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MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI
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DEPARTEMENT DU GENIE DE L’ENVIRONNEMENT
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OPTION : AMENAGEMENT ET PROTECTION DE L’ENVIRONNEMENT RAPPORT DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE
LICENCE PROFESSIONNELLE
THEME
Rédigé et soutenu par :
Auriane Carolle AGLI & Dieu-Race Sohou AGO
Sous la supervision de : Dr Manuele TAMÒ Dr Alphonse AGBAKA
Chercheur- Entomologiste Entomologiste
Représentant résident à IITA-Bénin Enseignant-chercheur à l’EPAC
7ème promotion
Année Académique : 2013 -2014
Efficacité du parasitisme de Apanteles taragamae (Viereck) et de Therophilus javanus (Bhat & Gupta) sur Maruca vitrata
(Fabricius), foreur de fleurs et de gousses du niébé
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO ii
DEDICACE
Nous dédions ce travail à nos très chers parents. Chers parents, daignez trouver en ce travail un début de récompense. Puisse l’Eternel vous accorder la longévité nécessaire afin que vous puissiez jouir pleinement des fruits de vos sacrifices.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO iii
REMERCIEMENTS
La réalisation de ce document a été possible grâce à la collaboration de plusieurs personnes à qui nous tenons à exprimer notre profonde gratitude. Nos vifs remerciements sont adressés:
Au Dr Manuèle TAMÒ, chercheur-Entomologiste écologiste, Représentant Résident de IITA au Bénin, malgré vos lourdes responsabilités et vos multiples engagements, vous avez accepté nous prendre dans votre structure en mettant à notre disposition tous les moyens indispensables à la réussite de notre travail. Recevez notre profonde gratitude.
Au Dr Alphonse AGBAKA, Enseignant-chercheur à l’EPAC, Maître Assistant des universités (CAMES), pour avoir accepté superviser ce travail malgré vos multiples occupations. Recevez ici notre profonde reconnaissance.
Au Dr Benjamin DATINON, Chercheur à IITA-Bénin, pour votre disponibilité à nous écouter et à mettre à notre disposition tout ce dont nous avions besoin pour le déroulement de nos travaux de recherche, pour les conseils pratiques au cours de notre stage à IITA-Bénin. Recevez nos profonds remerciements.
A Mme Judith AKADIRI, technicienne de laboratoire de la section niébé, merci pour vos appuis techniques et vos conseils de tout genre, qui nous ont été d’une grande utilité dans la réalisation de nos travaux.
Aux membres du personnel de la section niébé de l’IITA-Bénin, nommons Dr Elie A.
DANNON, Mathias AZOKPOTA, Pascal AGOUNTCHEME, Séraphin ETEKA recevez nos remerciements pour vos appuis techniques et vos conseils lors de nos travaux au laboratoire.
Aux membres du jury, pour avoir accepté juger notre travail.
Aux messieurs Franck MENSAH, Djibril ABOUBAKAR SOUNA, Johannes FAGBOHOUN, Hilaire KPONGBE, Karim ZANZANA vous nous avez entourés d’une affection fraternelle et étiez toujours disponibles à nous écouter et à nous prodiguer des conseils pour l’amélioration de notre travail. Merci à tous pour votre assistance.
Aux stagiaires de l’IITA-Bénin, nommons Nadège, Habib, Enock, Ruth, Régis, Fernand, Lopez et Faïssol. Merci pour l’esprit de partage et de soutien dont vous avez fait preuve au cours de notre stage.
A nos frères et sœurs, merci pour votre amour fraternel, vos soutiens moral et financier. C’est pour nous le moment de vous remercier.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO iv A nos parents qui ont pour seul souci, de nous voir réussir, soyez-en infiniment
remerciés et que Dieu vous comble de toutes vos attentes.
Aux enseignants de l’EPAC et en particulier ceux du département de Génie de l’Environnement, merci pour tout l’encadrement.
A tous nos camarades de la 7ème promotion du Génie de l’environnement, pour la collaboration et l’esprit fraternel qui a régné entre nous durant notre cursus universitaire, nous vous exprimons notre amitié.
Enfin, nous disons merci à toutes les personnes qui, de près ou de loin, ont contribué d’une manière ou d’une autre à la réalisation de ce travail. Qu’elles trouvent ici l’expression de notre profonde gratitude.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO v
Table des matières
DEDICACE ... ii
REMERCIEMENTS ... iii
LISTE DES FIGURES ... vii
LISTE DES TABLEAUX ... viii
LISTES DES SIGLES ET ABREVIATIONS ... ix
Résumé ... x
Abstract ... xi
INTRODUCTION ... 1
PARTIE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ... 3
1. Le niébé, Vigna unguiculata (L.) Walpers ... 4
1.1. Origine, distribution géographique et systématique du niébé ... 4
1.1.1. Origine et distribution géographique du niébé ... 4
1.1.2. Systématique du niébé ... 4
1.1.3. Ecologie du niébé ... 5
1.2. Importance et Production du niébé en Afrique et au Bénin ... 6
1.2.1. Importance du niébé ... 6
1.1.2. Production du Niébé en Afrique et au Bénin ... 7
1.2. Les contraintes liées à la culture du niébé et les insectes ravageurs ... 7
1.3. Insecte ciblé ... 9
1.3.1. Maruca vitrata, insecte ravageur du niébé ... 9
1.3.1.1. Origine, distribution et systématique de Maruca vitrata ... 9
1.3.1.2. Morphologie de Maruca vitrata ... 9
1.3.1.3. Biologie et écologie de Maruca vitrata ... 10
1.3.1.4. Dégâts causés par Maruca vitrata ... 11
1.3.1.5. Approches de lutte contre Maruca vitrata ... 12
a. Lutte culturale ... 12
b. Lutte biologique ... 12
c. Lutte par l'utilisation de bio-pesticides ... 13
d. Résistance variétale ... 13
e. Lutte intégrée... 13
f. Lutte chimique ... 14
1.3.1.6. Ennemis naturels de Maruca vitrata ... 14
1.3.2. Apanteles taragamae ... 15
1.3.2.1. Morphologie et systématique ... 15
1.3.2.2. Biologie et écologie de Apanteles taragamae ... 16
1.3.3. Therophilus javanus ... 16
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO vi
1.3.3.1. Morphologie et Systématique ... 16
1.3.3.2. Biologie et écologie de Therophilus javanus ... 17
PARTIE II : MATERIEL ET METHODES ... 18
2. Cadre de l’étude ... 19
2.1. Matériel ... 19
2.1.1. Matériel entomologique ... 19
2.1.2. Matériel végétal ... 19
2.1.3. Matériel technique ... 19
2.2. Méthodes ... 20
2.2.1. Elevage de Maruca vitrata ... 20
2.2.1.1. Collecte des œufs de Maruca vitrata ... 20
2.2.1.2. Infestation des grains de niébé germé par des larves de M. vitrata ... 21
2.2.2. Expérimentation ... 21
2.2.2.1. Réalisation des essais ... 22
2.2.2.2. Données collectées ... 23
2.2.2.3. Analyse des données ... 24
3.1. Résultats ... 26
PARTIE III: RESULTATS ET DISCUSSION...……….25
3.1.1. Taux de parasitisme simultané de A. taragamae et de T. javanus sur les larves de deux jours d’âge (48h) de M. vitrata. ... 26
3.1.2. Taux de parasitisme de A. taragamae et de T. javanus suivant leur ordre d’exposition aux larves de deux jours d’âge (48h) de M. vitrata ... 27
3.1.3. Taux de parasitisme simultané de A. taragamae et de T. javanus sur les larves de trois jours d’âge (72h) de M. vitrata ... 28
3.1.4. Taux de parasitisme de A. taragamae et de T. javanus suivant leur ordre d’exposition sur les larves de trois jours d’âge (72h) de M. vitrata. ... 28
