La tularémie : Maladie ré-émergente curable.

FACULTE DE MEDECINE ET DE PHARMACIE –RABAT ANNEE : 2015 THESE N° : 54

LA tularémie : MALADIE

Réémergente curable.

THESE

Présentée et soutenue publiquement le :……….

PAR

Mr. EL BHAR ABDESSAMAD

Né le 01 Janvier 1986 à Sidi Kacem

Pour l'Obtention du Doctorat En Pharmacie

MOTS CLES : La tularémie, Francisella tularensis, Ulcéroganglionnaire,

SDRA, Fluoroquinolones.

MEMBRES DE JURY

Mme. S. TELLAL PRESIDENT

Professeur de Biochimie

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13

UNIVERSITE MOHAMMED V DE RABAT FACULTE DE MEDECINE ET DE PHARMACIE - RABAT DOYENS HONORAIRES :

1962 – 1969 : Professeur Abdelmalek FARAJ 1969 – 1974 : Professeur Abdellatif BERBICH

1974 – 1981 : Professeur Bachir LAZRAK 1981 – 1989 : Professeur Taieb CHKILI

1989 – 1997 : Professeur Mohamed Tahar ALAOUI 1997 – 2003 : Professeur Abdelmajid BELMAHI

2003 – 2013 : Professeur Najia HAJJAJ - HASSOUNI

ADMINISTRATION :

Doyen : Professeur Mohamed ADNAOUI

Vice Doyen chargé des Affaires Académiques et estudiantines Professeur Mohammed AHALLAT

Vice Doyen chargé de la Recherche et de la Coopération Professeur Taoufiq DAKKA

Vice Doyen chargé des Affaires Spécifiques à la Pharmacie Professeur Jamal TAOUFIK

Secrétaire Général : Mr. El Hassane AHALLAT

1- ENSEIGNANTS-CHERCHEURS MEDECINS ET

PHARMACIENS PROFESSEURS :

Mai et Octobre 1981

Pr. MAAZOUZI Ahmed Wajih Chirurgie Cardio-Vasculaire Pr. TAOBANE Hamid* Chirurgie Thoracique Mai et Novembre 1982

Pr. BENOSMAN Abdellatif Chirurgie Thoracique Novembre 1983

Pr. BENSAID Younes Pathologie Chirurgicale Pr. EL ALAOUI Faris Moulay El Mostafa Neurologie

Janvier, Février et Décembre 1987

Pr. AJANA Ali Radiologie

Pr. CHAHED OUAZZANI Houria Gastro-Entérologie Pr. EL YAACOUBI Moradh Traumatologie Orthopédie Pr. ESSAID EL FEYDI Abdellah Gastro-Entérologie

Pr. LACHKAR Hassan Médecine Interne Pr. YAHYAOUI Mohamed Neurologie Décembre 1988

Pr. BENHAMAMOUCH Mohamed Najib Chirurgie Pédiatrique Pr. DAFIRI Rachida Radiologie

Pr. HERMAS Mohamed Traumatologie Orthopédie Décembre 1989

Pr. ADNAOUI Mohamed Médecine Interne –Doyen de la FMPR Pr. BOUKILI MAKHOUKHI Abdelali* Cardiologie

Pr. CHAD Bouziane Pathologie Chirurgicale Pr. OUAZZANI Taïbi Mohamed Réda Neurologie

Janvier et Novembre 1990

Pr. CHKOFF Rachid Pathologie Chirurgicale Pr. HACHIM Mohammed* Médecine-Interne

Pr. KHARBACH Aîcha Gynécologie -Obstétrique Pr. MANSOURI Fatima Anatomie-Pathologique Pr. TAZI Saoud Anas Anesthésie Réanimation Février Avril Juillet et Décembre 1991

Pr. AL HAMANY Zaîtounia Anatomie-Pathologique

Pr. AZZOUZI Abderrahim Anesthésie Réanimation –Doyen de la FMPO Pr. BAYAHIA Rabéa Néphrologie

Pr. BELKOUCHI Abdelkader Chirurgie Générale Pr. BENCHEKROUN Belabbes Abdellatif Chirurgie Générale Pr. BENSOUDA Yahia Pharmacie galénique Pr. BERRAHO Amina Ophtalmologie

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Pr. CHOKAIRI Omar Histologie Embryologie Pr. KHATTAB Mohamed Pédiatrie

Pr. SOULAYMANI Rachida Pharmacologie – Dir. du Centre National PV Pr. TAOUFIK Jamal Chimie thérapeutique

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Pr. FELLAT Rokaya Cardiologie Pr. GHAFIR Driss* Médecine Interne Pr. JIDDANE Mohamed Anatomie

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Mars 1994

Pr. BENJAAFAR Noureddine Radiothérapie Pr. BEN RAIS Nozha Biophysique Pr. CAOUI Malika Biophysique

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Pr. EL BARDOUNI Ahmed Traumato-Orthopédie Pr. EL HASSANI My Rachid Radiologie

Pr. ERROUGANI Abdelkader Chirurgie Générale- Directeur CHIS Pr. ESSAKALI Malika Immunologie

Pr. ETTAYEBI Fouad Chirurgie Pédiatrique Pr. HADRI Larbi* Médecine Interne Pr. HASSAM Badredine Dermatologie Pr. IFRINE Lahssan Chirurgie Générale Pr. JELTHI Ahmed Anatomie Pathologique Pr. MAHFOUD Mustapha Traumatologie – Orthopédie

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Pr. SENOUCI Karima Dermatologie

Mars 1994

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Pr. OUAZZANI CHAHDI Bahia Ophtalmologie Pr. SEFIANI Abdelaziz Génétique

Pr. ZEGGWAGH Amine Ali Réanimation Médicale Décembre 1996

Pr. AMIL Touriya* Radiologie

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Pr. ZBIR EL Mehdi* Cardiologie

Novembre 1997

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Pr. BIROUK Nazha Neurologie Pr. CHAOUIR Souad* Radiologie Pr. ERREIMI Naima Pédiatrie Pr. FELLAT Nadia Cardiologie

Pr. HAIMEUR Charki* Anesthésie Réanimation Pr. KADDOURI Noureddine Chirurgie Pédiatrique Pr. KOUTANI Abdellatif Urologie

Pr. LAHLOU Mohamed Khalid Chirurgie Générale Pr. MAHRAOUI CHAFIQ Pédiatrie

Pr. OUAHABI Hamid* Neurologie Pr. TAOUFIQ Jallal Psychiatrie

Pr. YOUSFI MALKI Mounia Gynécologie Obstétrique Novembre 1998

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Pr. BENOMAR ALI Neurologie – Doyen Abulcassis Pr. BOUGTAB Abdesslam Chirurgie Générale

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Pr. GHARBI Mohamed El Hassan Endocrinologie et Maladies Métaboliques Pr. HSSAIDA Rachid* Anesthésie-Réanimation

Pr. LAHLOU Abdou Traumatologie Orthopédie Pr. MAFTAH Mohamed* Neurochirurgie

Pr. MAHASSINI Najat Anatomie Pathologique Pr. MDAGHRI ALAOUI Asmae Pédiatrie

Pr. NASSIH Mohamed* Stomatologie Et Chirurgie Maxillo-Faciale Pr. ROUIMI Abdelhadi* Neurologie

