VALEUR DU TAUX DE L’HEMOGLOBINE CHEZ LES ENFANTS DE MOINS DE 15 ANS ATTEINTS DU PALUDISME AU CENTRE DE SANTE COMMUNAL DE PARAKOU EN 2017

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REPUBLIQUE DU BENIN

MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI CENTRE AUTONOME DE PERFECTIONNEMENT

Option : Analyses Biomédicales (ABM)

RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION

DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE THEME

REALISE PAR :

AHOLOUKPE Huguette Houèfa Irène SOUS LA DIRECTION DE :

SOUS L’ENCADREMENT DE :

VALEUR DU TAUX DE L’HEMOGLOBINE CHEZ LES ENFANTS DE MOINS DE 15 ANS ATTEINTS

DU PALUDISME AU CENTRE DE SANTE COMMUNAL DE PARAKOU EN 2017

ANNEE ACADEMIQUE : 2016-2017 1^ère Promotion de Licence Professionnelle TUTEUR :

Lionnel AGBANGLA Ingénieur des Travaux

CHUD/Borgou

SUPERVISEUR :

Docteur Pascal S. ATCHADE, PhD, Parasitologie – Mycologie Physiopathologie – Médecine Tropicale

Maitre assistant/CAMES/UAC/EPAC

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AHOLOUKPE Huguette Houèfa Irène

i

DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE (GBH) DIRECTEUR : Prof. Mohamed SOUMANOU

DIRECTEUR ADJOINT : Prof AHOUANNOU Clément CHEF DU DEPARTEMENT : Dr ATCHADE S. Pascal

DIRECTEUR CAP: Prof. Christophe AWANTO

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Réalisé par AHOLOUKPE Huguette Houèfa Irène

ii

NOM ET PRENOMS MATIERES ENSEIGNEES

AGBANGNAN Pascal Méthodologie de la recherche

AGBANNON Tiburce Gestion des entreprises /Gestion hospitalière AGOSSOU Gilles Législation et droit de travail

AHOYO Angèle Théodora

Microbiologie Médicale/ Hygiène hospitalière.

AKOWANOU Christian Physique

AKPOVI Casimir Physiologie cellulaire/Biochimie métabolique /Enzymologie

ALAMOU Eric Bio statistique

ALITONOU Guy Chimie organique ANAGO Eugénie Biochimie Clinique ATCHADE Pascal Parasitologie médicale BANKOLE Honore Bactériologie médicale DESSOUASSI Noel Biophysique des solutions

DOUGNON Victorien Déontologie médicale - Méthodologie de la recherche

FAH Lauris Histologie générale/Biochimie métabolique/

Immunohématologie FANOU Brice Contrôle qualité HOUNNON Hyppolite Mathématiques HOUNSOSSOU Hubert Anatomie médicale

KLOTOE Jean Robert Equipements biomédicaux/ Cytologie sanguine /

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Bio Sécurité au laboratoire KOUNASSO Gabriel Informatique médicale

LOKO Fréderic Biochimie analytique

LOZES Evelyne Immunologie générale/Immunopathologie SEGBO Julien Gaétan Biochimie structurale/Biologie moléculaire

SENOU Maximin Histologie spéciale/ Hémopathies TCHOBO Fidèle Paul Chimie générale

YADOULETON Anges Entomologie médicale YEHOUENOU Boniface Microbiologie générale

YOVO Kokou Paulin Toxicologie et Pharmacologie

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iv

Nous dédions ce mémoire à Dieu tout puissant qui nous garde

et nous soutient tous les jours qu’Il nous accorde .

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v

Qu’il nous soit permis ici de manifester notre profonde gratitude à l’endroit de certaines personnes:

 Au Docteur Pascal ATCHADE notre superviseur qui, malgré ses multiples occupations, a accepté diriger ce travail. Nous lui témoignons notre profonde gratitude;

 Au Docteur Abdou-Hakim GOUDA Médecin-Coordonnateur de la Zone Sanitaire Parakou-N’Dali, pour son attention et sa disponibilité. Qu’il reçoive nos sincères reconnaissances;

 A l’ingénieur des Travaux Lionnel AGBANGLA notre tuteur, pour avoir accepté nous suivre dans le cadre de ce travail, merci pour tout;

 A tout le personnel enseignant, pour les précieuses connaissances que vous nous avez transmises durant notre formation, infiniment merci ;

 A tout le personnel du Laboratoire du Centre de Santé de la Commune de Parakou à savoir Catoumi TAMOU-TABE, Mounirou TOSSOUNON et Baké SACCA, recevez mes sincères gratitudes pour l’ambiance de travail qui a toujours régné parmi nous, merci pour tout;

 A tous nos chers amis et camarades de la 1ère Promotion de Licence Professionnelle, nous vous souhaitons de toujours jouir de tous les fruits de vos efforts personnels, infiniment merci ;

 A mon cher époux, Maurice ZOUNGLA, pour tout son soutien et son attention. Qu’il reçoive nos sincères reconnaissances;

 A mes Chers enfants Gracia, Jennifer et Divine pour votre affection, je vous embrasse.

 A mes frères et sœurs pour votre amour et votre soutien, je vous dis merci.

 A tous ceux de près ou de loin ont contribué à la réalisation de ce travail

dont les noms n’ont pas été cités ici, je vous dis g Qu’il reçoive nos

sincères reconnaissances rand merci.

(7)

vi

 A son excellence Monsieur le Président du Jury,

Vous nous faites un grand honneur en acceptant de juger notre travail, malgré vos multiples occupations. Cher Président du Jury, par vos observations, nous espérons améliorer la qualité de ce travail.

Veuillez recevoir, Monsieur le Président, l’expression de nos sentiments respectueux et de notre profonde gratitude.

 Aux honorables membres du Jury,

Nous sommes sensible

à

l’honneur que vous nous faites en acceptant de siéger dans notre Jury de soutenance de rapport de stage de fin de formation pour apprécier la qualité de ce modeste travail par vos remarquables critiques et apports.

Veuillez trouver ici, l’expression de notre profonde gratitude et de nos

sincères considérations.

(8)

vii

NFS : Numération Formule Sanguine

GE-DP : Goutte Epaisse – Densité Parasitaire NGB : Numération des Globules Blancs P/µL : Parasites par microlitre de sang

pg : Picogramme

fl : fentolitre

µl : microlitre de sang

g/dl : gramme par décilitre

P1000/ P500 : Pipette de précision de 1000µL ou de 500µL CAME : : Centrale d’Achat des Médicaments Essentiels

P.m : Plasmodium malaria

P.o : Plasmodium ovale

P.v : Plasmodium vivax

P.f : Plasmodium falciparum VGM: : Volume Globulaire Moyen

TCMH : Teneur Corpusculaire Moyen en Hémoglobine

CCMH : Concentration Moyenne Corpusculaire en Hémoglobine

Hb : Taux d’hémoglobine

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viii

Figure 1 : Répartition mondiale du paludisme……….. 4 Figure 2 : Moustique anophèle se gorgeant….………. 7 Figure 3 : Différentes stades évolutive de Plasmodium falciparum dans le sang 9 Figure 4 : Différentes stades évolutive de Plasmodium ovale dans le sang…… 10 Figure 5 : Différentes stades évolutive de Plasmodium malaria dans le sang… 10 Figure 6 : Cycle Biologique de Plasmodium spp……… 11 Figure 7 : Goutte épaisse et frottis sanguin confectionnées sur une lame…………. 27 Figure 8 : Répartition des résultats des densités parasitaires réelles……… 31 Figure 9 : Fréquence de l’anémie chez les enfants……… 32

