Université d’Abomey-Calavi
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Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi
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Département de Production et Santé Animales
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Rapport de fin de formation pour l’obtention du diplôme de Licence Professionnelle en Production et Santé Animales
Présenté par :
Z. Eliane AYEDOMEHOU
Superviseur : Tuteur de stage:
Prof. Issaka YOUSSAO ABDOU KARIM M. Olivier AMOUSSOU Professeur Titulaire de Zootechnie Doctorant en Aquaculture Enseignant-Chercheur à l’EPAC/UAC et Génétique
Thème
Evaluation de la croissance pondérale du tilapia Oreochromis mossambicus (Peter, 1852) élevé en étang au Centre de Recherche et
d’Incubation Aquacole du Bénin (Fondation TONON)
Composition du jury
Président : Prof. KOUTINHOIN G.Benoît, Maitre de conférences des Universités (CAMES), Enseignant-Chercheur à l’EPAC/UAC
Membre1 : Prof. Issaka YOUSSAO ABDOU KARIM, Professeur Titulaire de Zootechnie(CAMES), Enseignant-Chercheur à l’EPAC/UAC
Membre 2 : Docteur SALIFOU Chackirath, Enseignant-Chercheur à l’EPAC/UAC
7ème promotion
DEDICACES
A notre très chère mère Marcelline HOUNDJA
Votre prière et votre bénédiction nous ont été d’un grand secours pour mener à bien nos études. Aucune dédicace ne saurait être assez éloquente pour exprimer ce que vous méritez, au regard des sacrifices que vous n’avez cessé de consentir pour nous. Puisse Dieu, le Tout Puissant, vous préserve et vous accorde santé, longue vie et bonheur.
A notre très cher père Prosper AYEDOMEHOU
Aucune dédicace ne saurait exprimer l’amour, l’estime, le dévouement et le respect que nous avons toujours eu pour vous.
Rien au monde ne vaut les efforts fournis jours et nuits pour notre éducation et notre bien-être.
Ce travail est le fruit des sacrifices que vous avez consentis pour notre éducation et notre formation.
A Madame Célestine DJOI et sa famille, à qui nous exprimons toute notre reconnaissance et notre affection.
A nos frères et sœurs, en témoignage de notre amour filial.
HOMMAGES
A notre superviseur, Professeur Issaka YOUSSAO ABDOU KARIM, Professeur Titulaire (CAMES), Enseignant-Chercheur au Département de Production et Santé Animales de l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi, pour avoir accepté superviser avec plaisir et dévouement ce travail. Pour ce travail, vous avez placé votre confiance en nous sans ménager aucun effort pour son succès. L’amour du travail bien fait, la rigueur scientifique, votre simplicité à conseiller, votre esprit de précision, votre indulgence, votre disponibilité permanente à corriger, constituent pour nous une référence.
Veuillez recevoir nos sincères hommages ;
Au Président du jury, pour le grand sacrifice que vous nous faites en acceptant présider le jury malgré vos nombreuses occupations (Hommages respectueux).
A tous les membres du jury, pour le grand honneur que vous nous faites en acceptant de juger le présent travail et d’y apporter vos recommandations malgré vos multiples occupations. Toutes nos profondes reconnaissances et considérations.
A tous les enseignants de l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC), vous qui n’avez ménagé aucun effort pour nous transmettre vos connaissances en nous hissant vers ce point de chute. Recevez ici nos sincères hommages.
REMERCIEMENTS
A la fin de notre stage, il s’avère nécessaire d’exprimer nos sincères remerciements et notre profonde gratitude à toutes les personnes qui nous ont apporté leur aide et leur assistance dans l’élaboration de ce travail. En effet, nous remercions:
Dieu le Tout Puissant, pour nous avoir permis d’en arriver là, car sans Lui rien n’est possible ;
tout le personnel de la Fondation Gilbert Cossi TONON, en l’occurrence le Directeur Exécutif, pour nous avoir accueilli dans sa structure ;
notre co-superviseur Olivier AMOUSSOU, Doctorant en Aquaculture et Génétique, pour sa contribution. Sincères remerciements ;
Monsieur François DOSSA, Monsieur Serge AHOUNOU, Docteur Chakirath SALIFOU ;
nos frères et sœurs, Anastasie, Daniel, Jonas, Ruth, pour leur soutien.
Que Dieu vous bénisse ;
tous nos camarades de la 7ème promotion, spécialement Juste GBETO, Moukadamou AMADOU, Abassoum ABDOURAMANE, Koudous COLI, Marianaud EDAH, David SOHESSI et Mafouzath DAMALA, pour les bons moments passés ensemble ;
A Math AGBODJOGBE et Faissolath AMINOU, pour leur conseil et leur soutien moral.
TABLE DES MATIERES
DEDICACES ... 1
HOMMAGES ... 2
REMERCIEMENTS ... 3
TABLE DES MATIERES ... 4
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS ... 7
LISTE DES TABLEAUX ... 8
LISTES DES FIGURES ... 9
RESUME ... 10
ABSTRACT ... 11
Introduction ... 12
Première partie: Généralités ... 14
1.1- Généralités sur le lieu de stage ... 15
1.1.1- Contexte du stage ... 15
1.1.2- Description de la Fondation TONON ... 16
1.1.2.1- Les espèces de poissons élevées au CRIAB ... 17
1.1.2.2- Activités du CRIAB ... 17
1.1.2.3- Organigramme du CRIAB ... 19
1.1.2.4- Les infrastructures et matériels du CRIAB ... 20
1.1.2.4.1- Le secteur tilapia ... 20
1.1.2.4.2- Le secteur clarias ... 22
1.1.2.5- Forces et opportunités ... 24
1.1.2.6- Faiblesses et menaces ... 24
Deuxième partie: Activités menées et difficultés rencontrées ... 26
2- Activités menées et difficultés rencontrées ... 27
2.1- Activités quotidiennes ... 27
2.1.1- Secteur tilapia... 27
2.1.2- Secteur clarias ... 29
2.1.2.1- Contrôle des paramètres physico-chimiques ... 29
2.1.2.2- Alimentation et nourrissage des poissons ... 31
2.2- Activités spécifiques ... 32
2.3- Difficultés rencontrées ... 37
2.4. Problème identifié ... 37
Troisième partie: Evaluation de la croissance pondérale du tilapia Oreochromis mossambicus (Peter, 1852) élevé en étang au Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Bénin (Fondation TONON) ... 38
3.1- Généralités sur Oreochromis mossambicus ... 39
3.1.1- Systématique de O. mossambicus ... 39
3.1.2. Morphologie ... 39
3.1.3- Exigences écologiques ... 40
3.1.4- Habitat et distribution ... 40
3.1.5- Données biologiques et zootechniques ... 41
3.1.5.1- Régime alimentaire et nutritionnel... 41
3.1.5.2- Croissance ... 41
3.1.5.3- Reproduction ... 42
3.1.6- Importance des tilapias au Bénin ... 43
3.2- Matériels et méthode ... 44
3.2.2- Méthodes... 45
3.2.2.1- Nourrissage et contrôles ... 45
3.2.2.2- Contrôle de croissance et de la qualité de l’eau ... 46
3.2.2.3- Traitement des données et analyses statistiques ... 46
3.3- Résultats et discussion ... 48
3.3.1- Qualité physicochimique de l'eau d'élevage ... 48
3.3.2- Croissance des individus de O. mossambicus ... 49
Conclusion et perspectives ... 50
Références bibliographiques... 51
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS EPAC: Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi FAO: Food and Agriculture Organization LMD: Licence Master Doctorat
PSA: Production et Santé Animales
CAMES: Conseil Africain et Malgache de l’Enseignement Supérieur
CRIAB
DL 50
Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Bénin
Dose Létale des 50%
ppm: partie pour million
SBEE: Société Béninoise d’Energie Electrique UV: Ultra Violet
O2: dioxygène
pH: potentiel en Hydrogène FT: Fondation TONON
EM : Effective Microorganisme
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1: Composition bromatologique des différents types de Skretting® pour tilapia ... 47 Tableau 2: Variation des paramètres physico-chimiques de l'eau d'élevage . 48 Tableau 3: Corrélation entre les paramètres physico-chimiques de l’eau ... 49
LISTES DES FIGURES
Figure 1: Organigramme du CRIAB... 19
Figure 2: Ecloserie Tilapia ... 20
Figure 3 : Bassins d’alevinage Tilapia ... 21
Figure 4 : Ecloserie Clarias ... 23
Figure 5: Matériel utilisé pour déterminer les paramètres physico-chimiques de l'eau et le poids d’Oreochromis mossambicus ... 45
Figure 6: Courbe de croissance d’O. mossambicus en étang ... 49
RESUME
Du 02 mai au 02 juillet 2014, nous avons effectué notre stage à la Fondation Cossi Gilbert TONON située à Ouèdo dans la commune d’Abomey-Calavi pour l’obtention du diplôme de Licence Professionnelle en Production et Santé Animales. Durant le stage, nous avons appris à faire la reproduction artificielle de Clarias gariepinus, et avons participé aux différentes activités du centre à savoir : l’élevage larvaire, l’alevinage, le pré-grossissement et le grossissement. Aussi, avons-nous effectué des activités sanitaires, la prise du poids des larves et alevins, le contrôle de la qualité de l’eau à travers les paramètres physico-chimiques, le tri et le transfert des larves et alevins et le nourrissage des poissons. Afin de maîtriser les techniques de production de O.