Décembre 2000

Pr. ZOHAIR ABDELAH* ORL Décembre 2001

Pr. ABABOU Adil Anesthésie-Réanimation Pr. BALKHI Hicham* Anesthésie-Réanimation Pr. BENABDELJLIL Maria Neurologie

Pr. BENAMAR Loubna Néphrologie

Pr. BENAMOR Jouda Pneumo-phtisiologie Pr. BENELBARHDADI Imane Gastro-Entérologie Pr. BENNANI Rajae Cardiologie

Pr. EL MADHI Tarik Chirurgie-Pédiatrique Pr. EL OUNANI Mohamed Chirurgie Générale Pr. ETTAIR Said Pédiatrie

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Décembre 2002

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Pr. MABROUK Hfid* Traumatologie Orthopédie Pr. MOUSSAOUI RAHALI Driss* Gynécologie Obstétrique Pr. MOUSTAGHFIR Abdelhamid* Cardiologie

Pr. THIMOU Amal Pédiatrie

Pr. ZENTAR Aziz* Chirurgie Générale Janvier 2004

Pr. ABDELLAH El Hassan Ophtalmologie

Pr. AMRANI Mariam Anatomie Pathologique Pr. BENBOUZID Mohammed Anas Oto-Rhino-Laryngologie Pr. BENKIRANE Ahmed* Gastro-Entérologie Pr. BOUGHALEM Mohamed* Anesthésie Réanimation

Pr. BOULAADAS Malik Stomatologie et Chirurgie Maxillo-faciale Pr. BOURAZZA Ahmed* Neurologie

Pr. CHAGAR Belkacem* Traumatologie Orthopédie Pr. CHERRADI Nadia Anatomie Pathologique Pr. EL FENNI Jamal* Radiologie

Pr. EL HANCHI ZAKI Gynécologie Obstétrique Pr. EL KHORASSANI Mohamed Pédiatrie

Pr. EL YOUNASSI Badreddine* Cardiologie Pr. HACHI Hafid Chirurgie Générale Pr. JABOUIRIK Fatima Pédiatrie

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Pr. MOUGHIL Said Chirurgie Cardio-Vasculaire Pr. OUBAAZ Abdelbarre* Ophtalmologie

Pr. TARIB Abdelilah* Pharmacie Clinique Pr. TIJAMI Fouad Chirurgie Générale Pr. ZARZUR Jamila Cardiologie Janvier 2005

Pr. ABBASSI Abdellah Chirurgie Réparatrice et Plastique Pr. AL KANDRY Sif Eddine* Chirurgie Générale

Pr. ALAOUI Ahmed Essaid Microbiologie Pr. ALLALI Fadoua Rhumatologie Pr. AMAZOUZI Abdellah Ophtalmologie Pr. AZIZ Noureddine* Radiologie Pr. BAHIRI Rachid Rhumatologie Pr. BARKAT Amina Pédiatrie

Pr. BENHALIMA Hanane Stomatologie et Chirurgie Maxillo Faciale Pr. BENYASS Aatif Cardiologie

Pr. BERNOUSSI Abdelghani Ophtalmologie Pr. CHARIF CHEFCHAOUNI Mohamed Ophtalmologie Pr. DOUDOUH Abderrahim* Biophysique

Décembre 2005

Pr. CHANI Mohamed Anesthésie Réanimation Avril 2006

Pr. ACHEMLAL Lahsen* Rhumatologie Pr. AKJOUJ Said* Radiologie Pr. BELMEKKI Abdelkader* Hématologie Pr. BENCHEIKH Razika O.R.L Pr. BIYI Abdelhamid* Biophysique

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Pr. BOULAHYA Abdellatif* Chirurgie Cardio – Vasculaire Pr. CHENGUETI ANSARI Anas Gynécologie Obstétrique

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Pr. FAROUDY Mamoun Anesthésie Réanimation Pr. GHADOUANE Mohammed* Urologie

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Pr. SOUALHI Mouna Pneumo – Phtisiologie Pr. TELLAL Saida* Biochimie

Pr. ZAHRAOUI Rachida Pneumo – Phtisiologie Octobre 2007

Pr. ABIDI Khalid Réanimation médicale Pr. ACHACHI Leila Pneumo phtisiologie Pr. ACHOUR Abdessamad* Chirurgie générale

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Pr. AMMAR Haddou* ORL

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Pr. EL MOUSSAOUI Rachid Anesthésie réanimation Pr. EL OMARI Fatima Psychiatrie

Pr. GANA Rachid Neuro chirurgie

Pr. GHARIB Noureddine Chirurgie plastique et réparatrice Pr. HADADI Khalid* Radiothérapie

Pr. ICHOU Mohamed* Oncologie médicale Pr. ISMAILI Nadia Dermatologie Pr. KEBDANI Tayeb Radiothérapie

Pr. LALAOUI SALIM Jaafar* Anesthésie réanimation Pr. LOUZI Lhoussain* Microbiologie

Pr. MADANI Naoufel Réanimation médicale Pr. MAHI Mohamed* Radiologie Pr. MARC Karima Pneumo phtisiologie Pr. MASRAR Azlarab Hématologique Pr. MOUTAJ Redouane * Parasitologie

Pr. MRABET Mustapha* Médecine préventive santé publique et hygiène

Pr. MRANI Saad* Virologie

Pr. OUZZIF Ez zohra* Biochimie-chimie Pr. RABHI Monsef* Médecine interne Pr. RADOUANE Bouchaib* Radiologie Pr. SEFFAR Myriame Microbiologie Pr. SEKHSOKH Yessine* Microbiologie Pr. SIFAT Hassan* Radiothérapie

Pr. TABERKANET Mustafa* Chirurgie vasculaire périphérique Pr. TACHFOUTI Samira Ophtalmologie

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Pr. TANANE Mansour* Traumatologie orthopédie Pr. TLIGUI Houssain Parasitologie

Pr. TOUATI Zakia Cardiologie

Décembre 2007

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Pr. AZENDOUR Hicham* Anesthésie Réanimation Pr. BELYAMANI Lahcen* Anesthésie Réanimation Pr. BJIJOU Younes Anatomie

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Pr. KARBOUBI Lamya Pédiatrie Pr. L’KASSIMI Hachemi* Microbiologie

Pr. LAMSAOURI Jamal* Chimie Thérapeutique Pr. MARMADE Lahcen Chirurgie Cardio-vasculaire Pr. MESKINI Toufik Pédiatrie

Pr. MESSAOUDI Nezha * Hématologie biologique Pr. MSSROURI Rahal Chirurgie Générale Pr. NASSAR Ittimade Radiologie

Pr. OUKERRAJ Latifa Cardiologie

Pr. RHORFI Ismail Abderrahmani * Pneumo-phtisiologie Pr. ZOUHAIR Said* Microbiologie PROFESSEURS AGREGES :

Octobre 2010

Pr. ALILOU Mustapha Anesthésie réanimation Pr. AMEZIANE Taoufiq* Médecine interne Pr. BELAGUID Abdelaziz Physiologie Pr. BOUAITY Brahim* ORL

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Pr. EL MAZOUZ Samir Chirurgie plastique et réparatrice Pr. EL SAYEGH Hachem Urologie