(10)

ix

Tableau I : Répartition des enfants en fonction de l’âge et du sexe ... 31

Tableau II : Répartition des densités parasitaires réelles en fonction des âges ... 32

Tableau III : Répartition des densités parasitaires réelle en fonction du sexe ... 32

Tableau IV : Répartition des taux d’hémoglobine en fonction de l’âge ... 33

Tableau V : Répartition des différents types d’anémies ... 34

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x INTRODUCTION

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAAPHIQUE 1.1 Définition et répartition géographique du paludisme 1.2 Généralités sur l’hémoglobine et l’anémie

DEUXIEME PARTIE : CADRE, MATERIELS ET METHODES 2.1 Cadre de travail

2.2 Présentation et organisation des services 2.3 Matériels

2.4 Méthodes

TROISIEME PARTIE : Résultats et commentaires 3.1 Résultats

3.2 Commentaires CONCLUSION

REFERENCES BIBLIOGHAPHIQUES TABLE DES MATIERES

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xi Le paludisme, véritable problème de santé publique au Bénin comme dans plusieurs pays de l’Afrique au sud du Sahara, représente la première cause de morbidité et de mortalité chez les enfants de moins de 15 ans. L’objectif de cette étude était de décrire le profil de l’hémoglobine chez les enfants de moins de 15ans atteints du paludisme au centre de Santé Communal de Parakou. Nous avions réalisé une étude transversale descriptive sur la période de Juillet à Novembre 2017 au laboratoire du Centre de Santé Communal. Un prélèvement sanguin sur EDTA a été effectué pour la réalisation d’une goutte épaisse et d’un hémogramme. Un total de 210 enfants de la tranche d’âge de 0 à 15 ans ont été retenus pour l’enquête. Nous retenons que les enfants sont fortement parasités avec des densités parasitaires allant jusqu’a 420.000P/µL. Les enfants âgés de moins de 5 ans sont les plus parasités avec une prédominance masculine P˃0,05. L’anémie hypochrome est prononcée chez 97,5 % des enfants. Une normocytose s’observe chez 55,4% des enfants avec des taux d’hémoglobine diminués jusqu’à 2,8 g/dl. On remarque au cours de cette étude que plus la densité parasitaire augmente plus le taux d’hémoglobine diminue.

Mots clés : Hémoglobine ; enfants moins de 15 ans ; paludisme

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xii Malaria, true public health problem in Benin, as in many countries of Africa South of the Sahara, is the first cause of morbidity and mortality among children less than 15 years old.

The objective of this study was to describe the profile of hemoglobin in children under 15 with years of malaria at the centre of health municipal of Parakou. We had carried a descriptive cross-sectional study over the period from July to November 2017 to the laboratory of the Centre of Communal health. A blood sample on EDTA was taken for the realization of a drop thick and a complete blood count. A total of 210 children of the age group of 0 to 15 years old were selected for the survey. We hold that children are highly noise with higher parasite densities up to 420.000P / µL. Children aged under 5 years old are the most parasitized with a slightly male P˃0, 05. Hypochromic anemia is pronounced in 97.5%. A normochromie has been observed to 55.4% of the children, with the hemoglobin decreased to 2.8 g/dl. During this study the parasite density increase hemoglobin decreases.

Key words: hemoglobin; child less than 15 years; malaria

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AHOLOUKPE Huguette Houèfa Irène

1 Dans de nombreux pays en voie de développement, les populations sont encore sous le poids de nombreuses maladies transmissibles. Parmi celles-ci, et en dépit des efforts de prévention déployés à l’échelle internationale et pays, le paludisme demeure toujours l’une des maladies les plus redoutées et probablement la parasitose la plus mortelle [1]. Au niveau mondial, le nombre de cas de paludisme est estime a 212 millions en 2015 avec 429 000 décès enregistrés [2, 3]. La région Africaine compte à elle seule quatre vingt dix pour cent (90

%) des cas enregistrés avec un taux de décès estimé à (92 %). La quasi-totalité des décès (99

%) est du au paludisme a P. falciparum. Le taux d’infection est plus élevé chez les enfants de 0 à 15 ans [4].

Au Bénin comme dans la majorité des pays du sud Sahara, le paludisme demeure la première cause de morbidité et de mortalité dans les groupes vulnérables, à savoir les enfants de moins de 15 ans et les femmes enceintes [5].

La littérature médicale souligne que le paludisme grave pourrait être l’une des causes de l’anémie[5]. En effet, malgré les nombreux travaux récents fondamentaux et expérimentaux, la physiopathologie du paludisme n’est pas encore parfaitement élucidée [6].

Néanmoins, les mécanismes des manifestations pathologiques du paludisme sont nombreux et complexes. Ils impliquent entre autres des perturbations humorales notamment immunologiques et des altérations érythrocytaires [7]. Ces dernières sont responsables de la destruction massive des hématies parasités ou non [8]. Ce phénomène induit en plus d’autres complications liées à l’anorexie l’installation de l’anémie chez l’enfant.

En Afrique, entre 31% et 90% des enfants souffrent d’anémie dans les régions de paludisme endémique [9]. Au Bénin selon les statistiques de 2015 l’anémie occupe la deuxième place des causes d’hospitalisation [10]. Tous ces cas d’anémies n’ont pas toujours les mêmes causes. Alors il revient de voir l’influence de la densité parasitaire sur la survenue de l’anémie chez les enfants de moins de 15 ans. C’est dans cet optique que ce travail intitulé : profil de l’hémoglobine chez les enfants de moins de 15 ans atteints du paludisme au centre de sante communal de Parakou en 2017 est initié.

Ce travail a pour but d’étudier la variation de taux d’hémoglobine en fonction de la parasitémie chez les enfants paludéens de moins de 15 ans.

(15)

2 Spécifiquement, il s’agira de:

 Calculer les densités parasitaires chez les enfants;

 Déterminer la prévalence de l’anémie et les types d’anémie rencontrer chez les enfants ;

 Etablir une relation entre la densité parasitaire et la survenue de l’anémie.

(16)

3

PREMIERE PARTIE

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

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4 1.1- Rappel sur le paludisme

1.1-1. Définition et répartition géographique du paludisme 1.1-1.1. Définition

Le paludisme (malaria en anglais) est une parasitose due a des hématozoaires du genre Plasmodium, transmise par des moustiques du genre Anophèles. Cette maladie, surtout importante pour les populations vivant en zone d’endémie (figure 1).

1.1-1.2. Répartition géographique

Le paludisme est une affection cosmopolite, Cependant, c'est une endémie majeure dans les zones tropicales chaudes et humides de l'Afrique, d'Amérique et d'Asie [4]. La figure 1, représente la cartographie de la distribution globale du paludisme dans le monde en 2006 selon l'OMS.

Figure 1 : Répartition mondiale du paludisme Source : [4]

1.1-2. Faciès épidémiologiques du paludisme

Le paludisme est dû à des parasites du genre Plasmodium transmis à l’homme par des piqûres de moustiques Anophèles femelles infectés, appelés «vecteurs du paludisme». Il est une maladie potentiellement mortelle. Le paludisme est une maladie évitable, se guérit et les efforts supplémentaires déployés permettent de réduire considérablement la charge de la maladie à de nombreux endroits.

