Effet de Lonchocarpus sericeus (poir k.) et de Sesbania rostrata (Bremek et Oberm) sur la biologie de Therophylus javanus (Bhat et Gupta)

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REPUBLIQUE DU BENIN

⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰

MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰

UNIVERSITE D’ABOMEY-CLAVI

⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰

ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY CALAVI (EPAC)

⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰

DEPARTEMENT DE GENIE DE L’ENVIRONNEMENT (D/GEn)

⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰ ⃰

RAPPORT DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE EN AMENAGEMENT ET PROTECTION DE

L’ENVIRONNEMENT

THEME

Présenté par : Judith Donalde BADOU Sous les directions de :

Superviseur Co-superviseur Dr Daniel CHOUGOUROU Dr Manuele TAMÒ

9^ème promotion

ANNEE ACADEMIQUE 2015 2016

Effet de Lonchocarpus sericeus (poir k.) et de

Sesbania rostrata (Bremek et Oberm) sur la

biologie de Therophylus javanus (Bhat et Gupta)

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Réalisé par Judith BADOU i

DEDICACE

Nous dédions ce document à nos chers parents, AKOUTA Hortense et BADOU Georges pour qui notre réussite a été un souci permanent.

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Réalisé par Judith BADOU ii

REMERCIEMENTS

Nous ne pouvons commencer sans remercier DIEU notre créateur pour toutes ses merveilles dans notre vie. Par ta divine grâce seigneur, nous sommes parvenus à la réalisation de ce travail. Que ton nom soit glorifié à jamais.

Nous tenons sincèrement à remercier :

 Dr Manuele TAMÒ, Représentant résidant de l’IITA-Bénin pour nous avoir accepté comme stagiaire dans son institut, merci de nous avoir permis de réaliser ce travail;

 Dr. Ir Daniel C. CHOUGOUROU, Enseignant Chercheur à l’EPAC, Maître de Conférences des universités (CAMES). Recevez toute notre gratitude pour avoir accepté de superviser notre rapport;

 Mr André HESSOUH, Administrateur à IITA-Bénin pour ses démarches administratives, merci infiniment;

 Dr. Jacques B. ADJAKPA, notre chef département, Enseignant Chercheur à l’EPAC, Maître de Conférences des universités (CAMES). Recevez toute notre gratitude

 Excellence Mr le président du jury et les honorables membres du jury, qui nous font honneur en acceptant d'examiner et de juger notre travail ;

 Les enseignants de l’EPAC en particulier ceux du Département du Génie de l’Environnement pour avoir partagé avec nous leur savoir;

 Dr Elie DANNON et Dr Benjamin DATINON, pour la documentation que vous nous aviez fournie, recevez ici notre profonde gratitude;

 Mr AHANCHEDE Mamadou, ZANNOU Romuald, MENSAH Franck et Mr ZANZANA Karim pour leurs aides et pour tous leurs conseils;

 Mme Judith GLELE, et les Sieurs Mathias AZOKPOTA, Basile DATO, pour leurs appuis techniques et leurs divers conseils;

 Les techniciens de laboratoire Enoch, Juste, et les stagiaires Nelly, Charnel, Isac, Armand, Giscard, Aude, ester, Carine pour leur aide durant la période de stage ;

 Notre frère BADOU Nahum pour son amour fraternel ;

 Nos collègues Conforte, Modeste, Issiakou, Vermette, Carmel, Badirath, Yasmine

 Nos camarades environnementalistes de la 9^ème promotion de licence professionnelle pour les bons moments passés ensemble;

Enfin, nous remercions toutes les personnes dont les noms ont été omis non intentionnellement et qui ont participé de près ou de loin à la réalisation de ce travail. Nous vous en savons gré. Merci pour tout.

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Table des matières

DEDICACE ... i

REMERCIEMENTS ... ii

TABLE DES MATIERES ... Erreur ! Signet non défini. LISTE DES PHOTOS ... vi

LISTES DES FIGURES ... vi

LISTES DES ANNEXES ... vi

LISTES DES SIGLES ET ABREVIATION ... vii

RESUME ... viii

ABSTRAT ... ix

INTRODUCTION ... 1

OBJECTIFS ... 3

Objectif Général ... 3

Objectifs spécifiques ... 3

HYPOTHESES ... 3

... 4

1.1. Généralités sur le Niébé ... 5

1.1.1. Origine du Niébé ... 5

1.1.2. Description et systématique du Niébé ... 5

1.1.3. Ecologie du niébé ... 6

1.1.4. Production et importance du niébé ... 7

1.1.4.1. Production du niébé en Afrique et au Bénin ... 7

1.1.4.2. Importance du niébé ... 7

1.1.5. Contraintes liées à la culture du niébé ... 8

1.2. Généralités sur Maruca vitrata ... 10

1.2.1. Systématique ... 10

1.2.2. Description morphologique ... 10

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1.2.3. Biologie et écologie ... 11