Pr. NAZIH Mouna* Hématologie

Pr. ZOUAIDIA Fouad Anatomie pathologique Mai 2012

Pr. AMRANI Abdelouahed Chirurgie Pédiatrique Pr. ABOUELALAA Khalil* Anesthésie Réanimation Pr. BELAIZI Mohamed* Psychiatrie

Pr. BENCHEBBA Driss* Traumatologie Orthopédique Pr. DRISSI Mohamed* Anesthésie Réanimation Pr. EL ALAOUI MHAMDI Mouna Chirurgie Générale Pr. EL KHATTABI Abdessadek* Médecine Interne Pr. EL OUAZZANI Hanane* Pneumophtisiologie Pr. ER-RAJI Mounir Chirurgie Pédiatrique Pr. JAHID Ahmed Anatomie pathologique Pr. MEHSSANI Jamal* Psychiatrie

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Pr. AHID Samir Pharmacologie – Chimie Pr. AIT EL CADI Mina Toxicologie

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Pr. RAHMANI Mounia Neurologie Pr. REDA Karim* Ophtalmologie Pr. REGRAGUI Wafa Neurologie Pr. RKAIN Hanan Physiologie Pr. ROSTOM Samira Rhumatologie

Pr. ROUAS Lamiaa Anatomie Pathologique Pr. ROUIBAA Fedoua* Gastro-Entérologie Pr. SALIHOUN Mouna Gastro-Entérologie

Pr. SAYAH Rochde Chirurgie Cardio-Vasculaire Pr. SEDDIK Hassan* Gastro-Entérologie

Pr. ZERHOUNI Hicham Chirurgie Pédiatrique Pr. ZINE Ali* Traumatologie Orthopédie Avril 2013

Pr. EL KHATIB Mohamed Karim* Stomatologie et Chirurgie Maxillo-faciale Pr. GHOUNDALE Omar* Urologie

Pr. ZYANI Mohammad* Médecine Interne

*

Enseignants Militaires

Pr. ALAOUI SLIMANI Lalla Naïma Histologie-Embryologie

Pr. ANSAR M’hammed Chimie Organique et Pharmacie Chimique Pr. BOUHOUCHE Ahmed Génétique Humaine

Pr. BOUKLOUZE Abdelaziz Applications Pharmaceutiques Pr. BOURJOUANE Mohamed Microbiologie

Pr. BARKYOU Malika Histologie-Embryologie Pr. CHAHED OUAZZANI Lalla Chadia Biochimie – chimie Pr. DAKKA Taoufiq Physiologie

Pr. DRAOUI Mustapha Chimie Analytique Pr. EL GUESSABI Lahcen Pharmacognosie Pr. ETTAIB Abdelkader Zootechnie Pr. FAOUZI Moulay El Abbes Pharmacologie Pr. HAMZAOUI Laila Biophysique Pr. HMAMOUCHI Mohamed Chimie Organique Pr. IBRAHIMI Azeddine Biologie moléculaire Pr. KHANFRI Jamal Eddine Biologie

Pr. OULAD BOUYAHYA IDRISSI Med Chimie Organique Pr. REDHA Ahlam Chimie

Pr. TOUATI Driss Pharmacognosie Pr. ZAHIDI Ahmed Pharmacologie Pr. ZELLOU Amina Chimie Organique

Mise à jour le 09/01/2015 par le Service des Ressources Humaines

A ALLAH

Tout puissant

Qui m’a inspiré

Qui m’a guidé dans le bon chemin

Je vous dois ce je suis devenue

Louanges et remerciements

Pour votre clémence et miséricorde

A ma Mère

Maman, je pourrais passer ma vie à chercher les mots qui

exprime mes sentiments d’amour, de respect et de gratitude

pour la personne qui m’a pris par la main quand j’étais

petit et qui m’a guidée sur le chemin du bonheur.

Tu m’as enseignée, par ton amour et ton expérience, tout ce

qui fait que je suis qui je suis et ce qui me donne la force de

croire en moi.

Aucun merci ne saurait exprimer mon amour, et ma forte

reconnaissance. Je t’aime maman, qu’Allah te protège et te

garde pour moi et ma sœur.

A ma chère sœur

En témoignage de toute l’affection et des profonds

sentiments fraternels que je vous porte et de l’attachement

qui nous unit.

Je vous souhaite du bonheur et de succès dans toute votre

vie.

A l’âme de mon père

A l’âme de mon père qui m’a quitté sans voir le fruit de son

éducation. Lui qui m’a transmis l’amour du travail,

l’amour de sacrifice et celui de continuer à donner sans

A NOTRE MAITRE ET PRESIDENT DE THESE

LE PROFESSEUR S. TELAL

Pharmacien Officier Féminin de 1

ére

Classe

Professeur de Biochimie

Chef du Service de la Formation Continue

A l’Hôpital Militaire d’Instruction Mohammed V de RABAT

Nous sommes très sensibles à l’honneur que vous nous faites en

acceptant la présidence de notre jury de thèse.

Vous nous avez accueillis avec simplicité, bonté et gentillesse.

Vous serez, pour nous, l’exemple de droiture et de sérieux dans

l’exercice de la profession.

Votre compétence, votre dynamisme, votre rigueur et vos qualités

humaines ont suscité en nous une grande admiration et sont pour vos

élèves un exemple à suivre.

A NOTRE MAITRE ET RAPPORTEUR DE THESE

MADAME LE PROFESSEUR S. EL HAMZAOUI

Médecin colonel Spécialiste de Val de Grâce

Professeur de Microbiologie

A l’Hôpital Militaire d’Instruction Mohammed V de RABAT

Nous tenons à vous exprimer toute notre reconnaissance, pour

l’honneur que vous nous avez fait en acceptant de diriger ce travail.

Vos conseils et vos orientations nous ont été très précieux. Nous

espérons être dignes de votre confiance.

Veuillez trouver ici, cher Maître, l’expression de nos vifs

remerciements et de notre estime.

A NOTRE MAITRE ET JUGE DE THESE

MONSIEUR LE PROFESSEUR Y. SEKHSOKH

Médecin Lt. Colonel

Professeur Agrégé en Microbiologie

A l’Hôpital Militaire d’Instruction Mohammed V de RABAT

Nous tenons à vous remercier de votre aide à l’élaboration de ce

travail.

Nous avons beaucoup apprécié votre gentillesse qui nous a ému au

même titre que l’accueil amical que vous m’avez toujours réservé et ce

malgré vos occupations et la plénitude de votre temps.

Veuillez trouver ici, le témoignage de notre gratitude et nos vifs

remerciements.

A NOTRE MAITRE ET JUGE DE THESE

MONSIEUR LE PROFESSEUR A. GAOUZI

Professeur de Pédiatrie

Au CHU Ibn Sina de Rabat

Nous vous remercions vivement de l’honneur que vous nous faites

en siégeant dans ce jury.

Que votre sérieux et votre rigueur de travail, ainsi que votre

dévouement professionnel sans limites soient pour nous un exemple à

suivre.

Veuillez trouver, cher Maître, le témoignage de notre grande

estime et de notre sincère reconnaissance.