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5 Selon l’OMS en 2015, la transmission du paludisme se poursuivait dans 91 pays. Entre 2010 et 2015, l’incidence du paludisme (le nombre de nouveaux cas parmi les populations exposées) a baissé de 21% au niveau mondial tandis que le taux de mortalité a reculé de 29%

toutes tranches d’âge confondues et de 35% chez les enfants de moins de 5 ans [3]. La Région OMS de l'Afrique supporte une part disproportionnée de la charge mondiale du paludisme. En 2015, 90% des cas de paludisme et 92% des décès dus à cette maladie sont survenus dans cette région.

Le paludisme est une affection fébrile aiguë. Chez un sujet non immunisé, les symptômes apparaissent généralement au bout de 10 à 15 jours après la piqûre de moustique infectante.

Les premiers symptômes sont : la fièvre, les maux de tête et des frissons. Ces symptômes peuvent être modérés et difficiles à attribuer au paludisme en début de maladie. S’il n’est pas traité dans les 24 heures, le paludisme à Plasmodium falciparum peut évoluer vers une affection sévère souvent mortelle. Les enfants fortement atteints développent fréquemment un ou plusieurs des symptômes suivants: anémie sévère, détresse respiratoire consécutive à une acidose métabolique ou paludisme cérébral. Chez l’adulte, on observe aussi fréquemment une atteinte multi-organique. Dans les zones d’endémie, les personnes peuvent parfois être partiellement immunisées, et il peut y avoir des infections asymptomatiques. En 2015, près de la moitié de la population mondiale était exposé au risque de contracter le paludisme. La plupart des cas de paludisme et des décès dus à cette maladie surviennent en Afrique subsaharienne. Toutefois, l’Asie du Sud-est, l’Amérique latine et le Moyen-Orient sont également affectés. En 2015, 91 pays étaient confrontés à une transmission continue du paludisme [11].

Certains groupes de la population courent un risque beaucoup plus élevé que d’autres de contracter le paludisme et d’être gravement atteints: les nourrissons, les enfants de moins de 5 ans, les femmes enceintes, les personnes porteuses du VIH ou atteintes du sida, les migrants non immunisés, les populations itinérantes et les voyageurs. Les programmes nationaux de lutte contre le paludisme doivent prendre des mesures particulières pour protéger ces groupes du paludisme, en tenant compte de leur situation.

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6 1.1-3. Les vecteurs et lutte contre le paludisme

1.1-3.1. Les vecteurs de la transmission du paludisme

Dans la plupart des cas, le paludisme est transmis par les piqûres de l’Anophèle femelles (figure 2). Il existe plus de 400 espèces de moustiques différentes dont une trentaine sont des vecteurs très importants du paludisme. Toutes les espèces importantes vectrices du paludisme piquent entre le crépuscule et l’aube. L’intensité de la transmission dépend de facteurs liés au parasite, au vecteur, à l’hôte humain et à l’environnement. Les Anophèles pondent leurs œufs dans l’eau. Ces œufs éclosent en larves puis deviennent des moustiques adultes. Les moustiques femelles recherchent un repas sanguin pour nourrir leurs œufs.

Chaque espèce a ses préférences; certaines par exemple préfèrent l’eau douce de faible profondeur comme celle des flaques et celle présente dans les empreintes laissées par les sabots d’animaux, que l’on trouve en abondance pendant la saison des pluies dans les pays tropicaux. La transmission est plus intense aux endroits où les espèces de moustiques ont une durée de vie relativement longue (ce qui permet au parasite d’achever son cycle de développement à l’intérieur du moustique) et piquent plutôt les êtres humains que les animaux. La longue durée de vie et la forte préférence pour l’homme des espèces africaines de vecteurs expliquent que près de 90% des cas de paludisme surviennent en Afrique. La transmission dépend aussi des conditions climatiques qui peuvent influer sur l’abondance et la survie des moustiques, telles que le régime des précipitations, la température et l’humidité. À beaucoup d’endroits, la transmission est saisonnière avec un pic pendant ou juste après la saison des pluies. Des épidémies de paludisme peuvent survenir lorsque le climat et d’autres conditions favorisent soudainement la transmission dans des régions où les populations sont peu ou ne sont pas immunisées. Elles peuvent aussi survenir lorsque des personnes faiblement immunisées se déplacent vers des régions de transmission intense, par exemple pour trouver du travail ou en tant que réfugiés.

L’immunité humaine est un autre facteur important, en particulier chez les adultes dans les zones de transmission modérée. Une immunité se développe après des années d’exposition et, bien qu’elle ne confère jamais une protection totale, elle réduit le risque que l’infection palustre cause des troubles sévères. C’est la raison pour laquelle la plupart des décès par paludisme en Afrique surviennent chez de jeunes enfants, tandis que, dans les zones de faible transmission et où la population est peu immunisée, tous les groupes d’âge sont exposés.

(20)

7 Figure 2 : Moustique anophèle se gorgeant

Source : [11]

1.1-3.2. Lutte et prévention contre le paludisme

La lutte anti vectorielle est le principal moyen de prévenir et de réduire la transmission du paludisme. Si la couverture par les interventions de lutte anti vectorielle est suffisamment élevée dans une région donnée, l’ensemble de la communauté sera protégée. L’OMS recommande d’assurer une lutte anti vectorielle efficace pour protéger toutes les populations exposées au risque de contracter le paludisme. Deux formes de lutte anti vectorielle sont efficaces dans beaucoup de situations: les moustiquaires imprégnées d’insecticide et la pulvérisation d’insecticides à effet rémanent à l’intérieur des habitations.

1.1-3.2.1. Moustiquaires imprégnées d’insecticides (MII)

Les moustiquaires à imprégnation durable (MID) sont les moustiquaires de choix pour les programmes de santé publique. L’OMS recommande de distribuer des MID à toutes les populations à risque. Le moyen le plus efficace et le moins coûteux d’y parvenir est de fournir des MID gratuitement, afin que tout le monde y ait accès dans les mêmes conditions. Il faut, parallèlement, mettre en place des stratégies de communication efficaces de façon à ce que chaque personne exposée au risque de contracter le paludisme dorme toutes les nuits sous une telle moustiquaire.

1.1-3.2.2. Pulvérisation d’insecticides à l’intérieur des habitations

La pulvérisation d’insecticides à effet rémanent à l’intérieur des habitations est un moyen très efficace de réduire rapidement la transmission du paludisme. Pour obtenir un résultat optimal, il faut pulvériser des insecticides dans 80% au moins des habitations dans les zones ciblées.

(21)

8 Cette pulvérisation est efficace pendant 3 à 6 mois en fonction de la formulation de l’insecticide utilisé et du type de surface pulvérisée. À certains endroits, il faut pulvériser plusieurs fois les mêmes habitations pour protéger la population pendant toute la saison de transmission du paludisme.

1.1-3.2.3. Antipaludiques

La maladie peut également être prévenue au moyen d’antipaludiques. Les voyageurs peuvent se protéger au moyen d’une chimioprophylaxie qui supprime le stade sanguin de l’infection palustre, ce qui évite que la maladie ne se déclare. L’OMS recommande en outre le traitement préventif intermittent par la sulfadoxine-pyriméthamine pour les femmes enceintes vivant dans des zones où la transmission est modérée à forte, à chaque visite prénatale programmée après le premier trimestre. De même, pour les nourrissons vivant dans des zones de forte transmission d’Afrique, 3 doses de sulfadoxine-pyriméthamine en traitement préventif intermittent sont recommandées en même temps que les vaccinations systématiques.

En 2012, l’OMS a recommandé la chimioprévention saisonnière du paludisme comme stratégie complémentaire de prévention antipaludique pour le Sahel, sous-région de l'Afrique.