1.2.4. Dégâts causés par Maruca vitrata ... 12

1.2.5. Méthodes de lutte contre M. vitrata ... 13

1.2.5.1. Méthodes culturales ... 13

1.2.5.2. Résistance variétale ... 14

1.2.5.3. Lutte chimique ... 14

1.2.5.4. Lutte biologique ... 14

1.2.5.5. Lutte intégrée ... 15

1.2.5.7. Parasitoïdes de M. vitrata ... 16

1.3. Généralités sur Therophilus javanus Bhat et Gupta ... 17

1.3.1. Systématique et description morphologique ... 17

1.3.2. Biologie et écologie ... 17

1.4. Généralités sur Sesbania rostrata ... 18

1.4.1 Origine et distribution ... 18

1.4.2. Description ... 18

1.4.3. Importance et valeur nutritive. ... 18

1.5. Généralités sur Lonchocarpus sericeus ... 19

... 20

2.1. Matériel ... 21

2.1.1. Cadre de l’étude ... 21

2.1.2. Matériel entomologique ... 21

2.1.3. Matériel végétal ... 21

2.1.4. Matériel de terrain ... 21

2.1.5. Matériel de laboratoire ... 21

2.2. Méthodes ... 22

2.2.1. Elevage de Maruca vitrata pour l’obtention des œufs ... 22

2.2.2. Technique d’obtention en masse des œufs de Maruca vitrata ... 23

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Réalisé par Judith BADOU v

2.2.3. Déroulement de l’essai ... 24

2.2.4. Collecte des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata. ... 24

2.2.4.1. Pré-dépouillement des fleurs ... 25

2.3.4.2. La pré-infestation des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata ... 25

2.2.4.2. Inoculation des larves de Maruca vitrata par Therophilus javanus ... 26

2.2.4.3. Infestation des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata ... 26

2.2.5. Dépouillement des boîtes d’élevage ... 27

2.2.6. Elevage de Therophilus javanus ... 27

2.2.7. Analyse des données ... 28

3.1. RESULTATS ... 30

3.1.1. Biologie de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus ... 30

3.1.2. Biologie de T. javanus sur les fleurs de S. rostrata ... 30

3.1.3. Le sexage ... 31

3.2. DISCUSSION ... 32

CONCLUSION ET SUGGESTION ... 33

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 34

ANNEXES ... ix

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Réalisé par Judith BADOU vi

LISTE DES PHOTOS

Photo 1 : Plante de niébé ; 2383x3751 ... 6

Photo 2: Maruca vitrata ... 10

Photo 3: Cycle biologique de M. vitrata ... 11

Photo 4: Dégâts de M. vitrata sur des gousses de niébé ; ... 12

Photo 5: Adultes de T. javanus ... 17

Photo 6: Plante de Sesbania rostrata ; 640x447 ... 18

Photo 7: Lonchocarpus sericeus, 800x536 ... 19

Photo 8: Cage servant à l’élevage de Maruca vitrata ... 23

Photo 9: Différentes boîtes et cages utilisées pour l’oviposition ... 23

Photo 10 : Fleurs de L. sericeus 800x533 Photo 11: Fleurs de S. rostrata 640x480 24 Photo 12 : Pré-infestation des fleurs de L. sericeus et S. rostrata ... 25

Photo 13: Inoculation ... 26

Photo 14: Dépouillement L. sericeus Photo 15: Dépouillement S. rostrata ... 27

Photo 16: Adultes de Therophilus javanus émerger en cage ... 28

LISTES DES FIGURES

Figure 1: Cycle de developpement de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus ... 30

Figure 2: Cycle de développement de T. javanus sur les fleurs de S. rostrata ... 30

Figure 3: Cycle de développement de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus et S. rostrata 31 Figure 4: Variance de sexes de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus et S. rostrata ... 31

LISTES DES ANNEXES

Annexe 1: Dépouillement des fleurs de Lonchocarpus sericeus ... ix

Annexe 2: Chrysalide de Therophilus javanus en formation ... ix

Annexe 3 :Chrysalide de Therophilus javanus ... ix

Annexe 4 : Etapes de mise en cage de chrysalides obtenues ... x

Annexe 5: Mâle de Maruca vitrata ... x

Annexe 6 : Femelle de Maruca vitrata ... x

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LISTES DES SIGLES ET ABREVIATION