mossambicus, nous avons travaillé sur le thème intitulé «Evaluation de la croissance pondérale d’O.mossambicus élevé en étang au Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Bénin». Pour y arriver, nous avons mesuré les paramètres physico-chimiques tels que la température, le pH et l’oxygène dissous, et pris une fois par quinzaine le poids des alevins tout en observant leur comportement et l’état sanitaire sur une durée de croissance de 100 jours. Nous avons donc constaté que les alevins d’O. mossambicus qui étaient à un poids moyen initial de 5 g sont passés à 73 g à la fin de notre essai.
Mots clés : Oreochromis mossambicus, croissance pondérale, alevin, Fondation Tonon.
ABSTRACT
From May 02 to July 02, 2014, we did our training course at the Cossi Gilbert TONON Foundation located to Ouèdo in the township of Abomey-Calavi for the obtaining of the Professional Bachelor degree in Animal Health and Production. During the training, we learned how to make the artificial reproduction of Clarias gariepinus, and participated to the various activities of the centre notably: the larval raising, the fish farming, the fish pre- increasing and the fish increasing. Also, we have done the sanitary activities, the larvas and alevins weight recording, the water quality control through the physicochemical parameters, the larvas and alevins sorting out and the transfer and the fish feeding. In order to master the techniques of O.
mossambicus production, we worked on the theme titled "Assessment of the ponderal growth of O. mossambicus raised in pond at the Centre of Aquaculture Research and incubation of Benin". To arrive there, we measured the physicochemical parameters like the temperature, pH and dissolved oxygen, and took once by fifteen days the alevins weight while observing their behavior and sanitary state during 100 days. We noted therefore that the alevins of O. mossambicus that had an initial average weight of 5 g passed to 73 g at the end of our test.
Key words: Oreochromis mossambicus, ponderal growth, alevin, Fondation Tonon.
Introduction
La pêche et l'aquaculture sont des activités importantes du secteur agricole du fait qu’elles participent à la réduction de la pauvreté en assurant entre autre des emplois et procurent des bénéfices économiques à ceux qui les pratiquent.
Les produits issus de ces activités notamment le poisson, constituent une importante source de nutriments, vitamines et minéraux. Selon la FAO (2004), le poisson représente plus de 31,9% des protéines d’origine animale et 5,5% des protéines totales consommées.
Au Bénin, la production halieutique nationale est estimée à 40757,18 tonnes en 2010 (Direction des Pêches, 2011). Cette production est loin de combler la demande qui est supérieure à 90000 tonnes; ce qui amène le pays à recourir à l’importation des produits halieutiques congelés. Aujourd’hui, en raison de la forte pression de pêche exercée sur les stocks, on assiste à une baisse de la production halieutique et à la dégradation des écosystèmes aquatiques (Lalèyè, 1995 ; Laë & Levêque, 1999). Aussi, les quantités de poissons pêchés et importés ne parviennent pas à satisfaire la demande locale (Wuemenou, 1998). La population béninoise étant en constante augmentation, la demande en poissons se fait de plus en plus pressante (FAO, 2000).
Dans ce contexte, la promotion de l'aquaculture et la gestion durable des ressources halieutiques deviennent les seules alternatives pour assurer la disponibilité des produits halieutiques.
Pour ce faire, le gouvernement du Bénin a pris l'option de développer l'aquaculture dans tout le pays en favorisant l'installation des fermes aquacoles privées. C'est ainsi qu'a été créé le Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Bénin (CRIAB) de la Fondation Gilbert Cossi TONON dont l'objectif est de contribuer de façon durable à la relance de la production de poissons au Bénin. Pour atteindre cet objectif, le centre importe
les souches améliorées de tilapia en l'occurrence Oreochromis niloticus et Oreochromis mossambicus.
L’objectif de notre stage est de développer des compétences sur les techniques d’élevage des poissons. Au cours de ce stage, nous nous sommes également intéressés à l’«évaluation de la croissance pondérale du tilapia Oreochromis mossambicus (Peter, 1852) élevé en étang au Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Bénin (Fondation TONON) ».
Cette étude vise à :
Développer les compétences en aquaculture
évaluer la qualité de l'eau d'élevage à travers les paramètres physico- chimiques ;
évaluer les performances de survie et croissance du tilapia Oreochromis mossambicus (Peter, 1852) élevé en étang.
Le présent travail est subdivisé en trois parties :
La première partie regroupe les généralités sur le CRIAB et les activités menées sur le Centre ;
La deuxième décrit les activités menées au cours du stage ;
La troisième prend en compte la croissance pondérale de O. mossambicus ;
Première partie: Généralités
1.1- Généralités sur le lieu de stage 1.1.1- Contexte du stage
L’état Béninois dispose de plusieurs établissements publics de formations technique et professionnelle chargés de former des cadres supérieurs pour le développement de sa nation. Parmi ces établissements, il y a l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC) de l’Université d’Abomey-Calavi (UAC), créée par le décret N°2002-551 du 16 décembre 2002, modifié par le décret N°2005-078 du 25 février 2005 portant création, attribution, organisation et fonctionnement de l’EPAC. C’est un établissement public d’enseignement supérieur, de formations technique et professionnelle, à caractère de grande école dotée d’une autonomie financière et d’un règlement pédagogique. Les domaines de compétences de l’EPAC couvrent deux secteurs : le secteur industriel et le secteur biologique.
Le secteur biologique se compose de 05 départements:
Département de Production et Santé Animales (PSA);
Département de Génie de Biologie Humaine (GBH);
Département de Génie d’Imagerie Médicale et de Radiobiologie (GIMR);
Département de Génie de l’Environnement (GEn) ;
Département de Génie de la Technologie Alimentaire (GTA).
Le secteur industriel se compose également de 5 départements:
Département de Génie Civil (GC);
Département de Génie Électrique (GE);
Département de Génie de Maintenance Biomédicale et Hospitalière (MBH);
Département de Génie Informatique et Télécommunication (GIT);
Département de Génie Mécanique et Énergétique (GME).
Dans le cadre de la professionnalisation de l’enseignement supérieur, la formation en Licence Professionnelle a été instaurée dans le secteur biologique depuis l’année académique 2005-2006. Cette formation se renforce aujourd’hui avec les réformes en cours sur le système Licence- Master-Doctorat (LMD) dans le Réseau pour l’Excellence de l’Enseignement Supérieur en Afrique de l’Ouest (REESAO) dans lequel l’EPAC joue un rôle principal.