INTRODUCTION

... 1  HISTORIQUE ... 3

LA TULAREMIE ET SON AGENT ETIOLOGIQUE

... 6

I. AGENT ETIOLOGIQUE : CLASSIFICATION ... 7 II. MORPHOLOGIE DE FRANCISELLA TULARENSIS ... 18 III. CARACTERES CULTURAUX ... 18

IV. CARACTERES DE DIFFERENCIATION ENTRE LES ESPECES ET LES SOUS-ESPECES ... 22

V. CARACTERES GENOTYPIQUES ... 26 VI. FACTEURS DE VIRULENCE ... 30

VI.1. La capsule : ... 30 VI.2. Le lipopolysaccharide ... 31 VI.3. L’îlot de pathogénicité de Francisella tularensis ... 32 VI.4. Les systèmes de sécrétion ... 35 1) Le système de sécrétion de type I : (SST I) ... 37 2) Le système de sécrétion de type II (SST II) et Pili de type IV ... 37

LA VIE INTRA-MACROPHAGIQUE DE FRANCISELLA TULARENSIS

... 40

I. Adhésion et internalisation ... 41 II. Contrôle du phagosome par Francisella tularensis ... 43

II.1. Maturation du phagosome ... 43 II.2. Acidification phagosomale ... 45 II.3. Inhibition du « burst oxydatif » ... 46 III. Destin intracellulaire de Francisella tularensis ... 49 III.1. Sortie du phagosome et multiplication intracytosolique ... 49 III.2. Adaptations métaboliques et nutritionnelles lors de la phase

cytosolique ... 51 III.3. Déclenchement de la mort cellulaire de l’hôte et sortie de la cellule

... 52

EPIDEMIOLOGIE

... 54

I. RESERVOIR ... 55 II. TRANSMISSION VERS L’HOMME ... 56 III. REPARTITION GEOGRAPHIQUE ... 58

DIAGNOSTIC

... 63

I.1 Clinique ... 64

I.1.1 Tularémie ulcéroganglionnaire ... 65 I.1.2 Tularémie ganglionnaire ... 68 I.1.3 Tularémie typhoïdique ou typhique ... 69 I.1.4 Tularémie pulmonaire ... 70 I.1.5 Tularémie oculoganglionnaire ... 72 I.1.6 Tularémie oropharyngée ou pharyngo-ganglionnaire ... 73 I.1.7 Forme septicémique ... 74 I.1.8 Formes atypiques ... 74

I.2 Paraclinique ... 79

I.2.1 précautions de manipulation de Francisella tularensis ... 79 I.2.2 Prélèvements ... 82 I.2.3 Bactériologie ... 84 I.2.3.1 Examen microscopique à l’état frais : ... 84 I.2.3.2 Cultures ... 84 I.2.3.2.1 Milieux de cultures ... 84 I.2.3.2.2 Microscopie optique à partir de culture ... 87 I.2.3.2.3 Antibiogramme ... 88 I.2.3.2.4 Inoculation à la souris ... 94 I.2.3.3 Biochimie ... 95 I.2.3.4 Sérologie ... 97 I.2.3.4.1 Sérodiagnostique ou diagnostic indirect ... 97

I.2.3.4.2 Détection de l’antigène: DFA ... 102 I.2.3.5 Biologie moléculaire : La PCR ... 103 I.2.3.6 Hématologie ... 106 I.2.3.7 Autres Analyses ... 106 I.2.3.7.1 L’intradermo-réaction (IDR) ... 106 I.2.3.7.2 L’examen histo-pathologique ... 107

II. DIAGNOSTIC DIFFERENTIEL... 108

TRAITEMENT ET PROPHYLAXIE

... 115

I. TRAITEMENT CURATIF ... 116 II. TRAITEMENT PROPHYLACTIQUE ... 119 III. LA PROPHYLAXIE POST-EXPOSITION ... 122

MISE EN OEUVRE

... 123

1. Manifestation particulière de tularémie : Lésion alopéciante

érythémato-papuleuse du cuir chevelu

... 124

2. Tularémie ganglionnaire sévère au cours d’un traitement

par un anticorps monoclonal anti-TNF alpha humain

recombinant

... 127

CONCLUSION

... 134

ANNEXES

... 137 Annexe I ... 138 Annexe II ... 140

RESUME

... 143

BIBLIOGRAPHIE

ANSM Agence Nationale de Sécurité du Médicament et des

produits de santé

BMM Bone Marrow derived Macrophages

CDC Center for Diseases Control and Prevention DFA The Direct Fluorescent Antibody

FAS Fatty Acid Synthase

FCP Francisella Containing Phagosome

FITC Fluorescéine IsoThioCyanate FPI Francisella Pathogenicity Island

IDR IntraDermo-Réaction

igl Intracellular Growth Locus

LAMP-1 Lysosomal-Associated Membrane Protein

LPS LipoPolySaccharide

LVS Live Vaccine Strain

PAMPs Pathogen-Associated Molecular Patterns

PBS Phosphate-Buffered Saline

pdp Pathogenicity Determinant Protein

ROS Reactive Oxygen Species

SDRA Syndrome de Détresse Respiratoire Aigue SR-A Scavenger Receptor de classe A

SST Système de Sécrétion de Type

Figure 1 : Aspect des colonies de Francisella philomiragia (A), de Francisella

tularensis subsp novicida (B) et de Francisella tularensis subsp. tularensis (C) à partir d’un isolement sur gélose chocolat enrichie, après

72 heures d’incubation à 37°C.

Figure 2 : Francisella tularensis holarctica en microscopie électronique à

transmission. Grossissement × 100K ; la flèche pointe la capsule de la bactérie (Service de microscopie du CRSSA – MC Gentilhomme, MC Valade).

Figure 3 : Organisation de l’îlot de pathogénicité de Francisella (FPI) (d’après Nano

et coll.). La désignation des gènes, d’après l’annotation du génome de la souche Francisella tularensis subsp. tularensis SCHU S4, apparait au-dessus et les noms des gènes attribués d’après les travaux publiés apparaissent en dessous des flèches.

Figure 4 : Visualisation par microscopie électronique à transmission d’un pili

(flèche) de Francisella tularensis subsp. tularensis 278/06. (Service de microscopie du CRSSA – MC Gentilhomme, MC Valade).

Figure 5 : Détail de l’entrée et du contrôle du phagosome par Francisella tularensis. Figure 6 : Cycle de réplication de Francisella tularensis dans les macrophages.

Figure 7 : Distribution mondiale des cas d’infections causées par les sous-espèces :

tularensis, holarctica, mediastica et novicida.

Figure 8 : Chancre tularémique.

Figure 12 : Elargissement d’un ganglion lymphatique au cours de tularémie

ganglionnaire.

Figure 13 : Cliché thoracique lors d’une tularémie pulmonaire. Figure 14 : Tularémie oculoganglionnaire.

Figure 15 : Tularémides : Erythème polymorphe tularémique.

Figure 16 : Schéma simplifier d’un triple emballage : (Selon les normes de la classe 6.2. de l’O.N.U.).

Figure 17 : Aspect cultural sur gélose chocolat Polyvitex® après 48 à 72h d’incubation à 37o

C.

Figure 18 : Francisella tularensis : coloration de Gram (G×1000).

Figure 19 : Détermination de la CMI par E-test sur un milieu de Mueller-Hinton enrichi (Isovitalex®) après 48h d’incubation à 37o

C.

Figure 20 : Détermination de la CMI par E-test.