3.1.5. Variation du taux de parasitisme de M. vitrata en fonction de l’âge de T. javanus. . 30
3.2. Discussion ... 32
Conclusion ... 34
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 35
ANNEXE ... 41
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO vii
LISTE DES PHOTOS
Photo 1: Plant de niébé ... 5
Photo 2: Les différents stades larvaires de Maruca vitrata ... 9
Photo 3: Adultes de Maruca vitrata ... 10
Photo 4: Cycle biologique de M. vitrata. ... 11
Photo 5: Dégâts causés par les larves de M.vitrata sur les gousses de niébé ... 12
Photo 6: Femelle de A. taragamae ... 15
Photo 7: Mâle de en A. taragamae ... 15
Photo 8: Adulte Therophilus javanus ... 17
Photo 9: Graines de niébé germé dans une boîte ... 19
Photo 10: Plateau contenant des boîtes d’oviposition de M. Vitrata ... 21
Photo 11: Disposition des boîtes d’infestation sur une étagère au Laboratoire ... 21
Photo 12: Plateau contenant des boîtes d’inoculation dont du miel est déposé sur le tissu mousseline pour l’alimentation des parasitoïdes ... 22
LISTE DES FIGURES
Figure 1: Evolution du taux de parasitisme simultané de Apanteles taragamae et de Therophilus javanus sur les larves de Maruca vitrata de deux jours d’âge (48h) en fonction des différents traitements. ... 26Figure 2: Evolution du taux de parasitisme simultané de Apanteles taragamae et de Therophilus javanus sur les larves de trois jours d’âge (72h) de Maruca vitrata en fonction des différents traitements. ... 28
Figure 3: Pourcentages de pupes de T. javanus obtenues avec les larves de Maruca vitrata en fonction de l’âge du parasitoïde. ... 30
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO viii
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1: Constituant des graines mûres du niébé ... 6 Tableau 2: Production du niébé au Bénin : 2004-2012 ... 7 Tableau 3: Les principaux ravageurs du niébé ... 8 Tableau 4: Taux de parasitisme moyens de A. taragamae et T. javanus sur les larves de M.
vitrata âgées de deux jours (48h) ... 27 Tableau 5: Taux de parasitisme moyens de A. taragamae et de T. javanus sur les larves de M.
vitrata âgées de trois jours. ... 29 Tableau 6: Pourcentages moyens de pupes de T. javanus avec les larves de M.vitrata âgées trois jours (72h). ... 31
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO ix
LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS
ANOVA Analysis of Variance
EPAC Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi FAO Food and Agriculture Organization
FAOSTAT Food and Agriculture Organization Statistics
Ha hectare
IITA International Institute of Tropical Agriculture SAS Statistical Analysis System
SNK Student-Newman-Keuls
UAC Université d’Abomey-Calavi
Kg Kilogramme
P Probabilité
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO x
Résumé
Maruca vitrata (Fabricius) (Lepidoptera : Crambidae) est un insecte ravageur dont les larves causent des dégâts sur les fleurs et les gousses du niébé. Afin d’apprécier la valeur des endoparasitoïdes que sont Apanteles taragamae (Viereck) (Hymenoptera : Braconidae) et Therophilus javanus (Bhat & Gupta) (Hymenoptera : Braconidae) en tant qu’agent de lutte biologique. Les études expérimentales ont été effectuées au laboratoire à une température moyenne de 27,2 ± 0,4°C et une humidité relative de 73 ± 0,3% pour déterminer l’efficacité de Apanteles taragamae et de Therophilus javanus sur deux différents âges (2 et 3 jours) des larves de Maruca vitrata. Il ressort des essais que les femelles de Apanteles taragamae et de Therophilus javanus parasitent les larves de deux (48h) et trois (72h) jours d’âge de Maruca vitrata. L’inoculation des deux parasitoïdes à la fois révèle que la femelle de Apanteles taragamae avec ces larves donnent respectivement 21% et 17% de taux de pupes formées et celles de Therophilus javanus avec les larves de deux (48h) et trois (72h) jours d’âge donne 13% et 13,2% de pupes formées.
Suivant l’ordre d’exposition des larves aux parasitoïdes, on constate que l’inoculation de Apanteles taragamae en première position en présence des larves de deux et trois jours (48h et 72h) d’âge donne respectivement 21,2% et 8,2% celle de Therophilus javanus avec les mêmes larves donne respectivement 1,85% et 3,7% de pupes formées. Lorsque l’ordre d’exposition des parasitoïdes est inversée on obtient respectivement 11,2% et 6,2% pour Therophilus javanus puis 4% et 2,3% de pupes formées pour Apanteles taragamae respectivement avec les larves de deux et trois jours d’âge. De son émergence jusqu'à sa mort, la femelle de Therophilus javanus parasite plus les larves de trois jours (72h) au 4ème jour même si elle parasite également celles du 1er , 2ème, 3ème,5ème et 6ème jours. De ces résultats, il s’ensuit que A. taragamae révèle plus le potentiel agent de lutte biologique par rapport à Therophilus javanus.
Mots clés : endoparasitoïde, Maruca vitrata, Apanteles taragamae, Therophilus javanus, niébé.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO xi
Abstract
Maruca vitrata Fabricius (Lepidoptera: Crambidae) is one of the key insect pests of cowpeawhose larvae cause some damages on the flowers and the pods of cowpea. In order to appreciate the value of the parasitoid that is Apanteles taragamae (Viereck) (Hymenoptera:
Braconidae) and Therophilus javanus (Bhat & Gupta) (Hymenoptera: Braconidae) as biologic struggle agent. The experimental studies have been done at the laboratory to a middle temperature of 27,2 ± 0,4°C and a relative humidity of 73 ± 0,3% to determine the efficiency of A. taragamae and T. javanus on two different ages (2 and 3 days) of the larvae of M.
vitrata. He/it is evident from the tests that the females of A. taragamae and T. javanus parasitize the larva of 2 and 3jours of age of M. vitrata. The inoculation made at a time with the two parasitoid reveal that the female of A. taragamae with these larvae gives 21% and 17% of rate of cocoon formed respectively and those of T. javanus with the larvae of 2 and 3jours of age give 13% and 13,2% of cocoon formed.
Following the order of exhibition of the larva to the parasitoïdes, one notes that the inoculation made with A. taragamae in first position in presence of the larvae of 2 and 3 days of consistent age of the parasitism of T. javanus gives 21,2% and 8,2% respectively then 1,85% and 3,7% of cocoon formed. Whereas the inoculation made in first position with T.
javanus permits the formation of cocoon and give 11,2% and 6,2% respectively in the same way with the larvae of 2 and 3 days of age of M. vitrata when A. taragamae passes in second position gives 4% and 2,3% respectively. Of his/her/its emergence until his/her/its death, the female of T. javanus parasitizes the larvae of the 4th day of age more even though she also parasitize those of the 1st, 2nd, 3rd, 4th, 5th, and 6th days the strong rate of parasitism of this parasitoid is more remarkable to the 4th days after his/her/its emergence. Of these results, he/it follows that A. taragamae reveal the potential biologic struggle agent more in relation to T. javanus.