Cette stratégie prévoit l’administration d’un traitement d’un mois d’amodiaquine et de sulfadoxine-pyriméthamine à tous les enfants de moins de 5 ans pendant la saison de forte transmission.

1.1-3.2.4. Vaccins contre le paludisme

Le RTS également appelé MosquirixTM, est un vaccin injectable conférant au jeune enfant une protection partielle contre le paludisme. Ce produit est en cours d’évaluation en Afrique subsaharienne, en tant qu’outil complémentaire de la lutte susceptible d’être ajouté (et pas de remplacer) l’ensemble de base des mesures de prévention, de diagnostic et de traitement recommandées par l’OMS. En juillet 2015, l’Agence européenne des Médicaments, autorité rigoureuse de réglementation pharmaceutique, a donné un avis favorable pour ce vaccin. En octobre 2015, 2 groupes consultatifs de l’OMS ont recommandé la mise en œuvre de projets pilote du vaccin RTS, S/ASO1 dans un nombre limité de pays africains. L’OMS a adopté cette recommandation et soutient sans réserve la nécessité de mettre en œuvre ces programmes pilotes, vers l'avènement du premier vaccin antipaludique dans le monde. En novembre 2016, l’OMS a annoncé que le vaccin RTS,S sera déployé dans le cadre de projets pilotes dans 3 pays d’Afrique subsaharienne. Le financement de la phase initiale du programme est désormais assuré et les vaccinations doivent commencer en 2018.

(22)

9 Ces projets pilotes pourraient ouvrir la voie à un déploiement plus large du vaccin si son innocuité et son efficacité sont jugées acceptables [3].

1.1-4. Les agents pathogènes du paludisme

Il existe plusieurs espèces de plasmodium mais seulement cinq représentent un danger pour l’homme notamment :

1.1-4.1. Plasmodium falciparum

Elle est l’espèce qui cause une forme maligne du paludisme, ou « fièvre tierce maligne » car ayant une périodicité des recrudescences fébriles tous les deux jours). Les différents stades de son évolution sont présentés dans la figure 3.

Figure 3 : Différentes stades évolutive de Plasmodium falciparum dans le sang

Source : [12]

1.1-4.2. Plasmodium vivax

Plasmodium vivax cause une forme bénigne du paludisme ou « fièvre tierce » car ayant une périodicité des recrudescences fébriles tous les deux jours).

1.1-4.3. Plasmodium ovale

Plasmodium ovale est plus rarement rencontré dans certaines zones de l'Afrique intertropicale. Il cause une forme bénigne du paludisme ou « fièvre tierce » car ayant une périodicité des recrudescences fébriles tous les deux jours. Les différents stades de son évolution sont présentés dans la figure 4

(23)

10 Figure 4 : Différentes stades évolutive de Plasmodium ovale dans le sang

Source : [12]

1.1-4.4. Plasmodium malaria

Elle est l’espèce qui est la cause du paludisme bénin ou « fièvre quarte » car ayant une périodicité des recrudescences fébriles tous les trois jours). Les différents stades de son évolution sont présentés dans la figure 5

Figure 5 : Différentes stades évolutive de Plasmodium malaria dans le sang

Source : [12]

1.1-4.5. Plasmodium knowlesi

Elle est proche génétiquement de Plasmodium vivax, et, macroscopiquement, de Plasmodium malariae. Il a été découvert récemment chez l'Homme en Malaisie (mais était connu antérieurement chez le singe).

1.1-5. Le cycle parasitaire du plasmodium

C'est un cycle qui comporte trois étapes dont deux chez l'Homme et une chez l'Anophèle femelle (figure 6).

(24)

11 1.1-5.1. Chez l'Homme

On note ici deux stades :

Le stade tissulaire ou schizogonie hépatique ou cycle exo-érythrocytaire : ici le moustique va injecter les sporozoïtes contenus dans ses glandes salivaires dans le système circulatoire de l'Homme. Ceux-ci vont se développer dans le foie jusqu'au stade mérozoïtes.

Le stade sanguin ou Schizogonie érythrocytaire : Les mérozoïtes libérés par hépatolyse vont infecter les hématies, se transformant alors en trophozoïtes lesquels se multiplieront dans les globules rouges (GR) en passant par plusieurs stades (Schizontes, rosaces) jusqu'à éclatement de ces derniers. C'est d'ailleurs l'éclatement synchrone des hématies bourrées (Rosaces) qui explique l'aspect fébrile et les frissons à ce stade. Après plusieurs cycles, il y a formation des gamétocytes (formes sexuées qui infesteront le moustique).

1.1-5.2. Chez l'Anophèle femelle (Cycle sporogonique)

En prenant son repas sanguin chez l'Homme infesté par les gamétocytes mâle et femelle, l'anophèle ingère avec ses GR et les autres formes parasitaires, les formes infestantes de Plasmodium spp. Seuls ces derniers poursuivront leur développement dans l'intestin de celui-ci jusqu'au stade sporozoïte infestant pour l'Homme en 18 jours.

Figure 6 : Cycle Biologique de Plasmodium spp Source : [13]

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12 1.1-6. Mode de transmission

Les modes de transmissions sont généralement cités:

- Par transfusion du sang d'un donneur infesté à un receveur sain. Les manifestations cliniques ici surviennent assez rapidement car la phase hépatique est shuntée !

- La transmission verticale par voie trans-placentaire d'une mère impaludée vers son enfant.

On parlera dans ce cas de paludisme congénital.

- Les autres formes notamment par accident d'exposition au sang (AES) ainsi que chez les toxicomanes sont exceptionnelles [3].

1.1-7. Taux de mortalité dû au paludisme chez les enfants

Selon les dernières estimations de l’OMS, publiées en décembre 2016, on a compté en 2015, 212 millions de cas de paludisme et 429 000 décès. On estime que 6,8 millions de décès dus au paludisme ont été évités dans le monde depuis 2001. Entre 2010 et 2015, le taux de mortalité chez les enfants de moins de 5 ans a baissé de 29% au niveau mondial. Toutefois, le paludisme demeure toujours un facteur majeur de mortalité chez les enfants de moins de cinq ans et un enfant en meurt toutes les deux (2) minutes [3, 2].

1.1-8. Les méthodes de diagnostic biologiques du paludisme

Les arguments indirects basé sur les variables cliniques (fièvre...) et biologiques (anémie, hyperleucocytose, thrombopénie, hypoglycémie ...), n'ont qu'une valeur orientative même si dans certains cas (enfants < 5ans et cas graves en région de forte endémicité), on doit s'y fier. Le diagnostic du paludisme commence d'abord et avant tout par une symptomatologie clinique fortement évocatrice qui conduit vers la recherche de l'agent causal qui est le Plasmodium.

Cinq méthodes ou techniques sont aujourd'hui utilisées dans le domaine de la recherche ou en diagnostic de routine pour la détection des différentes espèces de Plasmodium dans le sang.

1.1-8.1. La Méthode microscopique classique (la goute épaisse et le frottis sanguin) Sur ces techniques seules, repose actuellement le diagnostic de certitude. C'est la méthode de référence selon l'OMS.

(26)

13 Elle implique la réalisation de 2 techniques complémentaires dans l'idéal à savoir la Goutte épaisse (GE) et le Frottis sanguin mince (FSM). Dans les deux cas, une goutte de sang est étalée sur une lame (goutte plus fine pour le FSM). Les étalements sont colorés ensuite selon des méthodes codifiées et validées et après séchage, ils sont examinés au microscope à fort grossissement. Différentes espèces de Plasmodium peuvent ainsi être identifiées et quantifiés à différents stades de leur développement (trophozoïtes, schizontes, gamétocytes) par un microscopiste formé (OMS, 1994). Le frottis est indispensable pour le diagnostic d'espèce avec répercussion sur le traitement adéquat.