Figure 21 : Détermination de la CMI de 5 antibiotiques (A-E) par microméthode de dilution en milieu liquide (bouillon Mueller-Hinton modifié).

Figure 22 : Apposition de rate de souris 72h après l’inoculation percutanée d’une

suspension de Francisella tularensis après coloration de May Grünwald Giemsa (MGG).

Figure 23 : Agglutination sur lame pour Francisella tularensis.

Figure 24 : Les bactéries de Francisella tularensis sous un microscope à fluorescence (G×630).

Figure 25 : Lésion inflammatoire du cuir chevelu. Figure 26 : Adénopathies cervicales.

Tableau I : Position taxonomique des espèces du genre Francisella.

Tableau II : Classification des agents de bioterrorisme potentiels.

Tableau III : Liste des agents biologiques pathogènes des groupes 2, 3 et 4:

Tableau A (Les bactéries).

Tableau IV : Caractères phénotypiques de différenciation entre les espèces

et les sous-espèces appartenant au genre Francisella.

Tableau V : la localisation géographique et le niveau de virulence de principales espèces de Francisella et sous-espèces de Francisella

tularensis.

Tableau VI : caractéristiques principales pour chaque forme clinique de

tularémie.

Tableau VII : Conduite à tenir des prélèvements au cours d’un diagnostic

de la tularémie.

Tableau VIII : Les milieux de cultures pour Francisella tularensis.

Tableau IX : Caractères biochimiques permettant la différenciation des 3

sous-espèces de Francisella tularensis.

Tableau X : Caractères phénotypiques de différenciation entre les trois biotypes de Francisella tularensis subsp. holarctica.

Tableau XI : Marqueurs chromosomiques permettant la discrimination des

sous espèces du genre Francisella par PCR.

Tableau XII : Maladies semblables à chaque forme de tularémie. Tableau XIII : comparaison entre tularémie et d’autres maladies. Tableau XIV : Recommandations européennes pour le traitement et la

Tularémie appelée aussi maladie de Francis, fièvre de la mouche du cerf, la fièvre du lapin « rabbit fever » ou du lemming (nom vernaculaire ambigu désignant différents petits rongeurs subnivaux), Deer fly fever (Deer fly = Chrysops en Français), maladie de Ohara ou Yato-Byo au Japon, fièvre de la vallée de Pahvant, est une anthropozoonose cosmopolite due à un petit coccobacille aérobie, Francisella

tularensis, dont les réservoirs sont nombreux (lièvres, lapins, sangliers, petits

rongeurs sauvages, écureuils, tiques et autres insectes) [1,2].



En effet, la tularémie est une maladie infectieuse essentiellement observée chez l’animal, qui peut être transmise accidentellement à l’homme [3,4,5].



Cette maladie a une présentation clinique et une gravité variables selon la voie d’infection et la sous-espèce bactérienne en cause. Francisella tularensis subsp tularensis (anciennement type A) est responsable d’infections graves et la littérature lui attribue une létalité pouvant atteindre 30% au cours des formes pulmonaires en l’absence de traitement [3,6]. Son aire de répartition géographique est cependant limitée à l’Amérique du Nord [6,7].



C’est important de noter qu’en dehors de Francisella tularensis, aucune bactérie ne peut franchir la peau en l’absence d’une plaie [8] et que cette bactérie peut être envisagée comme agent potentiel de la guerre bactériologique, en sachant qu’il suffit d’une petite quantité de bactéries pour déclencher la maladie [9], et que d’après les prévisions de l’OMS, 50 kg de Francisella tularensis répandus sur une agglomération de 5 millions



Les principaux objectifs de notre travail sont donc de décrire l’agent étiologique de la tularémie, de diagnostiquer une suspicion de la maladie et d’ajuster les moyens thérapeutiques et préventifs.



Historique :

Rétrospectivement, le premier cas aurait été décrit au Japon en 1837 [11,12]. C’est dans le ‘’Yoka hiroku’’, un traité de dermatologie de Homna Soken (1804_1872), qui n’ait été diffusé qu’en 1847. Le Yoka hiroku contient la première description au monde de la Tularémie ou YatoByo en japonais [13]. - 1911 : Mc Coy et Chapin effectuent des recherches sur une maladie touchant les écureuils de Californie qualifiée de pseudo peste. Ils isolent alors, dans le comté de Tulare, une bactérie qu’ils nomment Bacterium tularense. Cette bactérie a par la suite été appelée Pasteurella tularensis, Brucella tularensis et

Francisella tularensis [14,15,16,17]. Le premier cas humain est décrit en 1914,

par Wherry et Lamb ; il se présentait sous la forme d’une conjonctivite survenue après manipulation d’un lièvre contaminé [11,18].

- 1919-1920, Francis isole "Bacterium tularense" de sept malades de la "fièvre de la mouche du cerf" et de dix-sept lapins infectés de la "pseudo-peste des rongeurs". L’identité bactériologique des deux affections est prouvée et il l’appelle "tularémie" [19].

- 1921: Francis démontre l'identité de la pseudo peste de l'écureuil avec une maladie déjà connue sous le nom de "deer fly fever" ou "rabbit fever" [14,15,16,17].

- 1924, Parker, Spencer et Francis montrent la présence de Bacterium tularense chez un lapin ("snow shoe rabbit") et chez une tique recueillie sur cet animal : Dermacentor andersoni. Le rôle certain des vecteurs est démontré [19].

La responsabilité des tiques dans la transmission de cette maladie est démontrée peu de temps après par Parker. Depuis, des cas ont été décrits au Japon en 1925, en URSS, où 5 épidémies ont touché plus de 1200 Russes, en Norvège et en Suède lors des années de pullulation des lemmings (nom vernaculaire ambigu désignant différents petits rongeurs subnivaux), puis en Europe occidentale, avec un premier cas français en 1945, suite à une morsure de campagnol. La première épidémie française, comprenant 25 cas a lieu en Côte d’Or, puis c’est en Lorraine que 80 cas surviennent au cours de l’hiver 1949-1950 [11,20].

Du point de vue thérapeutique, dès 1944, des cas humains sont traités avec succès par de la streptomycine.

- 1947 : En reconnaissance des études poussées menées par Francis et qui lui permirent de décrire à la fois la bactérie et la pathogenèse de la tularémie, la bactérie isolée par McCoy est finalement renommée Francisella tularensis [14, 15, 16, 17].

scientifiques soviétiques recommandaient un rappel annuel, puis un rappel tous les 5 ans, afin d’assurer une protection efficace contre la maladie [22]. En 1956, l’un de ces vaccins vivants atténués a été exporté aux États-Unis. Une fois la bactérie isolée, elle a été dénommée Francisella tularensis subsp. holarctica LVS pour « Live Vaccine strain » [23].

Après les travaux d’Olfsujev et al., de Jellison et al.,d’Aikimbaev, et d’Olfsujev et Mescheryakova en 1983, différentes sous-espèces de Francisella tularensis sont validées. Il s’agit : Francisella tularensis subsp. tularensis (ancien biovar tularensis, ancien type A), Francisella tularensis subsp. holarctica (ancien biovar holarctica appelée précédemment palearctica, ancien type B),

Francisella tularensis subsp. mediasiatica [2,24].