Key words: parasitoid, Maruca vitrata, Apanteles taragamae, Therophilus javanus, cowpea.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 1
INTRODUCTION
L’une des préoccupations des pays sub-sahariens est le développement du secteur agricole en vue d’une croissance de la production agricole pour assurer la sécurité alimentaire et la réduction de la pauvreté (Laleye, 2007). Face à cette situation, l’agriculture africaine devra relever d’énormes défis au cours des années à venir: celui de subvenir aux besoins d’une population en croissance rapide. Il faudra accroître suffisamment la production vivrière, les revenus, la compétitivité de l’agriculture en améliorant les rendements des cultures puis la qualité des produits tout en conservant l’environnement (Adeoti et al, 2002).
Les légumineuses constituent une source importante de protéine et répondent aux besoins alimentaires de la majorité de la population africaine (Kadri et al, 2013). Parmi celles- ci, le niébé, Vigna unguiculata (L.) Walp, est l’une des principales légumineuses à graines cultivées et consommées en Afrique occidentale (Allogni et al, 2004). Il représente une source substantielle de protéines végétales dont la composition est relativement équilibrée en glucides, en lipides et sa richesse en protéines fait de lui des composantes de choix de la ration alimentaire surtout dans les pays en voie de développement où il constitue une alternative pour la protéine animale dont le coût est élevé et difficile d’accès (Echikh, 2000).
Selon Atachi et al (2014), c’est la légumineuse à graine la plus cultivée et la plus consommée au Bénin et ses feuilles juvéniles sont consommées sous formes de légumes.
Le niébé est une culture qui présente d’énormes potentialités agronomiques, alimentaires, économiques et sociale de par sa teneur en protéines, trois fois plus élevée que le mil et le sorgho (Baoua, et al 2013). De plus, ses racines sont le siège de réactions symbiotiques de bactéries du genre Rhizobium qui permettent la fixation biologique de l’azote (Mone, 2008). Le niébé améliore aussi la fertilité du sol, il est peu exigeant en engrais et tolérant à la sécheresse (Ali, 2005).
Cependant, malgré ces multiples avantages que représentent la culture du niébé et sa consommation, les rendements restent toujours faibles. Plusieurs facteurs peuvent expliquer les faibles rendements obtenus en Afrique : les caprices du climat, les techniques culturales défectueuses, la sécheresse, les sols peu fertiles, l’action nuisible des ravageurs (Tamò et al, 2007).
Outre ces facteurs limitant au rendement du niébé, les attaques des insectes sont les contraintes majeures liées au faible rendement du niébé. Cette légumineuse est sévèrement attaquée par des insectes ravageurs à chaque phase de sa croissance (Dugje et al, 2009).
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 2 Parmi ces insectes qui influent sur le rendement de la culture du niébé, Maruca vitrata (Fabricius) (Lepidoptera : Crambidae) a été identifié comme étant le plus redoutable ravageur du niébé. Foreur des fleurs et des gousses du niébé, cet insecte cause d’importants dégâts économiques à cette culture pouvant occasionner des pertes de 20 à 80% (Dannon, 2011).
Pour parer aux attaques des insectes ravageurs tels que Maruca vitrata, plusieurs méthodes de lutte sont utilisées dont l’utilisation des pesticides chimiques qui présente des résultats immédiats mais comporte par conséquent des dangers pour l’environnement, la santé humaine, animale et engendre à la longue des phénomènes de résistances chez les insectes (Mone, 2008). Il est donc important de trouver d’autres méthodes alternatives à l’emploi des pesticides tels que la lutte biologique par l’utilisation des ennemis naturels.
La lutte biologique est l’une des méthodes naturelles qui exploite les mécanismes de régulation naturelle à travers l’utilisation des ennemis naturels. La lutte biologique est le meilleur moyen de lutte contre les ravageurs qui respecte la biodiversité et emploi trois grandes catégories d’agents de lutte : la lutte par l’emploi des prédateurs, par les parasitoïdes et par les agents pathogènes.
Plusieurs espèces sont reconnues comme ennemis naturels de Maruca vitrata. Au nombre de celles-ci figurent, Therophilus javanus et Apanteles taragamae tous deux parasitoïdes des larves de Maruca vitrata. C’est dans le cadre de lutter contre ce dernier que notre travail a été effectué.
L’objectif global de ce travail est de déterminer l’efficacité de T. javanus et de A. taragamae sur les larves de M. vitrata. Pour ce faire il s’agit spécifiquement de :
OS1 : Comparer l’effet conjugué de A. taragamae et de T. javanus sur les larves de même stade de M. vitrata
OS2 : Evaluer l’effet de l’un des parasitoïdes sur les larves de même stade parasité par l’autre
OS3 : Evaluer le taux de parasitisme de T. javanus en fonction de ses différents âges sur les larves de même stade de M. vitrata.
Ce travail s’articule en trois parties :
- une première partie sur la recherche documentaire des travaux antérieurs effectués à ce sujet,
- une deuxième partie sur le matériel et les méthodes utilisés et - une troisième partie sur les résultats et discussion .
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 3
PARTIE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 4
1. Le niébé, Vigna unguiculata (L.) Walpers
Le niébé est l’une des principales légumineuses à graine la plus cultivée dans le monde. Il est cultivé et consommé en Afrique ; en Asie ; aux Etats-Unis puis en Europe à cause de ses multiples qualités nutritives
.
1.1. Origine, distribution géographique et systématique du niébé 1.1.1. Origine et distribution géographique du niébé
Bien que d’une origine très discutée, le niébé semble avoir été domestiqué et cultivé en Afrique tropicale depuis les temps préhistoriques. Il se répand très tôt en Egypte, en Arabie puis aux Indes occidentales au XVIe siècle; il arrive aux Etats-Unis au XVIIe siècle (Laleye, 2007). Il se cultive aussi bien dans les zones humides que dans les zones semi-arides (Boer, 1989).En effet, une vaste distribution du niébé sauvage en Afrique constitue une des preuves les plus évidentes sur l'énigme de l'espèce sur ce même continent. L'hypothèse la plus soutenue admet que le point de départ du niébé est l'Afrique de l’Ouest et plus précisément le Nigeria où les espèces sauvages abondent dans les savanes et les forêts (Rawal, 1975).
Aujourd’hui, le niébé est très répandu sous les tropiques et dans de nombreuses régions subtropicales. Il est une légumineuse à graine importante en Afrique tropicale et est cultivé au sud d'une ligne allant de la côte ouest à la limite subsaharienne jusqu' en Afrique de l'Est ; en Asie, Moyen-Orient, l’Europe méridionale, l’Amérique centrale et du Sud (Mone, 2008).
1.1.2. Systématique du niébé
Le niébé est une plante herbacée annuelle, érigé selon les cultivars et principalement autogame avec un degré d’allogamie de 2% (Fery, 1985). Il possède une racine pivotante assez vigoureuse et profonde à partir de laquelle se forment plusieurs rameaux. Les tiges sont cylindriques, volubiles et peuvent présenter un port érigé de type non ramifié, rampant ou grimpant (Porter et al., 1975). Les feuilles sont alternes et trifoliées. Les graines possèdent une variabilité de couleur : jaune claire, blanche, marron, violacée et souvent presque noire.
