à l’aide du coin d’une lamelle.
Après séchage de la goutte ainsi confectionnée, on procède à la déshémoglobinisation en la trempant dans de l’eau tamponnée ou courante pendant 3minutes et à la coloration au Giemsa pendant 10 à 15 minutes.
2.4.1.2. Technique de lecture
Après la coloration, la goutte est laissée sécher puis observée au microscope à l’objectif 100 après dépôt d’une goutte d’huile à immersion.
La lecture doit exploiter toute la goutte épaisse. Le parasite présent, apparait avec son noyau et son cytoplasme. Le compte se fait sur 200 leucocytes sur la base de 6000 leucocytes par microlitre de sang.
La détermination de la densité parasitaire se fait selon la formule suivante : Avec:
X le nombre de leucocytes comptées Y le nombre de plasmodies comptés.
6000 le nombre de leucocytes par L de sang
Densité parasitaire =
Y × 6.000 X
2.4.2. Le frottis mince
2.4.2.1. Technique de confection et de coloration
Il est réalisé en étalant de façon homogène une petite goutte de sang sur une lame porte- objet à l’aide de l’arête d’une lamelle. Ce frottis bien séché doit être fixé au méthanol pendant 5minutes et coloré ensuite au Giemsa pendant 10à15minutes.
2.4.2.2. Technique de lecture
Après séchage, ces frottis colorés sont observés au microscope à immersion (objectif 100).Ils présentent des hématies avec à l’intérieur le parasite. L’intérêt de cette étape de l’examen est l’identification des espèces plasmodiales.
2.4.3. Réalisation de la coprologie parasitaire
Elle se réalise sur des selles fraîches et comporte les étapes suivantes :
2.4.3.1. Prélèvement
Il constitue une étape indispensable qui rend compte de la qualité des résultats Le recueil des selles a été fait dans un pot en plastique propre et sec.
Les étapes suivantes ont été suivies:
fournir aux patients, un pot en plastique à large ouverture muni d’un couvercle auquel est adapté un applicateur.
Demander au patient de mettre une quantité suffisante de selles dans le flacon en prenant soin de ne pas les mélanger à l’urine.
Amener le plus rapidement possible l’échantillon au laboratoire pour ne pas perdre les formes végétatives.
2.4.3.2. Examen simple
Examen macroscopique: Il consiste à apprécier: la couleur, la consistance des selles, les éléments surajoutés non fécaux et la présence éventuelle de parasites visibles à l’œil nu.
Examen microscopique: Il comporte l’examen direct et l’examen après concentration.
Examen direct : Il diffère selon la consistance des selles. Pour les selles diarrhéiques, on prélève à l’aide d’une pipette une goutte entre lame et lamelle. Pour les selles de consistance normale ou dure, on pique à différents endroits, la matière fécale qu’on dilue dans une goutte d’eau physiologique préalablement déposée sur la lame.
Ensuite, on examine au microscope à l’objectif 10x et 40x.
2.4.3.3. Concentration de Bailenger
C’est une technique indiquée pour la recherche des œufs de nématodes, de larves d’anguillules, des œufs de Shistosoma mansoni et japonicum, des kystes de protozoaires digestifs et des œufs d’ Hymenolepis nana.
Mode opératoire
- Deux à trois grammes de selles sont dilués dans 5ml de tampon acéto-acétique.
- Laisser sédimenter 1mn.
- Ajouter 5ml d’éther et agiter pour bien mélanger.
- Centrifuger le tout à 2500 tours par minute pendant 10mn.
- Enlever le culot et l’examiner entre lame et lamelle
2.5. Calcul des indices
Calcul de l’Indice plasmodique (l.P)
C'est le pourcentage de sujets examinés présentant des hématozoaires dans leur sang.
Il doit être complété par la densité parasitaire.
Calcul de l’indice parasitaire simple (I.P.S)
C’est le pourcentage d’examens positifs par rapport au nombre total des examens effectués.
Calcul de l’indice parasitaire corrigé (I.P.C)
C’est le pourcentage du nombre de parasites retrouvé par rapport au nombre total des examens effectués.
Calcul de l’indice parasitaire Spécifique (I.P.Sp)
C’est le pourcentage de sujets parasités par un parasite ou un groupe de parasites donné par rapport au nombre total de sujets examinés.
Calcul de l’indice de polyparasitisme (I.P.P)
C’est le pourcentage de sujets polyparasités par rapport au nombre total des examens effectués. C’est aussi le degré de polyparasitisme qui peut être déterminé par la différence entre l’I.P.C (taux de Parasites) et I.P.S (taux des examens positifs)
IP= Nombre de sujets porteurs de plasmodium dans le sang x 100 Nombre de sujets examinés
IPS=
Nombre d’examens positifs x 100 Nombre d’examens effectués
2.6. Traitement des données
Nos données ont été analysées avec le logiciel R (test de Khi-carré de Pearson) et le tableau Excel 2010. Les résultats ont été exprimés sous forme de moyenne. Les variations ont été jugées significatives à p < 0,05 avec un intervalle de confiance IC = 95%.
I.P.P= I.P.C – I.P.S