An : année

AVRDC : Asian Vegetable Research and Development Center EPAC : Ecole Polytechnique d’Abomey-Calavi

FAO : Food and Agriculture Organization

FAOSTAT : Food and Agriculture Organization Statistics GPS : Global Position System

GEn : Génie de l’Environnement Ha : hectare

HR : Humidité Relative

IITA : Institut International d’Agriculture Tropicale Kg :Kilo-gramme

MAEP : Ministère de l’Agriculture, de l’Elevage et de la Pêche mm : Millimètre

PIB : Produit Intérieur brute SAS : Statistical Analysis System UAC : Université d’Abomey-Calavi USA : States of America United

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Réalisé par Judith BADOU viii

RESUME

La chenille de la lépidopdtère Maruca vitrata Fabricius est un redoutable insecte ravageur du niébé qui occasionne des dégâts sur plusieurs autres plantes non cultivées telles que Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata. Découverte comme parasitoïde de Maruca vitrata, Therophilus javanus Bhat et Gupta est une guêpe exotique importé au Bénin et avant de procéder à son lâcher en milieu réel il est important de confirmer sa survie sur les plantes hôtes alternative. C’est dans ce cadre que le potentiel biologique du parasitoïde sur ses plantes a été évalué au laboratoire. Ainsi il a été colleté dans la nature différente fleur de L. sericeus et de S. rostrata que nous infestons par des larves de M. vitrata. Arrivé à 48h d’âge ces larves sont utilisées pour l’inoculation. Les chenilles parasités sont nourries jusqu’au stade nymphale. Les essaies sont répétées 4fois sous une température de 25°C et une humidité relative de 76%.

Les résultats ont montrés que la moyenne du cycle de développement de T. javanus sur L.

sericeus est de 18 jours au seuil de 5% tandis qu’il est de 18.400000 jours avec une erreur standard de 0.2309401 au seuil de 5%.. Il en découle que le cycle de T. javanus est plus court sur L. sericeus que sur S. rostrata avec une erreur standard égale à 0.2309401 au seuil de 5%.

Les résultats sur le sexage des individus obtenus sur les fleurs de S. rostrata montrent qu’il n’y a pas une différence significative entre l’obtention du mâle et de la femelle.

Mots clés : Maruca vitrata, Lonchocarpus sericeus, Sesbania rostrata, Lâcher, Lutte biologique.

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Réalisé par Judith BADOU ix

ABSTRAT

The caterpillar of the lepidopteran Maruca vitrata Fabricius is a dangerous devastating insect of the cowpea which causes some damages on several other non-cultivated plants as Lonchocarpus sericeus and Sesbania rostrata. Discovered like Maruca vitrata parasitoid, Therophilus javanus Bhat and Gupta is an exotic wasp imported to Benin; before proceeding to his release in real environment it is important to confirm his survival on alternative hosts plants. It is in this setting that the biologic potential of the parasitoid on these plants has been appreciated at the laboratory. So different flower of L. sericeus and S. rostrata has been collected in the order that we infest them by M. vitrata larvas. After 48 hours, these larvas are used for the inoculation. The parasitized caterpillars are fed until the nymph stage.

Experiments are repeated (4) four times on the temperature of 25°C and a relative humidity of 76%.

The results showed that the average cycle of development of T. javanus on L. sericeus is for 18 days in the level of 5% while it for 18.4 days with a standard error of 0.2309401 at the same level. It stand out that the cycle of T. javanus is shorter on L. sericeus than on S. rostrata at 5% with 0.2309401 of standard error. The sexing of the obtained individuals on the flowers of S. rostrata show that there is no significant difference between male and female obtaining.

Key words : Maruca vitrata, Lonchocarpus sericeus, Sesbania rostrata, release, bio control.

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INTRODUCTION

Le secteur agricole joue un rôle fondamental dans l’économie et la société de la plupart des pays d’Afrique. Il représente au Bénin plus de 75% des recettes d’exportation des produits locaux et 35% des produits intérieurs brut (PIB). Au nombre des produits agricoles cultivés, les légumineuses vivrières sont sans doute le moyen le plus efficace pour assurer l’équilibre alimentaire des populations dans les régions tropicales en raison de leurs richesses en substance nutritives (Akpovi, 1993). Parmi les légumineuses vivrières rencontrées au Bénin, le niébé est le plus cultivé (Atachi et al, 1984).