La formation en Licence Professionnelle à l’EPAC dure 03 ans répartis en six (06) semestres dont cinq (05) sont destinés aux cours théoriques et aux travaux pratiques et un (01) au stage de fin de formation en entreprise. Au cours de la formation, des stages d’un mois sont organisés pendant les vacances universitaires dans le cadre de la professionnalisation de la formation.
Dans le cadre de la préparation du rapport de fin de cycle pour l’obtention du diplôme de Licence Professionnelle en Production et Santé Animales, l’Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi (EPAC) a prévu un stage pratique de 3 mois à l’issue duquel l’étudiant rédige et soutient un rapport. C’est dans ce cadre que nous avons effectué notre stage pratique à la Fondation TONON Cossi Gilbert (CRIAB).
1.1.2- Description de la Fondation TONON
La Fondation TONON est une entreprise aquacole créée le 30 décembre 2010 par Mr Gilbert Cossi TONON. Elle a pour vision la protection de la nature et la lutte contre la pauvreté. Officiellement inaugurée le 21 mars 2014, elle dispose de deux stations : le Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Bénin (CRIAB) basé à Ouèdo dans la commune d’Abomey-Calavi et le
Centre d’Incubation Aquacole de Toho sis à Toho dans la commune de Ouidah.
Le Centre d’Incubation Aquacole de Toho
Il est situé dans la commune de Ouidah, plus précisément sur le lac Toho. Il dispose d’une série d’environ 150 cages flottantes de type moderne à dimensions variables pour le pré-grossissement et le grossissement d’Oreochromis niloticus. La durée d’élevage varie de 4 à 6 mois en fonction des commandes et de l’état du stock. Quelques locaux y sont aménagés pour le personnel et le matériel de travail. La sécurité des lieux est assurée par deux agents de sécurités.
Le Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Bénin
Situé à Ouèdo dans la commune d’Abomey-Calavi, le centre s’étend sur une superficie de plus de 7 ha. Les installations du centre sont conformes aux normes internationales et respectueuses de l’environnement. C’est l’une des plus grandes entreprises aquacoles en Afrique Francophone. C’est au niveau de ce dernier que notre stage s'est déroulé.
1.1.2.1- Les espèces de poissons élevées au CRIAB Au CRIAB nous avons trois espèces de poissons :
Oreochromis niloticus (tilapia noir)
Oreochromis mossambicus (tilapia rouge)
Clarias gariepinus (silure noir ou poisson chat) 1.1.2.2- Activités du CRIAB
Plusieurs activités sont effectuées au CRIAB. Il s’agit de :
Production d’alevins de tilapia et de poisson chat
En effet, le CRIAB produit des alevins de C. gariepinus, d’O. niloticus et d’O .mossambicus (Poissons de 05 à 10 grammes). Ces alevins sont vendus aux pisciculteurs, pour le grossissement dans les étangs, et aux programmes gouvernementaux d’empoissonnement des plans d’eau.
Production de géniteurs de tilapia et de poisson chat
Pour permettre à d’autres structures piscicoles de reproduire les poissons chez eux, le CRIAB met sur le marché béninois et sous régional des géniteurs de qualité pouvant permettre aux acquéreurs d’obtenir de bon rendement.
Production de poissons marchands
Le CRIAB produit et commercialise des poissons de deux cent cinquante à cinq cent grammes (250-550g) pour ce qui concerne les tilapias et de deux cent cinquante grammes à un kilogramme (250g-1Kg) pour ce qui concerne les poissons chats.
L’importation et la distribution d’aliments pour les alevins et les poissons
La structure importe d’Europe des aliments aquacoles de marque Skretting qu’elle utilise pour sa production. Elle assure la distribution du même aliment aux pisciculteurs pour leur exploitation.
Formations
Au CRIAB, nous avons trois types de formations :
une formation pratique sur un mois ;
une formation en cours du jour sur deux semaines à temps plein donnant droit à un mois de stage pratique ;
une formation continue les samedis et dimanches, uniquement sur six semaines, donnant droit à un mois de stage pratique.
Stage professionnel
Le stage professionnel au CRIAB est accordé sur étude de dossier (demande à adresser au Directeur Exécutif).
Accompagnement à la construction et à la gestion des fermes piscicoles
La fondation a mis une équipe sur pied pour assister les entrepreneurs piscicoles afin de mieux planifier et de bien gérer leurs fermes.
1.1.2.3- Organigramme du CRIAB
Le CRIAB possède un conseil d’administration sous lequel, on retrouve les directions exécutives et techniques (Figure 1).
Figure 1: Organigramme du CRIAB Président du
Conseil d’Administration
Directeur Exécutif
Techniciens
Secrétaire Caissière Comptable
Directeur Technique et Commercial
Manœuvres Ouvriers
1.1.2.4- Les infrastructures et matériels du CRIAB
Le CRIAB est une structure dont les infrastructures respectent les normes internationales d’élevage, ce qui lui est d'un atout très important dans l’atteinte de ses objectifs. Nous distinguons les infrastructures du secteur tilapia, celles du secteur clarias et les infrastructures administratives.
1.1.2.4.1- Le secteur tilapia
Ce secteur comporte l’écloserie, l’alevinage et le grossissement des espèces d’Oreochromis niloticus (tilapia noir) et d’Oreochromis mossambicus (tilapia rouge).
Description du dispositif de l’écloserie
L'écloserie est de type moderne en circuit fermé (figure 2). Elle dispose de :
un bloc de 18 incubateurs pour l’incubation des œufs récoltés dans l’étang de reproduction. Ces incubateurs sont combinés à des bacs pour recueillir les larves fraîchement écloses ;
un bloc de 8 casiers de tri supportant 10 bacs chacun pour l’accélération digestive et le tri préliminaire des larves ;
un dispositif de filtration et de recyclage de l’eau ;
les petit matériel de travail (paniers, passoirs, balances, etc.)
Figure 2: Ecloserie Tilapia
Description des bassins d’alevinage
Il s’agit de blocs de plusieurs séries de bassins en béton de type moderne avec aération par bulleurs (figure 3), de dimensions variées, entièrement vidangeables et portant des happas. On y dénombre au total :
10 bassins (6 m x 2 m x 3 m) pour la masculinisation des larves ;
12 bassins (4 m x 3 m x 3 m) pour l’alevinage ;
04 bassins de stabulation pour accueillir les alevins avant leur emballage et livraison ;
02 bassins réservoir d’eau munis de pompe pour le renouvellement de l’eau ;
01 dispositif moderne de filtration et de recyclage de l’eau.
Figure 3 : Bassins d’alevinage Tilapia
Description des étangs de grossissement
Il s’agit des séries d’étangs de type moderne, vidangeables, de forme rectangulaire, munis d’aérateurs à hélice et/ou d’injecteurs à air et entièrement recouverts de film plastique (bâche) pour éviter les pertes d’eau par infiltration. Les digues de séparation mesurent environ 2 m et sont recouvert de graviers coulés au ciment. Les étangs sont répartis comme suit :
02 étangs géniteurs de 1500 m² ;
03 étangs larvaires de 800, 1000 et 1500 m² pouvant contenir 24 à 44 happas de 10 m² environ pour la masculinisation des larves ;
02 étangs d’alevinage de 800 m² ;
06 étangs de grossissement de 800 m², exploités pour le grossissement des poissons ;
01 système moderne de filtration des eaux de vidange ;
01 grand canal réservoir entièrement recouvert de film plastique pour la collecte des eaux de vidange. Ce canal sert de réserve d’eau pour le recyclage.
1.1.2.4.2- Le secteur clarias
Ce secteur comporte l’écloserie, la salle d’alevinage, la salle des juvéniles et la salle de grossissement de Clarias gariepinus.
Description du dispositif de l’écloserie
L’eau utilisée dans toute l’entreprise est issue de plusieurs forages.