HOLLIS a séparé en 1989 le genre Francisella en trois espèces : Francisella

tularensis, Francisella novicida et Francisella philomiragia [25,26]. Après,

dans la même année (1989), il a proposé de reclasser Francisella novicida comme une sous-espèce de Francisella tularensis.

La tularémie est une maladie à déclaration obligatoire en France depuis 2002 (réintroduction de ce critère après suppression du statut en 1986) [2].

En 2007, une nouvelle bactérie a été isolée en Norvège à partir des cabillauds (des poissons) d’élevage. Ses caractéristiques moléculaires et phénotypiques ont révélées son appartenance à une nouvelle espèce du genre Francisella,

LA TULAREMIE

ET SON AGENT

I.

AGENT ETIOLOGIQUE : CLASSIFICATION ET TAXONOMIE.

L’agent causal de la tularémie est l’espèce Francisella tularensis, qui est un cocco-bacille, Gram négatif, immobile, non hémolytique et aérobie stricte [29].

La position taxonomique de Francisella tularensis a connu de nombreuses modifications depuis sa découverte (Tableau I). Francisella tularensis, d’abord nommée Bacillus tularensis par Edward Francis, a été, suite à des études sérologiques, classée dans le genre Pasteurella. Ce n’est qu’en 1947 que Dorofe’ev propose de former le genre Francisella, avec comme seule et unique espèce Francisella tularensis [30].

Par la suite, des expériences d’hybridation ADN-ADN ont confirmé que le nouveau genre bactérien Francisella n’appartenait pas aux genres Pasteurella,

Yersinia ou aux entérobactéries [31]. En 1994, l’analyse de séquences d’ARN

ribosomal 16S n’a révélé aucun lien entre le genre Francisella et d’autres genres bactériens décrits [32]. De plus, ces études ont permis de classer Francisella dans la subdivision des gamma-protéobactéries et dans l’ordre des Thiotrichales. Au sein des gammaproteobacteria, la famille la plus proche des Francisellaceae est celle des Piscirickettsiaceae, dont fait partie la bactérie Piscirickettsia

salmonis, agent de septicémies du poisson [33]. Les organismes les plus proches

de Francisella sont des bactéries intracellulaires obligatoires, comme Wolbachia

Francisella tularensis comprend elle-même 2 principales sous-espèces : Francisella tularensis subsp tularensis ou neartica (type A) qu’est subdivisé en

2 biovars : biovar A.I et biovar A.II dont la virulence est moindre que le biovar A.I, et Francisella tularensis subsp holarctica ou palaearctica (type B), elle-même composée de 3 biotypes (biogroupes) ou biovars (biovar I, biovar II et

biovar III) (Tableau I).

Il existe 2 autres sous-espèces de Francisella tularensis : Francisella tularensis

subsp mediastica et Francisella tularensis subsp japonica. Cette dernière sous

espèce est également considérée comme le biotype ou le biovar III de

Francisella tularensis subsp holarctica [11, 24, 34].

Ces sous espèces sont très proches au point de vue phylogénétique, mais différentes en terme de virulence. Les cas humains de tularémie sont dus aux biovars A et B, le premier étant le plus pathogène [3,35].

Francisella tularensis subsp. novicida :

Isolée pour la première fois en 1951 dans un échantillon d’eau aux Etats-Unis,

Francisella tularensis subsp. novicida a tout d’abord été rattachée au genre Pasteurella [36], puis transférée dans le genre Francisella en 1959 sous le nom Francisella novicida.

Jusqu’en 1989, cette souche restera la seule représentante de l’espèce. En 1989, Hollis rapporte l’isolement de deux souches de Francisella novicida à partir de prélèvements d’origine humaine : une souche isolée des ganglions lymphatiques

ganglionnaire et une souche isolée du sang d’un individu âgé et alcoolique, présentant une infection comparable à la forme typhoïde de la tularémie. Au vu des caractères biochimiques et d’expérience d’hybridation ADN-ADN, il a proposé de reclasser la bactérie comme une sous-espèce de Francisella

tularensis [26]. Cette proposition a été confirmée en 1994 par une analyse de

l’ARN 16S ribosomal de Francisella novicida qui s’est avérée identique à celui de Francisella tularensis [32]. Il est donc communément admis l’actuelle taxonomie basée sur la phylogénie : Francisella tularensis subsp. novicida (Tableau I). Cependant, les différences de cycle de vie, de virulence et de pouvoir pathogène chez l’Homme entre Francisella tularensis subsp. novicida et les sous espèces tularensis et holarctica demeurent des points de discussion de ce classement.

Francisella philomiragia :

Une troisième espèce, appelée Francisella philomiragia, a été isolée d’un rat musqué dans l’Etat de l’Utah en 1959. L’année suivante, quatre isolats d’échantillons d’eau ont été étudiés et classés dans le genre Yersinia pour leur parenté d’ADN avec Yersinia pestis (25%), ainsi que leur ressemblance morphologique dans les tissus d’animaux infectés [37]. Ce n’est qu’en 1989, après des analyses d’hybridation ADN-ADN et l’étude de la composition en acide gras de la paroi bactérienne de Yersinia philomiragia, qu’Hollis et ses collaborateurs [26], ont proposé un transfert taxonomique vers le genre

 Nouvelles espèces et sous-espèces de Francisella :

En 2007, une bactérie responsable d’infections graves chez les cabillauds (Ou Morues : Un nom vernaculaire désignant en français des poissons de plusieurs espèces de l’ordre des Gadiformes. Ces poissons vivent dans les eaux froides) d’un élevage norvégien est décrite comme appartenant au genre Francisella. Elle est nommée Francisella piscicida [28, 38].

En 2010, l’analyse de la souche FhSp1T isolée de sang humain par séquençage de l’ARN16S et du gène recA a permis de mettre en évidence une nouvelle espèce de Francisella appelée Francisella hispaniensis [39].

En 2011, l’analyse d’une souche de Francisella pathogène d’ormeaux géants du Japon a permis d’identifier Francisella halioticida, une nouvelle espèce de

Francisella [40].

Une autre espèce de Francisella a été décrite en 2009 : Francisella noatunensis. Cette espèce, mise en évidence par l’Institut National Vétérinaire de Norvège lors d’examens de morues d’élevage présentant une maladie granulomateuse, constitue la quatrième espèce de genre Francisella. Dans un premier temps classée comme une sous-espèce de Francisella philomiragia, Francisella

noatunensis n’a été élevée au rang d’espèce qu’en 2009, suite à l’étude des

séquences ARN 16S et de neuf gènes domestiques [41].

Pour terminer, une nouvelle espèce de Francisella : Francisella guangzhouensis, a été identifié en 2013 dans l’eau de systèmes d’air conditionné

Tableau I : Position taxonomique des espèces du genre Francisella [30, 43]. Domaine Bacteria Phylum Proteobacteria Classe Gammaproteobacteria Ordre Thiotrichales Famille Francisellaceae Genre Francisella Espèces tularensis. philomiragia. piscicida. noatunensis. hispaniensis. halioticida. guangzhouensis. Sous-espèces de Francisella tularensis

tularensis (type A, 2 biovars tularensis). holarctica (type B, 3 biovars palaearctica). novicida.

mediastica.

gouvernementale américaine, dont le centre principal se trouve à Atlanta, a comme prérogatives la protection de la santé et de la sécurité publique. L’un de ces rôles est la surveillance internationale de l’émergence des maladies infectieuses, dont celles associées au bioterrorisme. Cette classification hiérarchisée prend en compte la facilité de dissémination, la transmission inter-humaine, la mortalité, les conséquences en terme de santé publique et de perturbation sociale, les exigences en terme de diagnostic et de surveillance (Tableau II).