Le niébé (Vigna unguiculata (L.) Walp), légumineuse à graine de la famille des Fabacées est un aliment riche en protéines, en éléments minéraux et en vitamines. Cette valeur nutritive fait d’elle un excellent complément des céréales et tubercules qui sont à la base de l’alimentation.

En plus de son adaptation à divers conditions climatiques et écologiques, il joue un rôle important dans la fertilisation des sols grâce à la fixation symbiotique de l’azote et peut constituer un aliment de choix pour le bétail du fait de la qualité de son feuillage.

Malheureusement, plusieurs facteurs biotiques et abiotiques réduisent la croissance et le rendement de la culture du niébé. Ceci parce que le niébé est sensible à tout un éventail de maladies et de ravageurs et sa culture est sujette à plusieurs contraintes provenant principalement des insectes (Egho, 2010). Ces derniers attaquent la culture, depuis les semis jusqu’au stockage des graines après récolte. Très peu de cultures souffrent de pareilles attaques d’insectes (Atachi et Ahohuendo, 1989). Plusieurs insectes ont été identifiés comme étant nuisibles au niébé ; parmi ceux-ci figure Maruca vitrata Fabricius.

Maruca vitrata de la famille des Crambidea, est un redoutable ravageur du niébé. Insecte de l’ordre des lépidoptères, c’est un papillon qui attaque les fleurs et les gousses de la plante : c’est un foreur de gousses. Au cours de son développement, les chenilles de cet insecte se nourrissent des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et gousses encore fraîches (Okech et Saxena, 1990). Les dégâts causés par M. vitrata sont estimés en une perte de rendement de 30 à 86% (Singh et al., 1990 ; Tamò et al., 2003). Les larves de cette Crambide ont été également signalées comme ravageurs des fleurs de certaines plantes de légumineuses sauvages, tels que Sesbania (Retz), Poir (Huang et al.,2003 ) et Lonchocarpus sericeus. Ces plantes (Sesbania rostrata et L. sericeus) sont des plantes hôte alternatives qui jouent un rôle important dans la biologie de l'insecte en rapport avec les saisons permettent ainsi de

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maintenir les populations de M. vitrata sur les légumineuses sauvages lorsque le niébé (V.

unguiculata) n'est pas en culture.

Afin de réduire ces dégâts et pertes de rendement, plusieurs approches de luttes sont utilisées par les cultivateurs. Parmi celles-ci, la lutte chimique est la plus utilisée car considérée comme la plus efficace (Kamara et al., 2007). Mais elle présente d’énormes risques tant pour le cultivateur, le consommateur que pour l’environnement. L’usage abusif et continu des produits chimiques peut entrainer l’apparition d’individus résistants et de nouvelles espèces nuisibles, la pollution de l’environnement et la progressive disparition des insectes utiles (Djihinto et al., 2012).

Il devient alors urgent de développer des méthodes alternatives à la lutte chimique. La lutte biologie s’inscrit parfaitement dans cette logique. Cela se fait sans aucun dommage à l’environnement, aux cultures et a l’homme. L’importation de Therophilus javanus Bhat et Gupta (Hymenoptera : Braconidae) et sa mise en valeur au Bénin est une application de cette stratégie de lutte.

Ce parasitoïde a été recueilli au centre AVRDC à Taiwan et importé dans les installations de confinement d'élevage à l'IITA-Bénin. Des études sont en cours pour évaluer son potentiel écologique comme agent de lutte biologique contre le ravageur M. vitrata en Afrique de l'Ouest.

Notre étude est un volet des investigations en cours dans la maitrise du potentiel écologique et de l’éthologie de ce parasitoïde. C’est dans ce cadre que la présente recherche se propose de vérifier « l’effet de L. sericeus et de S. rostrata sur la biologie de T. javanus parasitoïde larvaire de M. vitrata »

Outre l’introduction, la conclusion et les suggestions, ce document s’articule en trois chapitres qui sont: le premier chapitre est consacré à la synthèse bibliographique dans laquelle nous avons abordé les généralités sur le niébé, le foreur des fleurs et gousses M. vitrata, son parasitoïde T. javanus, ainsi que sur L. sericeus et S. rostrata. Le second chapitre présente les matériels et méthodes utilisés. Enfin, le troisième chapitre porte sur la présentation et la discussion des résultats obtenus.