L’écloserie compte deux systèmes d’incubation comportant chacun 04 incubateurs, deux bacs de sédimentation, 03 grands bacs de stabulation, un dispositif de préparation de l’artémia. Le bac de sédimentation de l’écloserie est divisé en trois (03) parties : la première reçoit l’eau venant du réservoir, la
seconde contient les filtres en plastique et la troisième recevant l’eau issue du trop-plein des incubateurs. L’eau de la première partie subit une purification par les lampes ultra-violettes (UV). Au fur et à mesure qu’elle se purifie, elle est distribuée dans chacun des quatre (04) incubateurs (figure 4). Le trop plein des incubateurs est reçu dans la troisième partie et communique avec la deuxième par le bas, pour être filtrée. Ainsi, les déchets sont retenus en bas et l’eau filtrée surpasse les filtres. Elle est directement versée dans la première partie. Notons que tous les incubateurs ont un tuyau commun qui fait entrer et ressortir l’eau. Puis recommence le cycle.
Figure 4 : Ecloserie Clarias
Description du dispositif de juvénile et d’alevinage
Ces deux systèmes fonctionnent de la même manière. Le système d’alevinage est composé de deux bacs d’élevage tandis que celui de juvénile de 6 bacs d’élevage avec tous deux un bac de sédimentation divisé en deux compartiments.
L’eau quittant le réservoir est directement récupérée dans la première partie du bac de sédimentation (où se trouve la pompe). Une fois arrivée là, elle est
aspirée vers les bio- filtres pour être distribuée dans les bacs d’élevage. Après cela, le trop plein des bacs va vers la seconde partie du bac de sédimentation contenant les filtres en plastique et puis traverse le tuyau contenant les lampes UV afin de pouvoir neutraliser tous les microorganismes nuisibles aux poissons. De là, elle tombe dans la première parte du bac de sédimentation et le cycle recommence.
1.1.2.5- Forces et opportunités
Les forces de la « Fondation Cossi Gilbert TONON » sont énormes et doivent être sauvegardées. Elle dispose des équipements de haute performance de production, actuellement utilisés en Europe et en Asie. Ainsi, elle fait partie des rares structures de production intensive d’alevins de poisson-chat et de tilapia frais au Bénin. Grâce à son système de production, elle met en permanence sur le marché des poissons sans risque de rupture de stocks. A tout ceci s’ajoutent le professionnalisme, la qualification, le dynamisme, l’esprit d’équipe et de créativité dont dispose le personnel administratif et technique.
Face à ces grandes forces, il n’est pas impossible d’imaginer de fortes et d’innombrables opportunités. Cette société aurait la facilité de bénéficier d’importants appuis financiers qui proviendraient des structures bancaires. Sa collaboration avec les structures étatiques pourrait être excellemment recherchée dans le cadre du développement et de la relance du secteur aquacole au Bénin. La haute performance de ses équipements lui permettra de gagner allègrement les appels d’offre à différents niveaux en particulier ceux de l’Etat Béninois.
1.1.2.6- Faiblesses et menaces
Malgré les différents atouts dont dispose cette structure, elle ne manque pas de refléter quelques faiblesses. Le manque de recyclage du personnel est l’une
des raisons qui mettent en péril les performances de cette entreprise. Aussi, faut-il noter qu’elle manque de collaboration avec des laboratoires d’analyses pour effectuer le diagnostic des pathologies des poissons. Par ailleurs, l’absence d’une bibliothèque relève des faiblesses à ne pas ignorer.
Deuxième partie: Activités menées et difficultés
rencontrées
2- Activités menées et difficultés rencontrées 2.1- Activités quotidiennes
2.1.1- Secteur tilapia
Au secteur tilapia, les activités commencent par un coup d’œil général qui consiste à faire chaque matin le tour des bassins et des étangs pour vérifier l’état de santé, relever les mortalités, contrôler la qualité de l’eau et enfin la renouveler si besoin y est. Après cela, nous nourrissons les poissons.
Contrôle des paramètres physicochimiques de l’eau d’élevage
Le contrôle des paramètres physico-chimiques tels que la température, l’oxygène dissous et le pH se fait chaque semaine. Le taux d’ammoniac est contrôlé une fois dans le mois en cas de suspicion.
Alimentation et nourrissage des poissons
Au secteur tilapia, les poissons sont nourris selon leur taille. Leur taux de nourrissage varie suivant le stade de développement.
Alimentation des larves
Une fois transférées dans les happas larvaires placés dans l’étang, les larves d’O. niloticus et d’O. mossambicus sont nourries à l’aliment hormoné quatre fois par jour (08 h, 13 h, 15 h et 18 h). A ce stade, il est utilisé du Skretting® de 0,2 à 0,3 mm de diamètre (respectivement 52 et 62 % de protéine) durant un mois pour atteindre un poids moyen de 1 g. Ensuite, elles sont nourries trois fois par jour (08 h, 13 h et 18 h) avec de l’aliment de 0,5 mm à 0,7 mm (57 % de protéine) durant au moins un mois afin d’atteindre un poids moyen de 4 à 5 g environ.
Alimentation des alevins
Les alevins, après leur transfert dans les bassins d’alevinage contenant des happas, sont nourris au Skretting® de 1 mm durant un mois et ceci trois fois par jour pour atteindre un poids moyen de 15 g environ. A ce stade, les poissons sont appelés juvéniles et sont toujours dans les bassins d’alevinage.
Ils sont nourris deux fois par jour (08 h et 17 h) avec du Skretting® de 1,8 mm (55 % de protéine) de diamètre en vue d’obtenir un poids de 30 g environ.
C’est ainsi qu’une partie des alevins est livrée aux pisciculteurs et l’autre est destinée pour le grossissement.
Alimentation des poissons adultes
Au fur et à mesure que les alevins croissent, le type d’aliment est ajusté. Ceci se justifie par le fait que les besoins du poisson changent selon son stade physiologique. C’est ainsi que les aliments de 3 mm et 4,5 mm (35 % de protéine) de diamètre sont utilisés pour le grossissement des poissons afin d’obtenir des tilapias de 250 g à 550 g. Tout ceci est fait sur une durée de 06 mois.
Nettoyage des bassins, aquariums, bacs de sédimentation, bacs d’élevage et des étangs d’élevage
Le nettoyage des bassins se fait avec des brosses et de l’eau après vidange de ces derniers. Ils sont ensuite laissés pour un vide sanitaire durant 48 h avant d’être réutilisés.
Le nettoyage des bacs d’élevage se fait aussi de la même manière, mais après cela on les remplit d’eau durant 24 h. Ensuite, ils sont vidés avant d'être remplis d’eau pour accueillir les poissons à nouveau.
Le nettoyage des bacs de sédimentation se fait tout en lavant en un premier temps les filtres puis le bac proprement dit.
Le nettoyage des aquariums se fait avec de l’eau et du chiffon et ensuite on lave les filtres. Après cette opération, on y met de l’eau chlorée durant 2 jours et on rince tout le système avec de l’eau simple à deux reprises avant d’y mettre l’eau pour la reproduction.
Le nettoyage des étangs se fait à l’aide des brosses et de l’eau, tout en évacuant les dépôts de phytoplanctons qui se trouvent collés sur la bâche. On observe enfin le vide sanitaire durant trois jours.
2.1.2- Secteur clarias
Le coup d’œil général se fait chaque matin dans chaque salle d’élevage. Ceci permet de contrôler l’état de santé des poissons, renouveler l’eau si le taux d’ammoniac est élevé mais aussi, permet d’observer le comportement des poissons.
2.1.2.1- Contrôle des paramètres physico-chimiques
Il est d'une grande importance dans un élevage en milieu contrôlé, que l'on assure une bonne qualité de l’eau à partir du moment où l'eau rentre dans le bac à alevins jusqu'à ce qu'elle en sorte. Ainsi nous procédons tous les trois jours au contrôle de certains paramètres physico chimiques tels que : la température, l’oxygène dissous, le pH, l’ammonium (NH4
+), les nitrates et les nitrites.