Les fleurs évoluent pour donner des gousses, lesquelles seront récoltées à maturité (Laleye, 2007 ; Madamba et al., 2006). Le niébé appartient au genre Vigna, un genre constitué d'environ 150 espèces herbacées dans différentes régions tropicales et à l’espèce Vigna unguiculata (Mone, 2008). Trois espèces distinctes composent le genre Vigna, il s’agit de : Vigna unguiculata, Vigna sinensis et Vigna sesquipedalis (Adam, 1986). La classification détaillée du niébé est résumée comme suit.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 5
1mm
Règne Embranchement Sous-
Embranchement Classe
Super ordre Ordre
Famille Sous famille
Genre Tribu Sous tribu Espèce
: végétal
: Phanérogames
: Angiospermes
: Dicotylédones : Leguminosae
: Fabales : Fabaceae : Faboïdeae : Vigna : Phaseoleae : Phaseolinae :Vigna unguiculata Source : Mone, 2008
1.1.3. Ecologie du niébé
Le niébé est une plante annuelle résistante à la sécheresse du fait de son enracinement profond. Etant une plante surtout cultivée dans les régions tropicales et subtropicales, il est cependant tolérant aux taux d’humidité pédologique élevés et supporte des températures variant entre 25 et 28°C et une pluviométrie annuelle de l’aire de culture variant entre 500 et 1200mm/an (Laleye, 2007). L’engorgement lui est préjudiciable, il supporte pourtant une large gamme de sols allant des sols à prédominance sableux aux sols à prédominance argileux avec un pH compris entre 4,5 et 8 (Ali, 2005). Cependant, les contraintes hydriques intervenant après la floraison peuvent ne pas affecter de façon significative le rendement en graine de certains cultivars (Laleye, 2007). La température peut affecter la fixation d’azote car selon Rachie et Robert (1974), la gamme de température optimale pour la formation des nodules racinaires est de 25 à 37°C.
Photo 1: Plant de niébé
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 6
1.2. Importance et Production du niébé en Afrique et au Bénin 1.2.1. Importance du niébé
Sur le plan alimentaire, avec une valeur nutritive élevée et une richesse en protéines (22-24%), le niébé joue un rôle important dans l’équilibre nutritionnel pour des populations du Sahel dont l’alimentation est largement à base de céréales (Ouedraogo, 2000 ; Atachi et al., 2002). Il constitue une source de protéine végétale capable de substituer en partie aux protéines animales. Il est la plus importante des légumineuses cultivées et consommées au Bénin (Zannou, 2004). Le niébé est considéré comme « la viande des pauvres », excellente source de protéines bon marché pour les couches pauvres de la population (DANA, 1985) et ses feuilles, ses gousses vertes et ses graines servent à la préparation de divers mets aussi bien en milieu rural qu’urbain. Au Bénin, les feuilles du niébé sont utilisées dans la préparation de sauce. Il est un bon complément à une alimentation de base de céréales grâce a sa teneur élevée en protéines. La consommation du niébé constitue alors un appoint non négligeable pour l’amélioration de la qualité nutritionnelle des pays en voie de développement (Tamò, 2007). Selon Dabire (2001), le niébé améliore le bien-être humain par sa contribution à la couverture des besoins d’ordre énergétique et sanitaire.
Tableau 1: Constituant des graines mûres du niébé Constituant Proportion en %
Eau 11
Protéines 23,4
Lipides 1,4
Glucides 62,2
Fer 7,6
Acides gras 1,3
Fibres 3,8
Vitamine B3 2,7
Source : Vanderborght et Baudouin, (2001)
-
Sur le plan agronomique, les racines du niébé en symbiose avec les rhizobiums permettent la fixation de l’azote atmosphérique ce qui contribue à restaurer la fertilité du sol (Muleba et al., 1997 ; Adjei-nsiah et al., 2006). Selon les travaux de Bado (2002), une culture pure de niébé peut fixer 50 à 115Kg d’azote/ha ce qui participe pour 52 à 56% à laRédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 7 satisfaction de ses propres besoins en azote. Le niébé constitue de ce fait un bon précédent pour les céréales et favorise une bonne pratique d’assolement rotation (Bado, 1999).
- Sur le plan économique, le niébé procure d’importants revenus aux producteurs et commerçants à cause de la forte demande surtout en milieu urbain (Coulibaly et al., 2002).
Selon les résultats d’une étude effectuée au Nigéria, les paysans qui récoltent et stockent le fourrage de niébé pour la vente en pleine saison sèche, augmentent leurs revenus de 25%
(Dugje et al., 2009).
1.1.2. Production du Niébé en Afrique et au Bénin
Le niébé est présent dans les systèmes productifs de tous les pays côtiers. Il est surtout produit en Afrique de l’ouest. Sa production en 2011 est évaluée à 293875 tonnes dont 54,64% au Bénin (160578 tonnes) et 26,02% au Togo (76465 tonnes) (Faostat, 2013)
Tableau 2: Production du niébé au Bénin : 2004-2012 Année Superficies
emblavées (ha)
Productions (tonnes)
Rendements (Kg/ha)
2004 122560 93789 765,25
2005 127628 104564 819,287
2006 95600 80178 838,682
2007 169483 130630 770,756
2008 171365 143625 838,123
2009 151000 127500 844,371
2010 190000 160000 842,105
2011 186892 160578 859,202
2012 195000 165000 846,154
Source : FAOSTAT (2013)
1.2. Les contraintes liées à la culture du niébé et les insectes ravageurs
Les contraintes qui affectent la production du niébé en Afrique de l’Ouest sont nombreuses. En effet, le niébé est sévèrement attaqué à chaque phase de sa croissance par des insectes ravageurs, des agents pathogènes et des rongeurs (Singh et Rachie, 1985). C’est ainsi que parmi les ravageurs du niébé, les insectes sont les plus redoutables et causent plus de dégâts. Les insectes ravageurs du niébé peuvent être classés en trois principaux groupes : ceux
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 8 de la pré-floraison tels que les pucerons, ceux de la floraison/post-floraison tels que les thrips, les punaises et Maruca vitrata et ceux du niébé entreposé (Dugje et al., 2009). Le tableau ci- dessous résume les principaux ravageurs du niébé
Tableau 3: Les principaux ravageurs du niébé Moment
d’apparition
Ordre Nom
vulgaire
Nom scientifique
Couleur de l’adulte forme et taille
Organe attaqués
% de perte de rendement
Pré- Floraison
Homoptère
Cicadelle ou jassides
Emposa dolichi
Verdâtre ou jaune pâle, étroite 5mm de long
Feuilles 70 à 80
Pucerons ou aphides
Aphis Crassivora
Noir brillant, taille moyenne
Feuilles, Jeunes tiges
70 à80
Coléoptères Galéruques
Ootheca mutabilis
Brun-rouge luisante ou noire ; ovale 6mm de long
Feuilles et parfois racines
70 à 80
Thysanoptère Thrips
Megalurothrips sjostedti
Noir luisant, petite taille, grêle et allongée
Boutons floraux, fleurs
Jusqu’à 95
Floraison
et
Post- floraison
Lépidoptères
Foreuse de gousse
Maruca vitrata Brun-claire marqué de tâches blanchâtres
Gousses, tiges, bouton floraux pédoncules
80 à 100
Cydia ptychora Brune ou noire, taille réduite
Gousses, pédoncules
Jusqu'à 95
Hémiptères
Anoplocnemis curvipes
Noire, 3cm de long
Gousses 20 à70
Punaises nuisibles ou
suceuse de gousse
Clavigralla tomentosicollis
Brune ou grise, cylindrique ou trapue
Gousses Jusqu’à 90
Nezara viridula Verte,
triangulaire Gousses 25 à 35 Riptortus
dentipes
Brun-claire,
cylindrique Gousses En stock
Coléoptères Bruches du niébé
Callosobrucus maculatas
Marque sombre sur les élytres, taille : court
Graines
30 après 6mois de
conservation Source : Ekpodile (2006)
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu
1.3. Insecte ciblé
1.3.1. Maruca vitrata
1.3.1.1. Origine, distribution et systématique de
La Crambe foreuse des gousses du niébé,
les zones tropicales et subtropicales du globe où les légumineuses sont cultivées (Tamò al., 1997). Elle est connue en Afrique, en Amérique du sud et aux Antilles, en In (Appert et Deuse, 1982).