La catégorie A comprend les pathogènes de haute priorité, dont l’utilisation aurait un impact majeur sur la santé publique et pourrait provoquer une désorganisation des structures économiques et sociales. Ils peuvent être produits et disséminés de façon aisée. Ces agents présentent une létalité importante et sont transmissibles par voie respiratoire. Les agents de la catégorie B sont faciles à disséminer mais présentent une morbidité modérée ainsi qu’une faible létalité. Ils possèdent donc un impact moins élevé sur la santé publique. Ils nécessitent cependant la mise en œuvre de procédures de diagnostic et d’un système de surveillance approprié. La catégorie C regroupe tous les agents qui ne présentent pas de hauts risques, mais qui pourraient être modifiés pour favoriser une dissémination de masse. Ils sont plus disponibles, plus faciles à produire et leur utilisation pourrait engendrer une mortalité élevée.

Cette classification est souvent utilisée comme référence et mise à jour par d’autres organismes nationaux, européens ou internationaux.

complétée par des agents biologiques ayant des spécificités épidémiologiques nationales. La « Health Protection Agency » en Angleterre, ainsi que l’Agence Européenne du médicament, répertorient les agents du risque biologique sur une base commune au CDC et établissent des recommandations concernant les agents des différentes catégories [30].

Aussi, pour protéger les travailleurs contre les risques résultant de leur exposition à des agents biologiques (Tableau III), on peut admettre un autre classement de ces agents en 4 groupes, en fonction de l’importance du risque d’infection qu’ils présentent [45].

 le groupe 1 : comprend les agents biologiques non susceptibles de provoquer une maladie chez l’homme ;

 le groupe 2 : comprend les agents biologiques pouvant provoquer une maladie chez l’homme et constituer un danger pour les travailleurs ; leur propagation dans la collectivité est peu probable ; il existe généralement une prophylaxie ou un traitement efficaces ;

 le groupe 3 : comprend les agents biologiques pouvant provoquer une maladie grave chez l’homme et constituer un danger sérieux pour les travailleurs; leur propagation dans la collectivité est possible, mais il existe généralement une prophylaxie ou un traitement efficace;

 le groupe 4 : comprend les agents biologiques qui provoquent des maladies graves chez l’homme et constituent un danger sérieux pour les travailleurs ; le

risque de propagation dans la collectivité est élevé ; il n’existe généralement ni prophylaxie ni traitement efficace.

Tableau III : Liste des agents biologiques pathogènes des groupes 2, 3 et 4 : Tableau A (Les bactéries) [45]

(*) : Accolé à certains agents biologiques pathogènes du groupe 3. Cet

astérisque indique qu’ils peuvent présenter un risque d’infection limité car ils ne sont normalement pas infectieux par l’air.

T : Agent biologique qui est susceptible de produire des toxines. V : Un vaccin efficace est disponible.

spp : Cette mention (species) signifie qu’il fait référence aux autres espèces qui

II.

Morphologie de Francisella tularensis :

Francisella tularensis est un petit coccobacille très fin, intra et extra cellulaire

[12], bien que possédant un tropisme intracellulaire polymorphe, d’une longueur variant entre 0,2 et 1,7 µm et d’un diamètre compris entre 0,2 et 0,7 µm. Il est immobile, et strictement aérobie. Il prend faiblement la coloration de Gram, mais peut être mieux observé par celle de Giemsa. Il apparaît isolé ou sous forme de diplocoques. L’immunofluorescence directe peut permettre de mieux le visualiser. Les souches virulentes possèdent une capsule peu épaisse (capsule polysaccharidique de 0,02 à 0,04 µm d’épaisseur) [46]. La perte de la capsule n’affecte pas la viabilité, mais s’accompagne d’une perte de virulence [24].

Une des particularités de Francisella tularensis est la composition en acides gras de paroi (acides gras à longues chaines carbonées (C18 à C26) saturées ou

mono-insaturées et de 2 types d’acides gras hydroxylés (C16 :0 3OH et C18 :0 3OH)). Il en

résulte chez la bactérie des propriétés endotoxiniques réduites (lipopolysaccharide sans activité toxique) [3].

III.

Caractères culturaux :

Francisella tularensis est une bactérie intracellulaire facultative du macrophage.

Sa culture est possible in vitro dans des macrophages alvéolaires ou péritonéaux de souris, ou dans des lignées cellulaires (macrophages-like P388D1 ou cellules fibroblastiques humaines HEL).

l’environnement. Cependant elle est inactivée par la chaleur (30 minutes à 56°C) [3].

L’isolement de la bactérie est possible à partir de prélèvements cutanés, de suppurations, de biopsies ganglionnaires ou à partir du sang. La sensibilité de la culture a été évaluée à moins de 25% à partir d’écouvillonnages d’ulcères cutanés, lors de forme ulcéroganglionnaire de tularémie [47]. Sur les cadavres, on peut pratiquer sur les broyats de foie et de rate une réaction inspiré de celle d’Ascoli. La bactérie se conserve longtemps (40 jours) dans les dépouilles d’animaux tués [29]

Francisella tularensis ne pousse pas sur les milieux usuels. Elle ne donne des

colonies que sur milieux spéciaux en 3 à 6 jours. Ce germe nécessite la présence du sang, le jaune d’œuf, le glucose [29], de radicaux sulfhydryles à 37°C et un pH compris entre 6 et 7,3. La croissance est accélérée par l’adjonction de cystéine ou de cystine [18], cette adjonction est nécessaire pour Francisella

tularensis. Divers milieux peuvent être utilisés, entre autres :

- celui de McCoy et Chapin, constitué de 40% de sérum physiologique et de 60% de jaune d’œuf,

- celui de Francis, qui est une gélose ordinaire avec 1% de glucose, 0,1% de cystéine et 10% de sang de lapin,

de Bio-Mérieux ou IsoVitalexTM).

Lors de mise en culture de prélèvements contaminés, il peut être nécessaire d’inhiber la croissance d’autres bactéries, par l’incorporation d’antibiotiques (pénicilline G, polymyxine B, cycloheximide et actidione) [24].

Les milieux doivent être incubés au minimum 10 jours à 37°C en aérobiose sous une atmosphère enrichie en CO2 (5%). L’utilisation d’une gélose sélective

sensibilise les cultures en cas de prélèvement polymicrobien. On peut augmenter la sensibilité de la culture en utilisant des milieux de transport [48].

Sur milieu MacCoy et Chapin les colonies sont petites, saillantes, rondes et transparentes. Sur milieu de Francis les colonies sont aussi petites, rondes, saillantes, mais avec un aspect laiteux et une consistance glaireuse [29].

En milieu liquide les cultures sont très grêles. On utilise du bouillon nutritif contenant 2% de glucose, 0,2% de cystine et 5 à 10% de sérum ou d’ascite. On obtient un léger trouble avec parfois un voile en surface [29].