Les paramètres physiques sont :
Température : Elle est relevée grâce à un multimètre (Oxyguard). Elle est la variable environnementale physique la plus importante. Elle joue un rôle fondamental dans la croissance et la survie des organismes
aquatiques, et détermine la faisabilité économique de la pisciculture.
Une simple variabilité au niveau de la température peut agir sur la respiration, la croissance et la reproduction.
Oxygène dissous : Il est mesuré à l’aide d'un multimètre (Oxyguard).
L’oxygène dissous, comme la température, contrôle le métabolisme des poissons. Il intervient directement dans la respiration du poisson. Les Clarias sont pourvus d’adaptation morphologique qui leur permet de supporter des taux d’oxygène dissous extrêmement faibles voire nuls.
Cependant, pour l’ensemble des espèces, on considère que les conditions optimales de croissance-survie ne sont atteintes que lorsque la saturation de l’eau en oxygène est proche de 90%.
Les paramètres chimiques sont :
L’ammonium : Il est mesuré grâce aux différents réactifs ayant pour fourchette de mesure : 0,2-3 mg/l et 0,5-15mg/l. L’ammoniac- ammonium est présent dans l’eau sous forme ionisée (NH4
+) ou non ionisée (NH3). La toxicité de l’ammoniac total dépend de l’importance de la fraction non-ionisée. Pour le poisson, seule la forme non ionisée NH3 est toxique. Il peut constituer le deuxième facteur limitant de la production après le dioxygène, notamment du fait du risque d’auto pollution de l’élevage en cas de réutilisation de l’eau et lorsque le pH est très élevé.
Les nitrites : Ils sont mesurés grâce à des réactifs ayant pour fourchette de mesure 0,02-0,5 mg/l. Ils résultent de l’oxydation de l’ammoniac- ammonium (nitrification) par les bactéries Nitrosomonas sp.
Les nitrates : Ils sont mesurés grâce à des réactifs. Les nitrates résultent de l’oxydation des nitrites (nitrosation) par les bactéries
Nitrobacter sp. Ils peuvent s’accumuler dangereusement en circuit fermé s’ils ne sont pas éliminés par un renouvellement d’eau adéquat.
L’ion nitrate est cependant le composé minéral le moins toxique pour le poisson.
2.1.2.2- Alimentation et nourrissage des poissons
Au secteur clarias, les poissons sont nourris selon leur taille.
Alimentation et nourrissage des larves
Les larves de clarias après leur éclosion sont nourries 3 jours après et passent plus ou moins 2 semaines à l’écloserie. Elles sont nourries 4 fois par jour (08 h, 13 h, 18 h et 21 h). Ces larves sont nourries au premier aliment qu’est l’Artémia durant 5 jours dont exclusivement 2 jours d’Artémia et le mélange d’Artémia et de Skretting® à partir du 3ème jour pour commencer le sevrage. Il s’agit d’une transition alimentaire allant de 25% à 100% de Skretting® (0,2 mm). A partir du 6ème jour, on les nourrit uniquement au 0,2 mm pendant 5 jours et ensuite au 0,3 mm pendant les 04 jours restants.
Alimentation et nourrissage des alevins
Apres leur séjour à l’écloserie, ils passent à la salle d’alevinage. A cet endroit, ils sont nourris durant 1 semaine au Skretting® de taille 0,3 mm. Ensuite, ils passent à 0,5 mm de diamètre durant 1 semaine et enfin à 0.7 mm pendant une semaine pour avoir un poids moyen de 1 g. Il est à noter qu’après avoir passé 2 semaines dans cette salle, le tri est fait tous les trois jours pour séparer les plus gros des petits car ils sont des cannibales. Le tri permet de régler le problème de cannibalisme. Le siphonage quant à lui se fait lorsque le fond des bacs d’élevage est trop sale.
Alimentation et nourrissage des juvéniles
Après leur transfert dans la salle des juvéniles où ils séjournent environ 3 semaines pour atteindre au moins 10 g, ils sont prêts pour la livraison. Ils sont nourris 3 fois par jour 8 h 30, 13 h et 17 h 30 au Skretting® 1 à1.8 mm de taille. Dans cette salle, tous les 3 jours, on fait le test d’ammoniac.
Alimentation et nourrissage au grossissement
Les poissons sont nourris aux Skretting® de taille de 2 mm à partir de 10 g pour atteindre un poids de 50 g. Ensuite, ils passent à 3 mm jusqu’à un poids de 150 g. A partir de cette taille jusqu’à 900 g, le même aliment leur est donné mais à la taille de 4.5 mm. Enfin, au-delà de 900 g, ils sont nourris au 6 mm de diamètre et ceci durant 4 mois d’élevage.
2.2- Activités spécifiques
Au CRIAB, nous avons effectué des activités spécifiques dans chaque secteur.
Au nombre de celles-ci, nous avons :
Récolte des œufs et des larves de tilapia
Au CRIAB, la reproduction d’O. niloticus se fait de façon naturelle. Chaque semaine, la récolte des œufs et des larves fraichement écloses se fait dans l’étang des géniteurs. Ces derniers se trouvent dans de grands happas (20 m × 5 m × 1m). A l’aide d’un bambou, on concentre tous les géniteurs dans un coin du filet. Ils sont ramassés à l’aide des épuisettes. Ensuite, on ouvre la bouche de la femelle tout en lui secouant la tête pour faire ressortir les œufs car elles sont des incubateurs buccaux. Une fois à l’écloserie, les œufs récoltés sont séparés avec des tamis de différentes mailles et sont désinfectés avec du permanganate de potassium ou du formol dilué à 5 % avant d’être pesés et mis dans des incubateurs. Ils y s’éjournent jusqu’à éclosion et épuisement du sac vitellin au bout de cinq (05) à huit (08) jours. Au fur et à
mesure, on élimine les œufs non fécondés par siphonage. L’incubateur a une capacité moyenne de 500 g.
Les larves sont pesées et mises dans des happas larvaires où ils séjournent deux mois au maximum pour atteindre 2 g. Les happas contiennent en moyenne 15000 larves.
Reproduction artificielle chez Clarias gariepinus
C. gariepinus ne se reproduit pas spontanément en captivité, raison pour laquelle, le CRIAB a opté pour la reproduction artificielle de ce poisson. Cette opération commence par la sélection des géniteurs mâles et femelles. La femelle prête pour la reproduction se reconnaît par un ventre mou et gonflé avec une papille génitale protubérante. Quant au mâle, peu de signes extérieurs permettent de le reconnaitre. Alors, le choix est simplement porté sur les mâles en bonne santé et très actifs. Ensuite, on procède au stockage de ces derniers dans des bacs individuels après les avoir pesés. Ils sont alors tenus à jeun jusqu’à l’heure de la reproduction. Habituellement, à 20 h on fait l’injection d’hormone (Ovaprim®) aux femelles pour provoquer la maturation des œufs. L’injection est intramusculaire à 1 cm au plus au-dessous de la nageoire dorsale. La durée de latence est de 10 à 12 heures d’horloge en fonction de la température. Le lendemain à 7 h 30 mn au plus, on recueille les œufs de ces femelles par douce pression abdominale (stripping) dans des plastiques et ensuite, on les pèse. On sacrifie ensuite le mâle en lui faisant une incision de la cavité ventrale pour récupérer les gonades qui sont broyés dans un petit bol sec. On renverse le broyat (laitance) sur les œufs précédemment recueillis chez la femelle et on mélange soigneusement le tout en y ajoutant de l’eau distillée ou d’incubation afin de fertiliser les œufs. Enfin, on étale ces œufs fécondés sur des tamis déjà immergés la veille, dans l’eau des aquariums. Les œufs fécondés ont une couleur grisâtre tandis que ceux non
fécondés ont une couleur blanche. Les œufs éclosent environ 24 h après selon la température de l’eau. Les tamis sont enlevés 24h après et sont ensuite lavés et désinfectés.