La systématique de Maruca vitrata Règne Embranchement Classe Ordre Famille Genre Espèce Nom scientifique Source: Downham et al., (
1.3.1.2. Morphologie
La chenille, brun clair, de tête noire, a des faces taches brunes-noir réparties de façon irrégulière (S
noirâtre a un diamètre médian qui varie entre 0,1 et 1,4 mm (A
Le cycle de l'insecte comprend cinq (5) stades larvaires. Les premiers stades larvaires sont de couleur blanchâtre translucide de petite taille après éclosion des œufs. La chenille
couleur au fur et à mesure qu'elle passe d'un stade à l' L1
L2 L3 L4
L5
Photo 2: Les différents stades larvaires de
par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO
Maruca vitrata, insecte ravageur du niébé
Origine, distribution et systématique de Maruca vitrata
La Crambe foreuse des gousses du niébé, Maruca vitrata est largement répandue dans les zones tropicales et subtropicales du globe où les légumineuses sont cultivées (Tamò
., 1997). Elle est connue en Afrique, en Amérique du sud et aux Antilles, en In
Maruca vitrata se résume comme suit Règne Animal
Arthropode Insecte Lépidoptère
Crambidae Maruca vitrata
Maruca vitrata Fabricius
.
(2003)
Morphologie de Maruca vitrata
air, de tête noire, a des faces dorsales, latérales et ventrales ponctuées de noir réparties de façon irrégulière (Singh et Allen, 1979). La capsule céphalique noirâtre a un diamètre médian qui varie entre 0,1 et 1,4 mm (Atachi & G
Le cycle de l'insecte comprend cinq (5) stades larvaires. Les premiers stades larvaires sont de couleur blanchâtre translucide de petite taille après éclosion des œufs. La chenille
couleur au fur et à mesure qu'elle passe d'un stade à l'autre et devient de plus en plus sombre.
Les différents stades larvaires de Maruca vitrata Source : Goergen, IITA-Bénin
9
Maruca vitrata
est largement répandue dans les zones tropicales et subtropicales du globe où les légumineuses sont cultivées (Tamò et ., 1997). Elle est connue en Afrique, en Amérique du sud et aux Antilles, en Indonésie
dorsales, latérales et ventrales ponctuées de , 1979). La capsule céphalique
& Gnanvoessou, 1989).
Le cycle de l'insecte comprend cinq (5) stades larvaires. Les premiers stades larvaires sont de couleur blanchâtre translucide de petite taille après éclosion des œufs. La chenille change de autre et devient de plus en plus sombre.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu L'adulte de Maruca vit
20 à 25mm d'envergure. Il est caractérisé par un corps brun
et marquées de trois taches blanches et des ailes postérieures blanc grisâtre avec une bande brunâtre (Graf et al., 2000). La tête
lécheur, est surmontée de deux antennes très grêles et aussi longues que le corps (B 1989).Le mâle et la femelle se différencient par la
caractérisé par un abdomen filiforme terminé par un bout extrémité sclérotique protège l’organe génital prêt à s’
femelle a un abdomen brunâtre 2012).
1mm
a) mâle
Photo 3: Adultes de Maruca vitrata Source : Datinon (2005)
1.3.1.3. Biologie et écologie
La reproduction chez cette
84%) associée à des températures nocturnes basses (
préfère une forte humidité et des températures modérées (20 seule fois entre la 2ème et la 5
Elle dépose ensuite les œufs isolément sur les parties aériennes de la plante hôte: les feuilles, les boutons floraux, les bourgeons (B
7 jours, 120 à 200 œufs (Atachi ponte (Singh et Allen, 1979; G
chutes de pluie et une forte hygrométrie (A
tiges tendres, des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et des gousses (J 1988). Selon Singh (1985) la larve peut vivre pendant 8 à 13
par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO
vitrata est un papillon nocturne mesurant 16 à 17 mm de long et d'envergure. Il est caractérisé par un corps brun foncé, des ailes
marquées de trois taches blanches et des ailes postérieures blanc grisâtre avec une bande 2000). La tête comportant les yeux et les pièces bucca
deux antennes très grêles et aussi longues que le corps (B Le mâle et la femelle se différencient par la forme de leur abdomen. Le mâle est caractérisé par un abdomen filiforme terminé par un bout pointu, noirâtre et poilu. Cette extrémité sclérotique protège l’organe génital prêt à s’ouvrir lors de l’accouplement. L
brunâtre un peu élargi se terminant par un orifice (A
1mm
b) femelle
Maruca vitrata
Biologie et écologie de Maruca vitrata
La reproduction chez cette crambe est favorisée par une humidité relative élevée (70 84%) associée à des températures nocturnes basses (iita, 1983). La femelle de
préfère une forte humidité et des températures modérées (20° à 24°C) et ne s'accouple qu'une seule fois entre la 2ème et la 5ème nuit suivant son émergence (Atachi et Gnanvo
œufs isolément sur les parties aériennes de la plante hôte: les feuilles, les boutons floraux, les bourgeons (Bal, 1992; Graf et al., 2000). Elle peut pondre pendant 3 à
tachi et Gnanvossou, 1989) qui éclosent 3 jours
, 1979; Guevremont et al., 1989). Cette éclosion est favorisée par des chutes de pluie et une forte hygrométrie (Atachi et Ahounou, 1995). La chenille se nourrit des tiges tendres, des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et des gousses (J
(1985) la larve peut vivre pendant 8 à 13 jours alors que G
10 est un papillon nocturne mesurant 16 à 17 mm de long et des ailes antérieures brunes marquées de trois taches blanches et des ailes postérieures blanc grisâtre avec une bande comportant les yeux et les pièces buccales de type deux antennes très grêles et aussi longues que le corps (Boer, forme de leur abdomen. Le mâle est noirâtre et poilu. Cette de l’accouplement. La orifice (Agountcheme,
relative élevée (70- femelle de Maruca vitrata à 24°C) et ne s'accouple qu'une Gnanvossou, 1989).
œufs isolément sur les parties aériennes de la plante hôte: les feuilles, 2000). Elle peut pondre pendant 3 à 3 jours environ après la 1989). Cette éclosion est favorisée par des chenille se nourrit des tiges tendres, des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et des gousses (Jackai et Singh, jours alors que Graf et al. (2000)
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 11 mentionnent que sa durée de vie est comprise entre 2 à 3 semaines. Elle évolue suivant 5 stades larvaires dont la durée de chacune est variable selon la plante hôte et les conditions climatiques. Le passage d’un stade larvaire à un autre est décelé par la taille, la couleur et les dimensions de la capsule céphalique. Avant la chrysalidation, les larves du 5e stade deviennent uniformément verdâtre, cessent de se nourrir et mesurent environ 20mm (Agountcheme, 2012). Selon ce même auteur, la chrysalide se forme dans les gousses ou dans le sol et dure environ 6 à 10jours et la durée maximale de vie de l'adulte est d'environ une semaine et est fonction du sexe.
a) adulte femelle b) œufs
c) chrysalide d) Larve
Photo 4: Cycle biologique de Maruca vitrata.