D’autres milieux liquides (Thyoglycolate enrichi en cystéine ou milieu cœur cervelle) peuvent être utilisés mais nécessitent une supplémentation de 1 à 2% de PolyVitexTM. Lors de sub-cultures, les colonies apparaissent après 48 à 96 heures d’incubation. Il faut rappeler qu’il s’agit d’une bactérie hautement contagieuse, et sa manipulation doit être effectuée dans un laboratoire de niveau 3 de sécurité biologique [48].

Généralement, les bactéries du genre Francisella sont aérobies strictes et leur croissance est facilitée par une incubation en atmosphère micro-aérophile (5% de CO2). Les colonies apparaissent après 2 à 4 jours d’incubation à 37°C. Elles

sont convexes, opaques, lisses, brillantes et de couleur blanche à crème en fonction de l’espèce considérée. Leur taille varie de 1 à 3 mm [43].

Les colonies de Francisella philomiragia ont un aspect muqueux caractéristique (Figure 1).

Figure 1 : Aspect des colonies de Francisella philomiragia (A), de

Francisella tularensis subsp novicida (B) et de Francisella tularensis subsp.tularensis (C) à partir d’un isolement sur gélose chocolat enrichie,

IV.

Caractères de différenciation entre les espèces et les

sous-espèces :

La taille des différentes espèces de la famille des Francisellaceae est variable de 0,2 à 0,7 µm × 0,2 µm pour Francisella tularensis subsp. tularensis, Francisella

tularensis subsp. holarctica et Francisella tularensis subsp. mediasiatica et de

0,7 × 1,7 µm pour Francisella tularensis subsp. novicida, Francisella

philomiragia et Francisella piscicida [43].

Le tableau à la page suivante (tableau IV) présente les caractères phénotypiques différentiels entre les espèces et sous-espèces appartenant au genre Francisella.

Tableau IV : Caractères phénotypiques de différenciation entre les espèces et les sous-espèces appartenant au genre Francisella [24, 43, 49].

F.t. subsp. tularensis F.t. subsp. holarctica F.t. subsp. mediastica F.t. subsp, novicida F. philomiragia F. piscicida Taille _{<0,5µm <0,5µm <0,5µm <0,5µm <0,5 µm <0,5µ} m Mobilité _{– – – – – –} Capsule _{+ + + – ND ND} Coloration de Gram – – – – – –

F.t. subsp. tularensis F.t. subsp. holarctica F.t. subsp. mediastica F.t. subsp, novicida F. philomiragia F. piscicida Catalase faiblement positive + + + + + + Oxydase _{– – – – + –} Indole _{– – – – + +} Uréase _{– – – – – –} Réduction des nitrates – – – – – – Gélatinase _{– – – – + –} Température optimale de croissance (°C) 37 37 37 37 25 ou 37 20 Croissance sur Mac Conkey – – – R R R Aérobie, microaéro-phile + + + + + +

F.t. subsp. tularensis F.t. subsp. holarctica F.t. subsp. mediastica F.t. subsp, novicida F. philomiragia F. piscicida Besoins en cystéine + + + – – – Production d’H2S sur milieu supplémenté en cystéine + + + + + faible β-lactamase _{+ + – + + +} Fermentation de Maltose + + – R + + Fermentation de Lactose – – – – – – Fermentation de saccharose – – – + + + (faible) Fermentation de D-glucose + + – + R + Fermentation de Glycérol + – + R – –

F.t. subsp. tularensis F.t. subsp. holarctica F.t. subsp. mediastica F.t. subsp, novicida F. philomiragia F. piscicida Citrulline uréidase + – + + ND ND Agglutination avec l’antisérum de Francisella tularensis + + + faible – –

ND : non déterminé./ R : retardée./ F. : Francisella./ F.t : Francisella tularensis.

Les différentes espèces de Francisella ne sont capables de dégrader qu’un nombre limité de sucres sans production de gaz. Seule la sous-espèce

mediasitica ne peut pas fermenter le glucose et le maltose, cela en fait donc un

caractère discriminant (Tableau IV). Les sous-espèces tularensis et holarctica peuvent être distinguées par leur utilisation du glycérol et la présence d’une citruline uréidase [50]. Francisella philomiragia est la seule espèce possédant une oxydase et une gélatinase. La production d’indole est caractéristique des espèces philomiragia et piscicida. Pour terminer, seules les espèces

philomiragia et piscicida ainsi que la sous-espèce novicida peuvent assimiler le

V.

Caractères génotypiques :

La première séquence génomique analysée a été celle de la souche Francisella

tularensis subsp. tularensis SCHU S4, isolée à partir d’un cas clinique humain

de tularémie dans l’État de l’Ohio en 1941. Elle est de 1,89 Mpb (méga paire de bases) de taille (exactement = 1892819 paire de bases) avec une forte teneur en A + T de 67,7% en moles et 38 ARNt prédits et 3 opérons d'ARNr . Elle contient 1 804 régions codantes (ou gènes prédits), dont 302 spécifiques au genre Francisella et 201 pseudogènes.

1281 de ces gènes possèdent des homologues dans un ou plusieurs génomes gammaprotéobacteriens [51]. Plus de 10% des gènes contiennent des mutations par insertion, par délétion ou par substitution. Ils correspondent en majorité à des protéines impliquées dans le transport, dans le métabolisme de l’ADN ou dans la synthèse d’acides aminés. Ainsi, 54% des voies métaboliques de la bactérie sont interrompues, ce qui peut expliquer l’exigence nutritionnelle de la bactérie. L’interruption d’une voie d’assimilation du sulfate due à la mutation d’un gène codant pour l’adenylsulfate kinase expliquerait le besoin en cystéine pour la croissance de Francisella tularensis.

La deuxième séquence génomique analysée a été celle de la souche Francisella

tularensis subsp. holarctica OSU18 isolée à partir d’un castor mort de la

tularémie en 1978 dans l’État de l’Oklahoma. D’une taille de 1.895.727 pb, le génome de cette souche contient 1934 régions codantes et présente 99% d’identité avec la séquence génomique de la souche Francisella tularensis

gènes sont mutés.

Bien qu’ayant une séquence nucléotidique proche, les génomes des deux sous-espèces tularensis et holarctica présentent des arrangements différents. En effet, certaines régions répétées ne sont pas disposées à des endroits identiques du génome. Ces régions répétées, constituant des régions appelées séquences d’insertion (IS), favorisent des phénomènes de réarrangement génomique par recombinaison.

Ces phénomènes de réarrangement génomique, sont particulièrement retrouvés chez la sous-espèce tularensis qui présente un polymorphisme dans ces séquences génomiques. Des variations, dues à des inversions et des translocations de séquences, sont observables chez différents isolats de la sous-espèce tularensis originaires de différentes régions des Etats-Unis [53, 54].

L’analyse du polymorphisme de ces génomes a conduit à la création de deux sous-populations. La première, appelée A.1, est retrouvée dans le centre-Sud des Etats Unis. La seconde, A.2, est retrouvée dans les zones montagneuses de l’Ouest. On estime que ces deux sous-populations de Francisella tularensis

subsp. tularensis ont évolué différemment en fonction de leur distribution

géographique, de leurs hôtes et de leurs vecteurs, différents d’une localisation à l’autre. De nombreux génotypes, de virulence très variables, sont actuellement décrits pour les souches de type A (A1a, A1b, A2a, A2b) et B [55, 56].