1.1-8.2. Les techniques immunochromatographiques ou Tests de Diagnostic Rapides (TDR)

Elles sont basées sur la détection des antigènes (Ag) spécifiques de Plasmodium spp dans le sang à partir des anticorps (Ac) monoclonaux spécifiques d'une ou plusieurs espèces de Plasmodium. Trois protéines spécifiques de certaines formes parasitaires de plasmodium appelées Ag pour la circonstance sont détectées par les TDR avec en général apparition de deux bandes rouges (P. falciparum seul) ou trois bandes rouges (P. falciparum et autres Plasmodiums) selon les tests, témoignant ainsi de la présence d'une ou de plusieurs espèces de plasmodium dans le sang à tester. Ces tests ont l'avantage d'être simple d'usage, permettent de rendre les résultats dans un délai relativement court (moins de 20 minutes), permettent une meilleure standardisation des résultats. Leur sensibilité varie selon fabricants et les études mais certains ont une sensibilité et une spécificité que l'OMS (2006) juge acceptables (>

95%). Mais ils ne sont pas quantitatifs et ont des caractéristiques liées aux types d'Ag ciblés dont on devrait tenir compte au moment du choix du type de TDR.

1.1-8.3. Les techniques utilisant la microscopie à fluorescence

Les exemples les plus connus sont le QBC® (Quantity Buffy Coat) et plus récemment le Cyscope®. Le QBC® fonctionne sur le principe suivant : Le sang est prélevé dans un tube micro-hématocrite contenant un fluorochrome (acridine orange) et un flotteur. L'acridine se fixe alors sur l'ADN des différents Plasmodiums. Après une centrifugation à grande vitesse, ce flotteur qui se trouve dans la zone de densité correspondant à celle des hématies parasitées ne laisse qu'un film d'hématies entre lui-même et la paroi du tube, ce qui permet d'examiner cette zone à l'aide d'un dispositif adapté comme le microscope à fluorescence.

(27)

14 Sa sensibilité est bonne ; elle permet de poser le diagnostic d'espèce. Mais il nécessite un appareillage (microscopes et réactifs) coûteux et demande un certain entrainement du technicien.

1.1-8.4. Les technique de biologie moléculaire / Polymerise Chain Reaction (PCR) Elle consiste à amplifier l'ADN du Plasmodium spp à partir d'un échantillon de sang prélevé afin de le rendre détectable. Ce sont donc des méthodes très sensibles et très spécifiques mais leur mise en place est limitée par leur coût élevé et la nécessité des compétences particulières des techniciens (Snounou et al, 1993).

1.1-8.5. Les Méthodes sérologiques

Elles consistent à rechercher les anticorps spécifiques des espèces plasmodiales par différentes techniques telles que l'ELISA, l'Immunofluorescence Indirecte (IFI) etc. Elles peuvent avoir un intérêt épidémiologique dans les régions où le paludisme est sporadique mais ne sont pas d'usage dans les régions d'endémicité où la plupart des habitants sont relativement immunisés.

1.2- Généralités sur l’hémoglobine et l’anémie 1.2-1. Hémoglobine

L’hémoglobine est une protéine complexe dans les globules rouges et qui contient une molécule de fer. Elle confère au sang sa couleur rouge. Sa fonction principale est le transport des gaz respiratoires. La molécule de fer de l’hémoglobine permet de maintenir la forme normale des globules rouges [14]

1.2-1.1. Structure de l’hémoglobine

Il s’agit d’un hétéro tétramère constitué de quatre molécule d’hème et de quatre chaîne de globine, format ainsi quatre unités, identique deux à deux.

L’hème résulte de l’association d’une partie organique, la porphyrine, et d’un atome de fer divalent. Cet atome de fer est Unimétal hexacoordinable. Il est lié par quatre liaisons au noyau porphyrine, par une liaison une à la chaîne de globine et la dernière liaison permet le transport d’une molécule d’oxygène. Lors de la fixation de l’oxygène, l’atome de fer subit des réarrangements électroniques permettant son introduction dans la couronne de l’hème.

(28)

15 La globine constitue la partie protéique de l’hémoglobine. C’est un ensemble de quatre chaînes polypeptidiques, identique deux à deux.

Selon les périodes de la vie, plusieurs types de chaînes se distinguent : chez l’adulte, les hémoglobines physiologiques se composent de quatre types chaînes polypeptidiques (alpha, bêta, gamme et delta) se différenciant par leur séquence en acide aminés. Ainsi, l’hémoglobine adulte (hémoglobine A) est constituée de deux chaîne alpha et deux chaînes bêta (α2β2). L’hémoglobine A2réulte de l’union de deux chaînes alpha et de deux chaînes delta (α2δ2). Quant à l’hémoglobine fœtale (hémoglobine), elle est formée de deux chaînes alpha et de deux chaînes gamme (α2&2).

1.2-1.2. Fonction de l’hémoglobine

La principale fonction d’hémoglobine est la fonction respiratoire. L’hémoglobine assure donc la fixation de l’oxygène au niveau des poumons puis sa libération au niveau des tissus. Au cours de la fixation ou de la libération de l’oxygène, les sous unités α et β se déplacent les unions par rapport aux autres avec dilatation de la molécule à l’état désoxygéné et contrat à l’état oxygéné ce qui fait compare la molécule d’hémoglobine à un poumon à l’échelle moléculaire. Elle assure également le transport du dioxyde de carbone des tissus aux poumons, ce gaz se combine aux groupements de la globine pour former la carbaminohémoglobine.

1.2-1.3. Dosage du taux d’hémoglobine Principe

Le sang est diluée dans le réactif de Drabkin, qui hémolyse les hématies et libère l’hémoglobine. Sous l’action successive du ferricyanure de potassium et du cyanure de potassium, l’hémoglobine est transformée en méthémoglobine puis en cynméthémoglobine, pigment stable dont la densité optique lue à 540nm est proportionnelle à la concentration de l’hémoglobine dans l’échantillon de sang.

1.2-2. Anémie

L’anémie est une baisse absolue de la masse d’hémoglobine totale circulante.

L’hémoglobine est une protéine qui existe à l’intérieur des globules rouges, elle transporte l’oxygène des poumons vers les organes profonds et tissus. L’anémie est mesurée par le taux d’hémoglobine et la numération des globules rouges.

Selon l’O.M.S l’anémie correspond à un taux d’hémoglobine inférieur à : - 13 g / dl chez l’homme adulte.

- 12 g / dl chez la femme adulte.

(29)

16 - 11 g / dl chez la femme enceinte.

- 12 g / dl chez les enfants de 6- 14 ans.

- 11 g / dl chez les enfants de 6 mois -5 ans.

- 14 g / dl chez le nouveau –né [15].

Ces valeurs sont considérées dans les conditions d’un volume sanguin normal. En effet il faut éliminer :

- une fausse anémie caractérisée par une hémodilution (c’est une augmentation du volume plasmatique).

- une anémie masquée qui se traduit par une hémoconcentration (en général est consécutive à une déshydratation).

1.2-2.1. Signes cliniques de l’anémie

La diminution de la capacité du sang à transporter l’oxygène jusqu’aux tissus entraîne une hypoxie tissulaire et la mise en jeu, par l’organisme, de mécanismes d’adaptation.