Source: Dr. Downham ; Nri (2005)
1.3.1.4. Dégâts causés par Maruca vitrata
C'est le stade larvaire de cette crambe foreuse des gousses de niébé, Maruca vitrata qui endommage sérieusement les fleurs et surtout les gousses du niébé (Atachi et Sourokou, 1989). Les larves se nourrissent de presque tous les organes aériens de la plante à savoir : les tiges tendres, les fleurs, les gousses vertes, les pédoncules, les boutons floraux (Atachi et al., 2002). Les dégâts de ces dernières sont décelables par la présence de fils soyeux sur les feuilles enrobées, les fleurs, les gousses et d’excrément sur l’orifice d’entrée de la gousse.
Maruca vitrata cause énormément de dégâts en occasionnant des pertes de rendement qui
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 12 peuvent atteindre 50 à 80% (Rurema et al., 2003). Afin de réduire ces dégâts et pertes au rendement, plusieurs approches de luttes sont utilisées.
1mm 1mm
Photo 5: Dégâts causés par les larves de Maruca vitrata sur les gousses de niébé Source : Dugje et al., (2009)
1.3.1.5. Approches de lutte contre Maruca vitrata a. Lutte culturale
La lutte culturale est une méthode de lutte basée sur des techniques culturales qui permettent éventuellement à la récolte d’échapper aux dégâts causés par les ravageurs (iita, 1982). Ainsi, les associations céréales-niébé permettent de réduire les attaques de Maruca vitrata Fabricius sur le niébé (Boer, 1989). La non-coïncidence entre la phase sensible de la plante hôte et du parasite par la modification appropriée de la date de semis est également utilisée pour limiter les dégâts des ravageurs. L’élimination des plantes hôtes dans les zones de production du niébé permet aussi de contrôler efficacement Maruca vitrata Fabricius (Atachi et Djihou, 1994).
b. Lutte biologique
La lutte biologique utilise des organismes vivants pour diminuer les niveaux de population d'autres organismes, généralement nuisibles. Les ennemis naturels les plus souvent utilisés en lutte biologique comprennent les micro-organismes, les nématodes entomophages, les prédateurs les parasitoïdes et les agents pathogènes. C’est ainsi que des populations de Maruca vitrata FAB sont décimées dans la nature par une gamme importante d'insectes entomophages et par des épizooties qui surviennent périodiquement (Atachi et al, 2014). Il est à noter qu’il existe deux types de lutte biologique :
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 13 - la lutte biologique classique est basée sur l’utilisation des ennemis naturels (parasitoïdes, prédateurs et les agents entomopathogènes) afin de contrôler efficacement les populations des ravageurs. Plusieurs insectes sont actuellement utilisés comme étant des parasitoïdes larvaires de Maruca vitrata parmi lesquels nous pouvons citer : Apanteles taragamae, Therophillus javanus, Nemorilla maculosa qui sont des insectes importés de Taïwan pour rendre plus efficaces cette lutte au Bénin (Tamò et al., 2010).
- la lutte microbiologique est basée sur l’utilisation des micro-organismes (bactéries, champignons, nématodes et virus). Des efforts considérables ont été déployés pour le contrôle biologique de M. vitrata ces dernières années (Tamò et al., 2010).Nommons par exemple l’IITA-Bénin qui ne cesse de lutter contre ces ravageurs dans ce sens.
Les méthodes biologiques sont celles qui offrent le plus de solutions véritables et durables (Atachi et al, 2014).
c. Lutte par l'utilisation de bio-pesticides
Cette méthode de lutte exploite les propriétés insecticides ou insectifuges de certaines substances botaniques. Ainsi, les extraits des feuilles de Neem (Azadirachta indica) et de papayer (Carica papaya) se montrent efficaces contre Maruca vitrata (Adetonah et al., 2005).
De même, les extraits et les poudres des amandes et des graines de Neem contrôlent efficacement les populations larvaires de Maruca vitrata (Laleye, 2007).
d. Résistance variétale
La lutte génétique est basée sur la résistance variétale. La résistance variétale est une propriété héréditaire et héritable de la plante qui lui permet d'inhiber le développement des populations d'insectes ravageurs ou de recouvrer les dégâts causés par ces dernières. Elle s'exprime selon trois modes: la non-préférence ou anti-xénose, l'antibiose et la tolérance.
Ainsi, les variétés érigées de niébé aux pédoncules longues et aux gousses séparées sont moins infestées par Maruca vitrata. Les gousses de ces variétés, au-dessus du feuillage, ne se touchant pas et ne touchant pas un autre organe, limitent l'expansion des dégâts (Mone, 2008).
e. Lutte intégrée
La lutte intégrée vise à éliminer jusqu'à un seuil de tolérance économique et sans préjudice à l’environnement les nuisibles dont Maruca vitrata reconnu comme l'un des principaux ravageurs du niébé en culture (Houndete et al., 2005). En d'autres termes c'est l'association de plusieurs méthodes de lutte compatibles, économiques et minimisant les impacts environnementaux. Le recours aux variétés les moins sensibles à Maruca vitrata, aux
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 14 méthodes culturales et à l'action des ennemis naturels du ravageur devrait permettre d'assurer une production suffisante du niébé moyennant un nombre de traitements minimum.
f. Lutte chimique
La lutte chimique est une méthode qui utilise des pesticides chimiques de synthèse pour combattre les ravageurs des cultures. Elle donne des résultats immédiats mais présente des risques de pollution sur la santé publique et l’environnement. L'usage intensif et continu des pesticides entraîne à la longue l'apparition des races résistantes, de nouvelles espèces nuisibles et la destruction des insectes utiles à la résistance des ravageurs (Rurema et al., 2003). Ainsi, la décision d'utiliser cette méthode doit être économiquement justifiée et fondée sur le seuil de nuisibilité économique du ravageur.
1.3.1.6. Ennemis naturels de Maruca vitrata
Les ennemis naturels sont des organismes qui empêchent de diverses manières, l’évolution normale des populations de M .vitrata. Ils sont pour la plupart de la classe des insectes et ont été recensés dans différents écosystèmes par plusieurs auteurs (Ekpodile, 2006 ; Laleye, 2007). Ils nuisent de façon naturelle à toutes les étapes du cycle de développement de M.
vitrata. Au nombre de ces ennemis naturels, nous pouvons citer quelques-uns que sont:
• Les parasitoïdes des œufs de M.vitrata
- Phanerotoma syleptae (Zettel) (Hymenoptera : Braconidae) - Trichogrammatoïdae eldana (Vigginia)
• Les parasitoïdes des larves de Maruca vitrata - Nemorilla maculosa (Diptera : Tachinidae)
- Apanteles taragamae (Viereck) (Hymenoptera : Braconidae) - Therophilus javanus (Bhat et Gupta) (Hymenoptera : Braconidae) Ces deux derniers parasitoïdes cités feront l’objet approfondi de notre étude.