Production d’artémia pour Clarias
Au secteur clarias du CRIAB, deux jours après l’éclosion des œufs, les larves sont nourries au premier aliment qu’est l’Artémia. L'Artémia est soit déjà conditionné et directement utilisable, soit préparé par la ferme elle-même avec le dispositif approprié.
La préparation commence par le remplissage d’eau dans le dispositif. L’eau doit avoir un pH ≥ 8. Or le centre utilise l’eau de forage qui a un pH compris entre 5,5 et 6. De ce fait, nous augmentons le pH jusqu'à 8 au moins en ajoutant du bicarbonate de potassium (12 g pour 30 l d’eau). Il faut une densité de 2,5 g/l d’eau de crevette, une luminosité correcte et une température comprise entre 25 - 30°C. Après 24 h, on récolte les Nauplii qui sont en fait des larves issues de l’éclosion des œufs de crevette. Après les 24 h, on éteint la lumière, on arrête la préparation pendant 15 mn, le temps que les larves (Nauplii) se déposent au fond du dispositif et on les recueille pour en servir aux larves de poissons. La conservation des œufs doit se faire à la température de 5°C.
Fabrication d’aliment hormoné pour tilapia
Pour un kilogramme d’aliments de taille 0,2 à 0,3 mm, titrant 56 % de protéine nous avons :
1- Mesuré 60 mg d’hormone (17 alpha métyltestostérone 2 -Mesuré 700 ml d’éthanol à 95 %
3 -Mélangé l’hormone à l’éthanol
4 Renversé l’aliment dans un mélangeur et asperger au fur et à mesure la quantité d’hormone correspondant à l’aliment préparé
5 Mixé correctement l’ensemble et séché à l’ombre pendant 48 heures 6 Mis l’aliment ainsi obtenu dans un sac et le protéger soigneusement
pour son utilisation
Cet aliment permet de faire l’inversion sexuelle des larves qui sont génotypiquement et phénotypiquement femelle en phénotype mâle. Les mâles grandissent plus vite que les femelles; le taux d’inversion est de 95%.
L'aliment hormoné leur est servi pendant trente (30) jours.
Tris et livraisons des alevins
L’opération de tri au secteur tilapia consiste à séparer les petits alevins des plus gros. Elle se fait à l’aide d’une table de tri, d’une épuisette et d’un bambou. Le bambou sert à regrouper tous les poissons dans un coin du filet afin de les prendre plus facilement à l’aide d’une épuisette. Ce tri permet d’homogénéiser la taille des poissons et de pouvoir bien les suivre.
Concernant la livraison des alevins aux pisciculteurs, on fait le tri la veille.
Les poissons à livrer sont stockés dans les bassins de stabulation et le lendemain on procède comme suit :
on prend des emballages de sachets déjà découpés et attachés à l’une des extrémités qu’on double ;
on y met de l’eau salée (à 3g par litre) qui est un anti stressant ;
on y ajoute de l’oxygène pur;
Enfin, on attache hermétiquement l’autre extrémité du sachet avant de les transporter jusqu'à destination.
Au niveau du secteur clarias, les alevins sont triés à partir de 5 g. Le tri se fait selon la taille des poissons commandés par les pisciculteurs, et de préférence tôt le matin.
La livraison, quant à elle, est faite soit dans les emballages en sachet avec de l’eau et de l’oxygène, soit dans des plastiques bleus dont la contenance est de 100 l d’eau.
Pêche de contrôle
La pèche de contrôle consiste à vérifier la croissance des poissons d’un étang.
Dans le secteur tilapia, l’objectif est d’estimer le poids moyen individuel, de vérifier l’état de santé des poissons, d’éliminer si nécessaire les alevins femelles. Elle se fait sur la base d’un échantillon de poissons qu’on pèse avant de compter par la suite. Cette opération permet aussi de savoir s’il faut ajuster la ration des poissons. En effet, chez Oreochromis, au fur et à mesure qu’ils grandissent, leur rationnement journalier diminue.
Préparation de l’effectif microorganisme (EM)
L’effectif microorganisme est un ensemble de microorganismes qui a pour but de réduire le taux d’ammoniac, de tuer les phytoplanctons les plus vieux pour la purification de l’eau des étangs d’élevage. Ce dernier est préparé en utilisant :
250 l d’eau de forage ;
10 kg d’ananas fruit
5 kg de sucre;
3 l de la solution d’EM.
La solution d’EM est conditionnée dans un bidon de 12 l.
Systèmes de traitement des eaux usées
A la section tilapia, il existe un étang qui sert à récupérer les eaux usées qui y sont issues. L'eau est traitée par l’effet du soleil qui permet une décantation (les déchets et les vieux phytoplanctons sont déposés en bas) et la couche superficielle est pompée, recueillie dans un autre étang et réutilisée en cas de besoin dans les étangs d’élevage.
2.3- Difficultés rencontrées
Au cours de notre stage, nous avons été confrontés à des difficultés telles que la dégradation des voies d’accès, la panne de la balance électronique et des forages.
2.4. Problème identifié
Au cours de notre stage au Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Bénin (Fondation TONON), nous avons porté notre attention à la croissance pondérale du tilapia Oreochromis mossambicus (Peter, 1852) élevé en étang.
L’évaluation de ces performances permettra au Centre d’améliorer leur productivité.
Troisième partie: Evaluation de la croissance pondérale du tilapia Oreochromis mossambicus (Peter, 1852) élevé en étang
au Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Bénin
(Fondation TONON)
Evaluation de la croissance pondérale du tilapia Oreochromis mossambicus (Peter, 1852) élevé en étang au Centre de Recherche et
d’Incubation Aquacole du Bénin (Fondation TONON)
3.1- Généralités sur Oreochromis mossambicus 3.1.1- Systématique de O. mossambicus
Encore appelé Chromis mossambicus, Tilapia mossambica ou Sarotherodon mossambicus, Oreochromis mossambicus (Peters, 1852) est un tilapia. De point de vue systématique O. mossambicus se présente comme suit :
3.1.2. Morphologie
O. mossambicus possède 28 à 31 vertèbres, 15 à 17 épines dorsales, 26 à 29 rayons dorsaux, 30 à 32 écailles sur la ligne latérale, 3 épines à l'anale, 14 à 20 branchiospines sur la partie inférieure du premier arc branchial, 5 dents pharyngiennes (http://www.fishbase.org/).
Règne: Animalia
Embranchement: Chordata
Classe: Actinopterygii
Ordre: Perciformes
Famille: Cichlidae
Genre: Oreochromis
Espèce: Oreochromis
mossambicus
En ce qui concerne la coloration, les mâles sexuellement actifs se parent d'une robe d'un noir profond avec des reflets vert métalliques La partie de la tête située sous l'œil est blanche perle. Les nageoires pectorales, l'extrémité de la caudale et le liseré de la dorsale sont rouges corails. La femelle et les mâles dominants sont gris avec cinq taches en ligne sur le milieu du corps, formant parfois des barres verticales (http://www.fishbase.org/).
3.1.3- Exigences écologiques
C'est un des rares Cichlidae très facile à maintenir puisqu'il supporte des températures allant de 20 à 30°C, un pH indifférent (acide ou basique) et des eaux peu filtrées, non filtrées, voire stagnantes. Oreochromis mossambicus est considérée comme une espèce résistante et très tolérante de hautes salinités avec une croissance et une reproduction possibles à 35‰ et une survie jusqu'à 120‰ (Brock 1954; Stickney 1986). Cependant, le tilapia de Mozambique ne survit pas aux températures en-dessous10°C (Talwar & Jhingran, 1992).
3.1.4- Habitat et distribution
Le Tilapia du Mozambique est originaire du lac Malawi et de toute l'Afrique.
Il a été introduit pour l'apport en protéines dans de nombreux pays de la zone intertropicale. On le retrouve aussi bien dans l'habitat intermédiaire des lacs, dans les fleuves que dans les marais d'Afrique de l'Est. Initialement, on le trouvait dans la partie Nord d'Afrique du Sud jusqu'au Mozambique.