Ainsi l’hypoxie tissulaire est responsable de l’asthénie, de céphalées, de vertiges, de bourdonnements d’oreille, dyspnée d’effort, de pâleur cutanéo-muqueuse et de troubles liés à une insuffisance cérébrale, à une ischémie myocardique ou à une insuffisance cardiaque chez le sujet âgé.

Les mécanismes d’adaptation sont responsables de polypnée superficielle, de tachycardie, d’hypotension et de souffle systolique fonctionnel.

La symptomatologie dépend en fait de l’intensité de l’anémie, de sa rapidité d’installation, de l’âge du patient et de son état cardiovasculaire [16].

1.2-2.2. Classification de l’anémie

Les anémies peuvent être classées selon le mécanisme de l’anémie :

 Les anémies centrales :

Elles sont dues à un défaut de production médullaire initiale et sont arégénératives.

Elles peuvent être observées en cas d’anomalie de structure de la moelle hématopoϊétique, stimulation hormonale diminuée (EPO), anémie par carence martiale (ferriprive) : malabsorption du fer, et la production d’inhibiteurs de l’érythropoϊèse, comme dans les inflammations sont responsables des anémies centrales.

 Les anémies périphériques

Elles surviennent par perte périphérique excessive et sont régénératives.

Les causes des anémies périphériques sont :

 les hémorragies abondantes

(30)

17

 l’hémolyse : l’hémolyse est un phénomène irréversible conduisant à la destruction des globules rouges et la libération de leur contenu dans la circulation générale.

 les causes extra-corpusculaires

 malnutrition, saignements occultes (digestifs accrue), menstruations abondantes. La carence en vitamines ou folates

Il ya les causes immunologiques (les maladies auto-immunes : la maladie hémolytique du nouveau-né), parasitaires (paludisme, ankylostome, leishmanie etc.), médicamenteuses et toxiques, et la splénomégalie.

 les causes corpusculaires : sont dues à des anomalies liées aux globules rouges:

anomalies de l’hémoglobine (la drépanocytose, thalassémie), de déficit en G6PD et anomalies de la membrane (ovalocytose).

Les anémies peuvent être classées également selon leurs caractéristiques sur la numération globulaire :

 les anémies microcytaires hypochromes : ce sont des anémies au cours des quelles le V.G.M < 80fl et T.C.M.H<27pg /cellule ou

C.C.M.H <32g/dl

 les anémies normocytaires normochromes : elles sont caractérisées par un V.G.M normal, T.C.M.H et C.C.M.H normales.

 Anémies macrocytaires normochromes : elles sont caractérisées par une augmentation du V.G.M, C.C.M.H et T.C.M.H normales [17].

1.4-1 Physiopathologie de l’anémie palustre

La physiopathologie de l’anémie est multifactorielle, impliquant à la fois :

- une destruction massive des globules rouges non compensée par la production médullaire.

Ce phénomène entraîne une augmentation du nombre des réticulocytes, témoignant l’effort médullaire qui tend à compenser l’excès de pertes; et on parle d’anémie périphérique et elle est régénérative.

- une diminution d’activité de l’érythropoïèse due à un défaut de production de la moelle osseuse ou une anomalie de la lignée érythroblastique. Dans ce cas les réticulocytes sont diminués en nombre et on parle d’anémie centrale et elle est arrégénérative [17].

(31)

18 1.4-1.1. Les Mécanismes de l’anémie palustre

Normalement, les globules rouges circulant sont maintenus en équilibre entre la production des globules rouges par la moelle osseuse et leur éventuelle destruction dans le système réticulo-endothélial. Quotidiennement 1% de ces globules rouges sont détruits et remplacés par un nombre approprié de réticulocytes. L’anémie survient lorsque la production des réticulocytes est défectueuse au niveau de la moelle osseuse ou une perte massive des globules rouges par hémolyse.

Ainsi, l’anémie est en relation avec la destruction des globules rouges parasités par les plasmodies et l’opsonisation d’hématies normales et par

la présence d’éventuels auto-anticorps anti-érythrocytaires. Le développement intracellulaire du plasmodium modifie le métabolisme et les propriétés de la membrane érythrocytaire, entraînant ainsi la lyse des hématies au cours de l’accès palustre.

De plus les globules rouges parasités présentent à leur surface des antigènes d’origine parasitaires permettant l’action des anticorps spécifiques.

L’intensité de l’anémie au cours du paludisme varie selon l’espèce plasmodiale en cause [18]:

 elle est forte avec Plasmodium falciparum qui infecte toutes les hématies ;

 modérée avec P. ovale et P. vivax qui infectent les hématies jeunes ;

 mineure avec P. malariae qui infecte les hématies matures.

Les principaux mécanismes impliqués dans la physiopathologie de l’anémie palustre à Plasmodium falciparum sont multiples et diverses :

 l’hémolyse ;

 l’hypersplénisme ;

 l’altération de la pompe Na+ ;

 la fièvre bilieuse hémoglobinurique ;

 la dysérythropoϊèse ;

 l’action de certains médicaments antipaludiques ;

 L’hémolyse ou destruction globulaire est la principale cause de l’anémie au cours du paludisme. L’hémolyse s’effectue :

- par la rupture globulaire lors de la schizogonie (hémolyse intravasculaire) - et la phagocytose des hématies dans la rate (hémolyse extra - vasculaire).

 L’ hypersplénisme : la rate détruit à la fois les globules rouges parasités et les globules rouges non parasités. L’anémie est même due à la destruction massive des hématies non parasitées.

(32)

19 C’est ce qu’on appelle hémolyse innocente. Lors d’une infection palustre la taille de la rate est augmentée, elle peut ainsi éliminer les globules rouges par l’intermédiaire d’une reconnaissance des résidus galactosiques qui sont exprimés à leur surface à la suite d’une perte d’acide sialique.

 L’altération de la pompe Na+ (sodium) des globules rouges parasités entraîne l’augmentation de leur phagocytose par le système immunitaire.

 La fièvre bilieuse hémoglobinurique est un accident immuno-allergique lié à la sensibilisation des globules rouges par la prise des antipaludiques de la classe des amino- alcools : la quinine ou les molécules de structure chimique apparentée (méfloquine, halofantrine). Ainsi il en résulte d’abord une destruction des globules rouges suivie d’une anémie, une hémoglobinurie, et ensuite apparaît une insuffisance rénale. Il s’agit d’une urgence médicale engageant le pronostic vital.

 Dysérythropoïèse : l’augmentation du taux de cytokines inflammatoires au sein de l’organisme (TNF-α, INF-γ, IL-10, MIF) entraîne des effets négatifs au niveau de la moelle osseuse. Ce phénomène induit ainsi une hyperplasie cellulaire et une dysérythropoïèse, ce qui conduit à l’anémie.

Durant l’infection palustre, l’effet suppresseur de ces cytokines sur la moelle osseuse se manifeste par l’intermédiaire des macrophages se trouvant au niveau de la moelle osseuse.

Ainsi ces macrophages sont capables, via les médiateurs solubles, d’inhiber l’activité de l’érythropoïétine sur les cellules pro génitrices des érythrocytes [19].

Un type de cytokine appelé MIF (Macrophage Migration Inhibitory Factor), joue un rôle intrinsèque dans le développement des complications anémiques et la suppression de la moelle osseuse durant l’infection palustre ainsi :

- MIF empêche l’érythropoïétine d’agir au niveau de la moelle osseuse.

- MIF peut agir en synergie avec TNF-α et INF-γ qui sont connus comme antagonistes de l’hématopoïèse.

- MIF inhibe la différenciation des érythroblastes et la production de l’hémoglobine [20].