• Les prédateurs
- Polyspilota aeruginasa (Gottesanbeterin) (Dictyoptera : Mantidae) - Camponotus sericeus (Fabricius) (Hymenoptera : Formicianae)
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 15
1.3.2. Apanteles taragamae
1.3.2.1. Morphologie et systématique
Apanteles taragamae est un insecte importé de Taïwan et introduit à l’insectarium de l’IITA-Bénin en 2005 pour être utilisé comme agent de lutte biologique contre M. vitrata. Cet insecte est un hyménoptère de la famille des Braconidae appartenant au genre Apanteles et à l’espèce Apanteles taragamae. C’est un petit insecte de 2,0 à 2,5 mm de long au corps noir avec des taches jaunâtres sur l’abdomen et les pattes. Il existe un dimorphisme sexuel caractérisé par un abdomen un peu plus développé et terminé par un ovipositeur adapté à la piqûre chez la femelle. Les antennes de la femelle sont plus courtes que celles du mâle (Ekpodile, 2006). La classification de cet insecte se résume comme suit :
Règne Animal Embranchement Arthropode Classe Insecte
Ordre Hyménoptère Famille Braconidae Genre Apanteles
Espèce Apanteles taragamae
Nom scientifique Apanteles taragamae Viereck Source : Laleye,(2007)
1mm 1mm
Source : Goergen, ITTA-Bénin
Photo 6: Femelle de A. taragamae Photo 7: Mâle de en A. taragamae
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 16
1.3.2.2. Biologie et écologie de Apanteles taragamae
La reproduction chez Apanteles taragamae est favorisée par une humidité relative de 80-85% et une température avoisinant 25°C. L’accouplement de cet insecte se fait très tôt après son émergence. Les mâles émergent d’abord de la pupe et fécondent les femelles au fur et à mesure qu’elles apparaissent. Les femelles ne s’accouplent qu’une seule fois au cours de toute leur vie (Ekpodile, 2006). Le sexe ratio chez l’espèce est de 50% donc une femelle pour un mâle. En effet, dans une population de Apanteles taragamae, le nombre de mâles dépasse largement celui des femelles. Les femelles non fécondées des Hyménoptères en général ne produisent que de mâles (Greathead et al., 1992). La recherche de l’hôte par la femelle se fait par une prospection sans cesse sélective de l’organisme visé dans son habitat. Ainsi avec ses antennes, elle identifie la chenille hôte, et une fois la chenille retrouvée, elle peut monter sur elle et se pencher de côté, elle baisse son abdomen, insère son ovipositeur dans la chenille hôte et y dépose des œufs. Cette phase dure généralement quelques secondes. Les œufs se développent à l’intérieur de la chenille hôte jusqu’à l’éclosion. La larve de A. taragamae qui sort de la chenille hôte dure quelques heures (5 à 10 heures environ) et se transforme en pupe.
Pour sortir, la larve de A. taragamae, déchire le corps de son hôte, entraînant ainsi la mort de celui-ci. La pupe est cylindrique et arrondie aux deux extrémités. Elle mesure environ 3,73 mm de long et 1,27 mm de large. Elle est d’une couleur blanc claire au début et devient sombre à la fin de la pupaison. L’émergence de l’adulte a lieu 3 à 4 jours après la pupaison à 24,6°C et 80-85% d’humidité relative (Dannon, 2011).
1.3.3. Therophilus javanus
1.3.3.1. Morphologie et Systématique
Therophilus javanus est un insecte découvert en Taïwan (Asie) comme parasitoïde larvaire de Maruca vitrata et importé au Bénin .Il a été introduit à l’insectarium de la section niébé de l’IITA-Bénin. Cet insecte est un hyménoptère de la famille des Braconidae appartenant au genre Therophilus et à l’espèce Therophilus javanus. Cet insecte possède un corps noir brillant, une paire d’antennes, deux paires d’ailes transparentes, et un abdomen de couleur jaunâtre mais qui se termine par un bout noir. La femelle de Therophilus javanus se distingue aisément du mâle par un abdomen jaunâtre mais pouvant être distingué par un ovipositeur tandis que le mâle n’en possède pas. La classification de cet insecte se résume comme suit :
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 17 Règne Animal
Embranchement Arthropode Classe Insecte Ordre Hyménoptère Famille Braconidae Genre Therophilus
Espèce Therophilus javanus Nom scientifique Therophillus javanus Source : Van Achterberg et Long K., (2010
)
1mm
Photo 8: Adulte Therophilus javanus
1.3.3.2. Biologie et écologie de Therophilus javanus
La reproduction de T. javanus est favorisée par une humidité relative de 70-85% et une température avoisinant 25°C. Chez cet insecte, l’oviposition se produit par les femelles accouplées ou non, quelques heures après leur apparition. La femelle recherche et identifie la larve hôte par ses antennes et ses pattes, une fois qu’elle reconnaît la larve, elle l’attaque par ses pattes antérieures et au bout de quelques secondes elle baisse son abdomen, insère son ovipositeur dans la larve hôte puis y pond ses œufs. Ces œufs se développent à l’intérieur de la larve hôte en augmentant considérablement de dimension jusqu’à l’éclosion. Le corps de la larve hôte se déchire, et celle-ci meurt laissant place à la larve du parasitoïde. La larve de T.
javanus évolue normalement et se transforme 10 à 12 jours après en pupe de T. javanus.
L’émergence de l’adulte a lieu 3 à 4 jours après la pupaison à 25°C et 70-85% d’humidité relative. Dans les champs, on retrouve les pupes dans les plis des feuilles où les larves hôtes se trouvaient avant le parasitisme.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 18
PARTIE II : MATERIEL ET METHODES
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 19
2. Cadre de l’étude
L’étude s’est déroulée à la Station de l’IITA-Bénin. Cette Station est située dans la commune d’Abomey-Calavi (6°28N, 2°21E, 15 m d’altitude) à environ douze (12) kilomètres au Nord-Ouest de Cotonou dans le département de l’Atlantique.
2.1. Matériel
2.1.1. Matériel entomologique
Le matériel entomologique utilisé pour la présente étude a été fourni par l’insectarium de l’IITA/Bénin. Il est principalement constitué de :
- Larves de M.vitrata de 2 jours et 3 jours d’âge - Femelles et les mâles de A. taragamae
- Femelles et les mâles de T. javanus
2.1.2. Matériel végétal
Le matériel végétal est constitué des graines de niébé germées pour nourrir les larves de Maruca vitrata. La variété de niébé utilisée pour l’étude est la variété locale « Sakaouga ».
1mm
Photo 9: Graines de niébé germé dans une boîte
2.1.3. Matériel technique
Le matériel technique utilisé au laboratoire est composé de :
- D’un micro-aspirateur pour aspirer les parasitoïdes A. taragamae et T. javanus
- Papier absorbant afin d’absorber l’humidité interne des boîtes d’élevage des larves de M.vitrata
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 20 - Du milieu nutritif naturel composé de niébé germé pour servir d’alimentation pour les larves de M.vitrata
- Des pincettes pour la collecte de pupes des insectes - Des pinceaux pour la collecte des larves de M.vitrata
- Des cages de forme cubique et de dimension 20cm x 20 cm x 20 cm avec sur un côté une ouverture circulaire de 12 cm de diamètre pour l’élevage de M.vitrata et des parasitoïdes.
- Des boîtes d’élevage de 11 cm de hauteur et 16,5 cm de diamètre pour l’infestation de M.vitrata
- Des boîtes d’inoculation de 4,5 cm de hauteur et 10 cm de diamètre pour la réalisation des essais
- Du miel pour l’alimentation des parasitoïdes et les adultes de M.vitrata.
- De l’alcool à 80% pour désinfecter et stériliser les boîtes d’inoculation et les boîtes d’infestation.
- Un compteur mécanique pour le dénombrement des pupes, des parasitoïdes et des larves de M. vitrata lors de la collecte.