Actuellement, il est réparti dans tous les pays tropicaux de la planète où il a été implanté pour nourrir les populations locales. C'est la forme albinos principalement qui est utilisée dans les élevages, mais nombre d'Oreochromis mossambicus se retrouvent dans les fleuves, lacs ou petites mares où ils sont pêchés par les populations locales.
3.1.5- Données biologiques et zootechniques 3.1.5.1- Régime alimentaire et nutritionnel
Il mange tout ce qu'il trouve, y compris les petits poissons. Dans les pays où il a été importé, il met en péril certaines espèces endémiques. En aquarium il s'accommode de toute nourriture sèche, congelée ou vivante.
Oreochromis mossambicus est un microphage filtreur qui consomme essentiellement du phytoplancton et des micro-détritus divers. Il peut se comporter en filtreur de pleine eau, mais il peut aussi se nourrir aux dépens de la pellicule détritique du fond riche en algues sédimentées. Il semble que les algues les mieux retenues par le filtre branchiospinal soient les Cyanophycées filamenteuses, cependant toutes les algues présentes dans le milieu peuvent être plus ou moins consommées selon les critères de taille, de forme, ou de leur adhérence plus ou moins grande vis-à-vis du mucus qui couvre les branchiospines. Dans son milieu, O. mossambicus se nourrit de différents types de nourriture selon sa localité géographique, suivant l'habitat et la niche écologique qu'il peuple. Il creuse et dévore les plantes. Il affiche un comportement alimentaire opportuniste; les juvéniles sont en majorité omnivores, tandis que les adultes se nourrissent en majorité de détritus. Il mange aussi tout ce qu'il trouve, y compris les petits poissons. Maitipe et de Silva (1985) ont observé chez Oreochromis mossambicus des régimes alimentaires totalement différents suivant les milieux dans lesquels se trouve le poisson. Entièrement carnivore dans certains petits barrages, il est totalement herbivore ou exclusivement détritivore dans d'autres.
3.1.5.2- Croissance
Oreochromis mossambicus est connu pour sa croissance rapide avec un indice de croissance important (Amorim & Almada, 2005). Sa durée de vie est relativement courte (2 à 6 ans) et sa vitesse de croissance est extrêmement
variable selon les milieux (Oliveira & Almada, 1998). Une autre grande caractéristique d’O. mossambicus concerne son dimorphisme sexuel de croissance. A maturité, les individus mâles présentent une croissance nettement plus rapide que les femelles et atteignent une taille nettement supérieure (Pandian & Varadaraj, 1988). Ainsi, les mâles peuvent vivre longtemps avec une taille de 38 cm pour 2 kg alors que les femelles ne dépassent pas 28 cm pour 950 g (Pandian & Varadaraj, 1988).
3.1.5.3- Reproduction
O. mossambicus est polygame et pour le confort des femelles, mieux vaut en avoir plusieurs pour éviter leur épuisement. Le mâle en parure de frai creuse une cuvette de ponte sur le sable, tout en attirant les femelles par des allers retours et des frétillements. Si une femelle est gravide, elle pond dans le petit cratère. L'incubation des œufs est buccale, maternelle et dure trois semaines.
Dès la taille de 6 cm, une femelle peut pondre une trentaine d'œufs. A l'âge adulte, elle pourra incuber jusqu'à 4000 œufs, ce qui constitue un record chez les incubateurs buccaux. Les alevins sont de petite taille (8 mm). Pendant quelques jours la femelle protège les alevins en les reprenant en bouche à la moindre alerte. Au bout de deux mois, elle est prête à recommencer (http://www.aquabase.org).
Le Tilapia atteint sa maturité sexuelle très précocement (vers 6 mois et un poids qui peut être inférieur à 40 g). La femelle se reproduit à fréquence très élevée : chaque cycle reproductif dure 1 à 1,5 mois, une femelle peut ainsi se reproduire jusqu'à 10 fois par an (CIRAD, 2002). Les œufs sont incubés 3 à 5 jours. Les alevins restent dans la bouche de la femelle encore 10 à 15 jours de plus.
L'efficacité de la reproduction des Tilapias, a des conséquence paradoxales : d'un côté cette aptitude qui permet une reproduction facile et rapide dans
divers milieux tropicaux et subtropicaux explique l'intérêt accordé à ces espèces en pisciculture; d'un autre côté, elle est une source de problèmes car la prolifération des juvéniles en pisciculture, lorsqu'elle n'est pas contrôlée, et les compétitions alimentaires en résultant, conduisent à la production de populations de poissons de petites tailles, de faible valeur commerciale (http://www.gcca.net/fom/Oreochromis_mossambicus.htm).
La période de reproduction varie en fonction des régions. Par exemple certains O. mossambicus se reproduisent toute l'année dans les lacs équatoriaux, alors que dans des régions distantes de l'équateur, la même espèce présente une saison de reproduction bien définie durant les mois les plus chauds et les plus ensoleillés. Dans certains cas, la reproduction apparaît liée à la saison des pluies (Marshall, 1979). Tous les facteurs présentant une évolution saisonnière sont donc susceptibles de jouer un rôle, notamment la température et le photopériodisme.
3.1.6- Importance des tilapias au Bénin
En Afrique tropicale humide, le poisson tient une place prépondérante dans l’alimentation des populations. Les tilapias font partie des groupes dominants dans les captures halieutiques en 2008 (FAO, 2010). Au Bénin, le complexe Est (lac Nokoué, lagune de Porto-Novo, Delta de l’Ouémé et lac Toho) fourni au Pays 24035,10 tonnes de poisson dont 7950,967 tonnes de Cichlidae (Sohou et al., 2009). Les mêmes auteurs rapportent une production de 5629,481 tonnes de production halieutique annuelle dont 2695,79 tonnes de Cichlidae dans le complexe Ouest du Bénin (lagune côtière, rivière Sazoué, lacs Ahémé, Toho, Togbadji et Doukan).
De point de vue faune ichtyologique, le réseau hydrographique comporte 180 espèces réparties en 45 familles. La répartition dans les eaux intérieures donne
58 espèces et 31 familles dans la lagune côtière, 68 espèces et 33 familles dans le lac Nokoué, 72 espèces et 36 familles dans la lagune de Porto-Novo, 52 espèces et 29 familles dans le lac Ahémé, 22 espèces dans le lac Toho, 60 espèces dans le fleuve Ouémé et ses affluents, 30 espèces dans le fleuve Niger et ses affluents (MEHU, 2002) et 43 espèces et 22 familles dans la rivière Hlan (Montchowui et al., 2007). Parmi ces poissons, les Cichlidae constituent le groupe le plus important avec 10 espèces dont 7 sont principalement des tilapias essentiellement représentés par Sarotherodon melanotheron et Tilapia guineensis (Gnakadja, 2000).
Aujourd'hui, les activités piscicoles sont orientées essentiellement vers l'élevage de tilapia dans les étangs, les enclos et les cages.
3.2- Matériels et méthode 3.2.1- Matériel
Le matériel vivant est constitué des alevins d’Oreochromis mossambicus de 5 g chacun. L'élevage a été effectué dans un étang de grossissement de 800 m2 doté d'aérateurs. La densité de stockage a été de 8 alevins/m3. Le nombre d'alevins mis en charge était de 9000 soit une biomasse initiale de 45 kg.
Pour la bonne conduite de l'essai, nous avons eu à utiliser le matériel ci- dessous :
Des balances électroniques de portée 150 kg et 12 kg de marques respectives UWE® et ELMAKARUS® pour la pesée de la ration alimentaire et des alevins ;
Un Oxythemomètre de marque LUTTRON® pour mesurer la température et l’oxygène dissous ;
Un appareil photo numérique de marque SAMSUNG® pour la prise des photos ;
Un pH-mètre de marque HANNA® pour la prise du pH.