L’Il-10 est impliquée dans l’échappement du plasmodium au système immunitaire et elle exacerbe la densité parasitaire en inhibant la réponse immune antiparasitaire [21].

 Action des médicaments antipaludiques :

L’utilisation des antipaludiques de la famille des amino-8-quinoleines

(primaquine et tafénoquine) et des sulfamides ou sulfones chez les déficitaires en Glucose-6- Phosphate déshydrogénase (G6PD) peut entraîner une hémolyse [22].

(33)

20

DEUXIEME PARTIE

Cadre, Matériel et Méthodes

(34)

21 2.1- Cadre de travail

2.1-1. Cadre institutionnel

Notre formation s’est déroulé au Centre Autonome de Perfectionnement (CAP), Département de Génie de Biologie Humaine plus précisément l’Ecole Polytechnique de Abomey Calavi ou nous avons eu a suivre notre formation pendant 4 ans.

2.1-2. Cadre technique

Notre étude s’est déroulée dans le centre de santé de la commune (CS Com) de Parakou.

2.1-2.1. Présentation du CS Com et organisation des services 2.1-1.1.1. Situation géographique

Le CS Com de Parakou est situé dans le 2^ème arrondissement de la ville de Parakou au quartier Ladji Farani en face de la bibliothèque départementale. A sa gauche se trouve l’Africaine des Assurance à droite on trouve la centrale d’achat des médicaments essentiels (CAME), au nord se trouve le commissariat central de Police. Il se situe sur la voie pavé e allant à l’Institut Français vers le CAS.

2.1-1.1.2. Organigramme du CS Com

Le centre de santé communal comprend plusieurs unités techniques à savoir :

 Le dispensaire

 Le service de vaccination

 La maternité

 La pharmacie

 Le centre de dépistage de la tuberculose (CDT)

 Le service d’hygiène et assainissement

 La comptabilité et gestion

 L’administration et

 Le laboratoire d’analyses médicales service dans lequel nous avons effectué nos recherches.

2.1-2.2. Description du laboratoire

Le laboratoire se trouve dans le bâtiment à droite en entrant dans le cantre plus précisément dans le deuxième couloir, à la troisième porte. Il est constitué d’une seule pièce qui contient en même temps le bureau.

(35)

22 A l’intérieur de la salle se trouve une grande paillasse où se font les examens hématologiques, biochimiques, parasitologiques et sérologiques

Le personnel du laboratoire constitué de 3 techniciens et d’un aide soignant qui assurent les tâches quotidiennes du service.

2.1-2.2.1. Equipement du laboratoire

Le laboratoire cotient les appareils et équipements suivants :

 Une centrifugeuse à tube

 Une centrifugeuse à hématocrite

 Un réfrigérateur

 Un bain marie

 Un agitateur rotatif électrique

 Un chariot

 Une bouteille de gaz

 Un distillateur d’eau

 Trois microscopes

 Deux cellules de Malassez

 Un spectrophomètre

 Un automate hématologique de marque RAYTO. Ce dernier nous à permis d’avoir plus aisément les résultats hématologiques des enfants.

2.1-2.2.2. Les examens réalisés dans le laboratoire

Dans chacune des sections du laboratoire, les examens suivants sont réalisés.

Section hématologique

 Test d’Emmel

 Numération Formule Sanguine

 Vitesse de sédimentation Section parasitologique

 GE-DP Goutte Epaisse et Densité Parasitaire

 AKOP Amibe Kyste Œuf et Parasite

 Recherche d’œuf de schistosome

(36)

23 Section sérologique

 Sérodiagnostic de Widal (SDW)

 Antistreptolysine O (ASLO)

 Test HIV

 Test des hépatites B et C

 Treponema Pallidum Hemagglutination Assay (TPHA)

 Rapid Plasma reagin (RPR)

 Protein C Reactive (CRP) Section biochimique

 Glycémie

 Urémie

 Créatinémie

 Uricémie

 Transaminases TGP et TGO

 Calcémie

 Magnésémie

 Bilirubine Totale et conjuguée

 Protidémie

 Triglycérides etc Section bactériologique

 Examen Cytobactériologique des Urines (ECBU) simple

 Recherche de Bacille Acido- Alcoolo Résistant (BAAR) 2.2- Matériel d’étude

2.2-1. Consommables de laboratoire

Dans le cadre de nos travaux, les consommables de laboratoires suivants ont été utilisés

 De coton hydrophile

 Une pissette d’alcool iodé à 60 °C

 Un garrot

 Des aiguilles vacutenair et des vaccinostyles selon le cas

 Des tubes à anticoagulants EDTA

(37)

24

 Des gants

 Un portoir

 Un marqueur

 Un stylo

 Des lames

 Des lamelles

 Du compresse

 Des cônes jaunes

 Des micropipettes P1000 et P50 2.2-2. Réactifs

 Du méthanol

 Solution de Drabkin

 Solution de Giemsa diluée au dixième 2.2-3. Le gros matériel

 Un automate hématologique Rayto 7600

 Un microscope

 Spectrophotomètre 2.2-4. Echantillonnage

Notre étude à porté sur 210 enfants de moins de 15 ans reçus au laboratoire dans le cadre d’une NFS et soupçon de paludisme. Ils ont été retenus de façon exhaustive au fur et à mesure pendant la période d’étude.

 Critères d’inclusion

Sont inclus dans cette étude, tous les patients admis au centre de santé communal de Parakou et prélevé au laboratoire remplissant les conditions suivantes :

 Agés de moins de 15ans

 Dont la goutte épaisse est positive

 Dont la NFS est faite

(38)

25

 Critères de non inclusion

Ne sont pas pris en compte dans cette étude les enfants dont :

 La goutte épaisse est négative

 L’âge est de plus de 15 ans

 Critères d’exclusion

Sont exclus de notre étude les enfants dont : Enfants sous traitement de paludisme 2.3- Méthode d’étude

2.3-1. Type d’étude

Il s’agit d’une étude prospective. Elle est de type transversal, descriptive à visée analytique.

Elle s’est déroulée sur une durée de 6 mois couvrant de Juillet à Novembre 2017.

2.3-2. Méthode de réalisation des techniques de laboratoire

Sur chaque échantillon de sang prélevé, nous réalisons systématiquement la Numération Formule Sanguine sur l’automate hématologique. Néanmoins certains paramètres comme l’hémoglobine et l’hématocrite sont confirmés manuellement en cas de discordance ressentie dans les résultats. Après cela la goutte épaisse et frottis sanguin sont réalisés.