- Du niébé germé pour nourrir les larves de M.vitrata
2.2. Méthodes
Plusieurs méthodes ont été utilisées pour la réalisation des essais au laboratoire
. 2.2.1. Elevage de Maruca vitrata
2.2.1.1. Collecte des œufs de Maruca vitrata
La collecte des œufs est réalisée chez des femelles de M. vitrata nouvellement émergées et accouplées de trois jours d’âge. Cette opération est effectuée à la température nocturnes de 27,2 ± 0,4°C et une humidité relative 73 ± 0,3%. Douze (12) femelles sont capturées dans des boîtes d’oviposition de 60cc contenant un morceau de papier torchon mouillé au miel dilué à 5%. Le lendemain, les femelles sont relâchées des boîtes contenant des œufs. Les boîtes sont ensuite refermées à l’aide de tissus mousseline pour l’incubation des œufs qui dure trois jours. A la veille de l’éclosion des larves, les boîtes d’incubation sont disposées sur le milieu nutritif préalablement préparé pour que les jeunes larves puissent s’alimenter.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 21 1mm
Photo 10: Plateau contenant des boîtes d’oviposition de M. Vitrata
2.2.1.2. Infestation des grains de niébé germé par des larves de M.
vitrata
Elle consiste à préparer des boîtes d’élevage en les nettoyant proprement et en les tapissant de papiers absorbant afin de réduire l’humidité. Ces dernières sont remplies à moitié de grains de niébé germés sur lesquels il est introduit des larves néonates de M. vitrata. Les boîtes sont régulièrement contrôlées durant le développement larvaire et le milieu nutritif est complété chaque trois jour. A l’émergence des adultes, le même cycle d’élevage de M. vitrata recommence pour maintenir la population durant la présente étude.
1mm
Photo 11: Disposition des boîtes d’infestation sur une étagère au Laboratoire
2.2.2. Expérimentation
Cette étude vise à évaluer et apprécier l’efficacité de parasitisme de T. javanus et de A.
taragamae sur Maruca vitrata. Elle a été conduite au laboratoire à une température moyenne de27, 2 ± 0,4°C et une humidité relative de 73 ± 0,3%.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 22
2.2.2.1. Réalisation des essais
1. Taux de parasitisme simultané de Apanteles taragamae et de Therophilus javanus sur les larves de deux et trois jours d’âge (48h) et (72h) de M. vitrata
Au cours de la présente étude, les larves de M. vitrata de 48h d’âge ont été exposées aux deux parasitoïdes. Le but de ce premier essai sur les deux ennemis naturels de M.vitrata (A. taragamae et T. javanus) a consisté à évaluer l’effet conjugué de parasitisme de ces deux parasitoïdes sur les larves de 2jours (48h) de M.vitrata. Dans une boîte d’inoculation de 4,5 cm de hauteur et 10 cm de diamètre, lavée, rincée et tapissée de papiers torchon qui permettent d’absorber l’humidité des boîtes, il y est introduit quarante (40) larves de M.
vitrata du même âge. Un couple de A. taragamae et un couple T. javanus nouvellement émergé, accouplé et n’ayant pas connu d’expérience de parasitisme sont simultanément introduits dans la boîte contenant les larves M. vitrata. Après 24h, les parasitoïdes sont aspirés des boîtes et les larves sont nourries niébé germé. Le suivi régulier des boîtes est effectué jusqu’au dépouillement des boîtes qui a lieu à partir du 10ème jour après l’inoculation pour compter le nombre de pupes du parasitoïde. Cet essai a été réalisé respectivement sur des larves de 48h et 72h d’âge avec 100 répétitions.
1mm
Photo 12: Plateau contenant des boîtes d’inoculation dont du miel est déposé sur le tissu mousseline pour l’alimentation des parasitoïdes
2. Taux de parasitisme de Apanteles taragamae et de Therophilus javanus suivant leur ordre d’exposition aux larves de deux et trois jours d’âge (48h) et (72h) de M. vitrata.
Le but de cet essai est de voir si les larves de M. vitrata déjà parasitées par l’une des espèces de parasitoïde seront parasitées par la seconde espèce. A cet effet, les larves de M.
Rédigé par Auriane C. AGLI et Dieu-Race S. AGO 23 vitrata sont introduites dans la boîte de 4,5 cm de hauteur et 10 cm de diamètre préparée comme précédemment décrite. Dans cette dernière il y est introduit un couple de la première espèce de parasitoïde nouvellement émergé, accouplé et dont la femelle n’a pas connue d’expérience de parasitisme. Cinq (5) heures après, cette espèce de parasitoïde est retirée de la boîte et un couple de la deuxième espèce de parasitoïde nouvellement émergé, accouplé et dont la femelle n’a pas connue d’expérience de parasitisme y est introduit pour une durée de cinq (5) heures. Après l’aspiration des individus de la deuxième espèce de parasitoïde de la boîte contenant la larve exposée, ces dernières sont nourries aux grains de niébé germés. Le suivi régulier des boîtes est effectué jusqu’au dépouillement des boîtes qui a lieu à partir du 10ème jour après l’inoculation pour compter le nombre de pupes du parasitoïde. L’essai a été effectué respectivement sur des larves de 48h et de 72h d’âge avec 100 répétitions. L’ordre d’exposition des larves de M. vitrata est la suivante, cinq(5) heures à A. taragamae puis cinq (5) heures à T. javanus.
3. Variation du taux de parasitisme de Maruca vitrata en fonction de l’âge de T.
javanus.
Le troisième essai a été réalisé pour connaitre le taux de parasitisme de T. javanus en fonction de l’âge. Dans une boîte d’inoculation de 4,5 cm de hauteur et 10 cm de diamètre préalablement préparées comme décrite dans les essais précédents, il y est introduit trente (30) larves de 3 jours (72h) de M.vitrata. Dans cette boîte, un couple de T. javanus nouvellement émergé, accouplé et n’ayant pas connu d’expérience de parasitisme est introduite. Les âges testés pour le parasitoïde sont : 24h, 48h, 72h, 96h, 120h et 144h. Après 24h, le couple de parasitoïde est aspiré et les larves sont alimentées jusqu’à l’émergence des adultes de M.
vitrata ou de T. javanus. Le couple est donc transféré chaque jour dans une autre boîte préparée de numéro correspondant jusqu'à la mort de la femelle. Chaque fois que la femelle meurt cette boîte est omise et les larves sont nourries à nouveau avec du niébé mais dans le cas où c’est le mâle qui meurt, l’essai suit son cours normal car il est juste remplacé par un autre dans la population existante.
2.2.2.2. Données collectées
Les données relatives aux nombres de pupes formées et d’adultes émergés ont été collectées pour A. taragamae et T. javanus. Les données relatives aux nombres de larves inoculées, nombre de pupes formées, nombre de larves mortes et aux nombres de larves survivantes sont collectées pour M. vitrata.
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2.2.2.3. Analyse des données
Le tableur Excel a été utilisé pour saisir les données, transformer les données brutes relatives aux taux de parasitisme par la fonction Arc Sinus. Ce tableur a été utilisé pour réaliser les tableaux et construire les graphes. Les différents taux de parasitisme des deux parasitoïdes ont été évalués en utilisant la procédure GLM du logiciel statistique SAS version 9.2 suivi du test de Student-Newman-Keuls (SNK). Les moyennes ont été calculées et comparées avec ANOVA, la discrimination des moyennes est effectuée à l’aide du test de SNK au seuil de 5%.
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