1 = Oxythemomètre ; 2 = pHmètre ; 3 = Balance électronique de portée 150 kg ; 4 = balances électroniques de portée 12 kg
Figure 5: Matériel utilisé pour déterminer les paramètres physico-chimiques de l'eau et le poids d’Oreochromis mossambicus
3.2.2- Méthodes
3.2.2.1- Nourrissage et contrôles
Les alevins ont été nourris uniquement avec de l’aliment commercial granulé titré à 35% de protéines (Skretting®). La composition de l'aliment est présentée au Tableau 1.
Les alevins après leur transfert dans l’étang, ont été nourris au Skretting® de 1 mm de diamètre durant un mois et ceci trois fois par jour (8 h, 13 h et 17h).
Après cela, ils ont été nourris deux fois par jour (08 h et 17 h) aux Skretting® de 1,8 mm ; ensuite au Skretting® de 3 mm deux fois par jour (08 h et 17 h).
Enfin, l'alimentation a été assurée avec du Skretting® de 4,5 mm servi deux fois par jour (08 h et 17 h). L'expérimentation a duré 100 jours.
1 2
3 4
3.2.2.2- Contrôle de croissance et de la qualité de l’eau
Pour évaluer la survie, les poissons morts sont relevés tous les jours dans l’étang. Le contrôle de croissance des poissons est réalisé toutes les 2 semaines. Les alevins de l'étang sont pesés au moyen d'une balance électronique. Le réajustement de la ration alimentaire est fait après chaque contrôle de croissance.
Les paramètres physico-chimiques (Température, Oxygène dissous et pH) sont mesurés tous les 3 jours.
3.2.2.3- Traitement des données et analyses statistiques
Les valeurs des paramètres physico-chimiques ont été enregistrées et calculées au moyen de Microsoft Excel 2007.
Les moyennes de paramètres physico-chimiques ont été calculées par la procédure summary(XXX) de R (http://cran.r-project.org). Les corrélations entre les paramètres physico-chimiques ont été calculées par la procédure cor(XXX) de R. La significativité de chaque corrélation a été estimée par la procédure cor.test (variable1, variable2, data=XXX) de R.
Tableau 1I: Composition bromatologique des différents types de Skretting® pour tilapia
PB = Protéine Brute , MGB = Matière Grasse Brute , CB = Cellulose Brute , Ce = Cendre , Ca = Calcium , Na = Sodium , P = Phosphore , Lys = Lysine , Lip =lipide , Vit A= Vitamine A , Vit D3 = Vitamine D3, Vit E = Vitamine E , Cu = Cuivre , Mg = Manganèse , Zn = Zinc , Se
= Sélénium . Taille
(mm)
Teneurs analytiques en % Additives en mg/kg Oligo-éléments en mg
PB MGB CB Ce Ca Na P Lys Lip Vit A Vit D3 Vit E Fer Iode Cu Mg Zn Se
0,2 52 0 0,2 8 1,5 0,7 1,1 0 0 15000 1800 0 100 5,1 0 36 130 0,25
0,3 62 4 0,2 8 0,8 0 0 0 0 15000 1800 0 100 5,1 0 36 130 0
0,5 57 15 0,1 11 200 0 1,8 0 0 7500 1125 0 0 0 8 0 0 0
0,7 57 15 0,1 11 0 0 1,8 0 0 7500 1125 200 0 0 8 0 0 0
1 57 15 0,5 10,5 0 0 1,5 0 0 7500 1125 200 0 0 8 0 0 0
1,8 55 15 0,7 10,5 0 0 1,5 0 0 7500 1125 225 0 0 8 0 0 0
2 45 14 2,6 7,5 1,5 0,4 1 0 0 7500 750 0 58 2,9 7 22 150 0
3 35 0 3,4 6 1 0 1 9 1,5 5000 750 150 0 0 5 0 0 0
4,5 35 9 3,5 6 1 0 1 0 1,5 5000 750 150 0 5 0 0 0 0
3.3- Résultats et discussion
3.3.1- Qualité physicochimique de l'eau d'élevage
La température de l'eau a été en moyenne égale à 30,83°C avec un faible coefficient de variation (2,89%) indiquant que son estimation est précise. O.
mossambicus ne survit pas à des températures inférieures 10°C (Talwar &
Jhingran, 1992). La moyenne observée ne constitue donc pas un facteur limitant pour la croissance des individus de l'espèce. La gamme de température recommandée pour cette espèce est 10°C à 42°C (www.fishbase.org/references/FBRefSummary.php?ID=3).
Le pH et le taux d'oxygène dissous ont été respectivement 6,5 et 4,63 mg/l, avec des coefficients de variation respectifs de 15,88% et 19,89%. Ces derniers coefficients de variation sont relativement élevés et montrent ainsi que la dispersion autour de ces moyennes est grande. O. mossambicus tolère de faibles niveaux d'oxygène et peut utiliser l'oxygène atmosphérique quand celui-ci diminue dans l'eau (Philippart & Ruwet, 1982). L’élévation et/ou la diminution des paramètres physico-chimiques tels que la température, le pH et l’oxygène dissous est symptomatique de la qualité de l’eau d’élevage et pourrait justifier la croissance et les mortalités observées.
Dans l'ensemble, les paramètres physico-chimique ont été moins corrélés entre eux (p>0,05). De plus, ils sont inversement liés entre eux. Frimpong et al. (2014) arrivent aux mêmes observations au Ghana en pisciculture.
Tableau 2: Variation des paramètres physico-chimiques de l'eau d'élevage
Paramètres M DS CV (%)
Temperature (°C) 30,83 0,89 2,89
pH 6,513 1,03 15,88
Oxygène dissous (mg/l) 4,63 0,92 19,89
DS : Déviation Standard ; M : Moyenne ; CV: Coefficient de variation
Tableau 3: Corrélation entre les paramètres physico-chimiques de l’eau
Température pH OD
Température 1 -0,06NS -0,16NS
pH 1 -0,39NS
OD 1
NS : p > 0,05; OD : Oxygène Dissous
3.3.2- Croissance des individus de O. mossambicus
Le poids moyen individuel a été égal à 5 g, 25 g, 45 g et 73 g respectivement à la première, deuxième, troisième et quatrième pêche de contrôle. Dans l'ordre des pêches de contrôle, la longueur totale des alevins a été égale à 5,5 cm, 9,2 cm, 16,9 cm et 22 cm. Ces valeurs sont similaires à celles de Pandian
& Varadaraj (1988) (28 cm pour 95 g).
A l'issue de l'élevage, le taux de survie a été de 99,79%, le quotient nutritif de 0,73, la biomasse nette de 610613 g et la biomasse par mètre carré de 763,27 g/m2.
PCi=Pêche de Contrôle i; PMI=Poids Moyen Individuel (g); LT=Longueur Totale (cm)
Figure 6: Courbe de croissance d’O. mossambicus en étang
3.4. Conclusion et perspectives
En somme, notre stage au Centre de Recherche et d’Incubation Aquacole du Benin, nous a permis de vivre les réalités du milieu professionnel, de pouvoir mettre en pratique les enseignements théoriques reçus lors de notre formation et de nous familiariser avec les difficultés liées à cette profession. Par ailleurs, l'essai que nous avons réalisé nous a permis de mettre en évidence la possibilité de promouvoir l'élevage d’Oreochromis mossambicus au Bénin.
C’est pour cela que nous suggérons qu'une étude plus approfondie prenant en compte toutes les étapes de la production de cette espèce soit initiée. Aussi, faudra-il évaluer l'impact de l'introduction de cette espèce dans la pisciculture béninoise et dans les cours d'eau du pays.
Nous suggérons qu'une étude plus approfondie prenant en compte toutes les étapes de la production de cette espèce soit initiée. Aussi, faudra-il évaluer l'impact de l'introduction de cette espèce dans la pisciculture béninoise et dans les cours d'eau du pays.