2.3-2.1. Protocole de réalisation du prélèvement sanguin

 Prélèvement veineux

 Identifie le tube de prélèvement (nom, prénom, examen à effectuée, n°d’identification)

 Installer le patient

 Plier la marche de sa chemise (si nécessaire)

 Placer le garrot au niveau de l’avant-bras

 Rechercher et choisi la veine à ponctionner

 Fait un tampon d’alcool iodé, puis désinfecter correctement la partie de la peau où on désire faire la ponction

 Déposer le tampon d’alcool utilise dans le plateau

 Sortir l’aiguille de son emballage et l’adapter au corps vacutainer

 Retire le couvercle de protection de l’aiguille, et le déposer sur la table de prélèvement, puis sans attendre 5s au plus, réaliser la ponction

 Recueillir la quantité de sang suffisante à l’analyse qu’on désire effectuer

(39)

26

 Détacher le garrot

 Placer le tampon de coton au niveau de la partie ponctionnée

 Retirer délicatement l’aiguille et appuyer fortement le tampon sur la partie ponctionnée avec le pouce de la main libre

 Demander ensuite au patient d’appuyer à son tour sur le tampon

 Jeter aussitôt l’aiguille dans la boite de sécurité et boucher rapidement le tube de prélèvement avec le bouchon

 Homogénéiser aussitôt le prélèvement par retournement successif jusqu’à dilution complète de l’anticoagulant

 Dépose l’échantillon dans le portoir

 Prélever un petit tampon d’alcool simple et le remplacer par le précédant tampon d’alcool iode

 Garde ce dernier tampon jusqu’à l’arrêt du saignement

 Mettre un pansement

 libérer le patient

 jeter les déchets (tampon, …) dans la poubelle jaune

 respecter les règles d’hygiènes et le port des gants 2.3-2.2. Réalisation de la goutte et du frottis sanguin . Frottis sanguin

 Mettre une première goutte de sang (environ 3µL) au milieu de la lame

 Déposer la lamelle sur la goutte de sang. Le sang s’étale par capillarité

 Porter la lamelle vers l’autre extrémité en maintenant la lamelle au contact avec la lame d’un mouvement continu régulier et rectiligne

 Laisser sécher

 Goutte épaisse

 Après avoir déposer la deuxième goutte de sang (environ 5 à 10µL) au niveau du quart supérieur de la lame en tenant compte du frottis,

 Prendre une autre lame puis étaler le sang en faisant des ronds concentriques du centre vers l’extérieur de 1cm de diamètre en s’assurant qu’elle soit uniforme.

Le frottis et la goutte épaisse doivent être sur la même lame, faire l’identification sur le frottis ou sur la partie destinée a l’identification comme l’indique la figure 7.

Tout ceci est fait en respectant les règles d’hygiènes au laboratoire et le port des gants.

(40)

27

Figure 7 : Goutte épaisse et frottis sanguin confectionnées sur une lame 2.3-2.3. Coloration

Après avoir laissé sécher le frottis et la goutte épaisse à la température ambiante du laboratoire,

 Fixer le frottis avec le Méthanol

 Sécher 1 à 3 min

 Déshémoglobiniser avec de l’eau de robinet la goutte épaisse

 Laisser sécher 5 à 10 min

 Tremper la lame dans le Giemsa dilué au 1/10 pendant 10 à 15 min

 Rincer en trempant 2 à 3 fois dans l’eau

 Laisser sécher à la température ambiante du laboratoire

 Passer à la lecture au microscope optique.

2.3-2.4. Lecture et comptage

 Lecture

La lecture se fait à l’objectif х100. On fait la densité parasitaire sur la goutte épaisse et l’identification de l’espèce plasmodiale sur le frottis.

(41)

28

 Comptage

 Cas négatif

Comptage au moins 500 globules blancs ou parcourir 100 champs avant de déclarer la lame négatif.

 Cas positif

 Compter jusqu’à 200 leucocytes si parasites ≥ 100 et calculer la densité parasitaire

 Si parasite < 100, compter jusqu’à 500 leucocytes avant de calculer la densité parasitaire

Nombre de parasite x NGB / mm³ de sang DP réelle (P/µL de sang) =

Nombre de globules blancs comptés

 Cas fortement positif

 Diviser le champ en 4 et compter les parasites dans ¼ du champ

 Compter les globules blancs dans tout le champ. Répéter la même chose dans 10 champs.

 Puis calculer la densité parasitaire

Nombre de parasite x 4 x NGB/mm³ de sang DP (P/ µL de sang) =

Nombre de globules blancs comptés 2.4- Variables

2.4-1. Variable dépendante

La variable dépendante de notre étude est la variation du taux d’hémoglobine entrainant l’anémie.

2.4-2. Variables indépendantes

Dans le cas de notre étude, les variables indépendantes prises en comptes sont : la densité parasitaire, le sexe.

2.4-3. Opérationnalisation des variables

 Anémie

Dans notre étude les types d’anémie ont été définis comme suite :

(42)

29

 Lorsque le taux d’hémoglobine est inférieur à 12 g/dl on parlera d’anémie (Hb

<12g/dl)

 anémie microcytaire : une anémie est dite microcytaire lorsque le taux d’hémoglobine Hb <12g/dl et le volume moyen globulaire V.G.M inférieur à 75fl (Hb < 12g/dl +V.G.M inférieur à 75fl).

 anémie hypochrome : une anémie est dite hypochrome lorsque le taux d’hémoglobine Hb < 11g/dl et la concentration moyenne en hémoglobine

C.C.M.H < 30 g/dl et/ou la teneur corpusculaire moyenne en hémoglobine T.C.M.H

<27pg/cellule (Hb < 11g/dl+ C.C.M.H< 30 g/dl et/ou T.C.M.H < 27pg/cellule).

- anémie sévère : lorsque le taux d’hémoglobine est inférieur à 5 g/dl [16].

2.5- Analyse des données

Nos données ont été enregistrées dans le logiciel Excel 2010 et traités par le logiciel Epi info 7. Nous avons calculé les fréquences des variables et le seuil de signification avec un risque d’erreur alpha égal à 5% (α= 0,05) pour un intervalle de confiance IC à 95%. La valeur P<

0,05 à été considérée comme significative.

(43)

30

TROISIEME PARTIE

RESULTATS ET

COMMENTAIRES

(44)

31 3.1- Résultats

Tableau I : Répartition des enfants en fonction de l’âge et du sexe Age

Sexe [0 – 5 ans [ [ 5 – 10 ans [ [10 – 15ans] Total

M 50

(23,8%)

37 (17,6%)

19 (09,5%)

106 (50,40%)

F 48

(22,8%)

39 (18,5%)

17 (08,80%)

104 (49,5%)

Total 98

(46,66%)

76 (36,1%)

36 (17,24%)

210 (100%)

L’analyse du tableau I montre que la majorité des enfants inclus dans notre étude sont âgés de moins de 5 ans (46,66%).

Figure 8 : Répartition des résultats des densités parasitaires

Il ressort de l’analyse de la figure 8 que la parasitemie est moyennement élevée chez (51%) des enfants. Néanmoins 40% des sujets sont fortement parasités avec des densités allant jusqu’à 420000 P/µL de sang.

9%

51%

40%

] 0 - 500] ] 500 - 10000] ] 10000 –420119]

(45)

32 Tableau II :Répartition des densités parasitaires en fonction des âges

DP

Age ] 0 – 500[ [500 – 10000[ [10000 – 420119] Total

]0-5[ 13

(6,1%)

38 (18%)

47 (22,3%)

98 (46,6%)

[5-10] 05

(02,3%)

31 (14,7%)

40 (19,0%)

76 (36,1%)

[10-15] 01

(0,4%)

16 (07,6%)

19 (09,0%)

36 (17,1%)

TOTAL 19

(09,0%)

85 (40,4%)

106 (50,4%)

210 (100%) P = 0,349

Le tableau II montre que les enfants âgés de moins de 5 ans ont les densités parasitaires les plus élevées (22,3%) et sont aussi plus parasités (46,6%).

Tableau III :Répartition des densités parasitaires en fonction du sexe DP

Sexe ] 0 – 500[ [500 – 10000[ [10000 – 420119] Total

M

11 (05,2%)

38 (18,0%)

57

(271%) 106

(50,4%)

F 08

(03,8%)

47 (22,3%)

49 (23,3%)

104 (49,5%)

TOTAL 19

(09,0%)

85 (40,4%)

106 (50,4%)

210 (100%) p = 0,9033

L’analyse du tableau III on remarque que les garçons sont autant parasités que les filles.