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OBJECTIFS

Objectif Général

L’objectif global de cette étude est d’améliorer la lutte biologique de M. vitrata par T.

javanus.

Objectifs spécifiques De façon spécifique il s’agit :

 de déterminer la durée du cycle de développement de T. javanus sur L. sericeus, et S.

rostrata.

 d’identifier la plante hôte alternative favorable au développement du parasitoïde T.

javanus

HYPOTHESES

Deux hypothèses ont servi de base à cette étude :

 la biologie de T. javanus sur L. sericeus n’est pas la même sur S. rostrata.

 la plante hôte alternative S. rostrata est plus favorable pour le développement de T.

javanus que L. sericeus

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1.1. Généralités sur le Niébé

1.1.1. Origine du Niébé

Plusieurs chercheurs ont émis des hypothèses sur la question de l’origine du niébé et l'hypothèse la plus soutenue admet que le point de départ du niébé est l'Afrique occidentale et très vraisemblablement le Nigeria où les espèces sauvages abondent dans les savanes et les forêts Rawal, 1975. Selon Dabiré (2001), l'origine africaine du niébé est confortée par le fait qu'en Afrique occidentale, il est intégré aux systèmes de culture, aux rites socio- culturels et possède des noms locaux chez la plupart des groupes ethniques. Le niébé, semble donc avoir été domestiqué et cultivé en Afrique tropicale depuis les temps préhistoriques avant d'arriver très tôt en Egypte, en Arabie et en Inde et par la suite aux Indes occidentales au 16èmesiècle et aux USA au 17^ème siècle.

1.1.2. Description et systématique du Niébé

Le niébé est une plante herbacée annuelle et diploïde (2n = 22 chromosomes) à port érigé, rampant ou intermédiaire appartenant à l’ordre des légumineuses (Ali, 2005). La racine est pivotante bien développée, et les racines latérales et adventives sont nombreuses. La tige atteignant 4m de long, est anguleuse ou presque cylindrique. Les feuilles sont alternes, et tri- foliolées. Les inflorescences sont axillaires, non ramifiées et formées d'un pédoncule au bout duquel se trouve le rachis dont chaque nœud porte une paire de fleurs et un bourrelet de nectaires extra floraux. La coloration des fleurs varie du blanc au violet. Ces dernières évoluent pour donner des gousses qui seront récoltées à maturité. Les gousses sont allongées, aplaties, droites ou légèrement courbées, marquées par des renflements à l'emplacement des graines. Selon Ngelekan (2006), elles peuvent contenir jusqu’à 21 graines. En fonction des cultivars, le niébé présente une très large gamme de colorations des graines.

D'après les travaux de Verdcourt (1970) puis ceux de Marechal et al. (1978), le niébé appartient au genre Vigna, un genre constitué d'environ 150 espèces herbacées dans différentes régions tropicales. Le genre Vigna fait partie de la sous-famille Faboideae et de la famille des Fabaceae.

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Embranchement : Spermaphytes Sous embranchement : Angiospermes Classe : Dicotylédones

Sous classe : Rosidae Ordre : Fabales Famille : Fabacées Sous famille : Faboïdae Tribu : Phaseoleae Sous tribu : Phaseolina

Genre : Vigna Photo 1 : Plante de niébé ; 2383x3751 Espèce :Vigna unguiculata

Source

: cliché BADOU 2016 Nom binominal : V. unguiculata (L) Walp ;1843

Le genre Vigna comprend environ 80 espèces dont l'une des plus importantes est Vigna unguiculata. De cette espèce, il existe des formes sauvages et des formes cultivées.

Selon Madamba et al. (2006), on admet généralement cinq (05) groupes de cultivars au sein de V. unguiculata cultivé.

1.1.3. Ecologie du niébé

Selon Madamba et al. (2006), le niébé est une plante thermophile qui se cultive dans les régions tropicales et subtropicales. Sa culture varie entre 25 et 28 °C de températures optimales. La pluviosité annuelle optimale de l'aire de culture du niébé varie de 600 à 900 mm (Mémento, 2002). Cependant, grâce aux divers variétés précoces et extra-précoces, il peut pousser dans le Sahel où la pluviométrie est inférieure à 500 mm/an (Dugje et al., 2009). Sur le plan pédologique, Il évolue bien dans les sols profonds et bien drainés et est tolérant à la sécheresse mais aussi supporte-il des sols à prédominance sableuse aux sols à dominance argileuse légèrement alcalins (Laleye, 2007). Le niébé peut être semé en culture pure ou en association avec d’autres cultures notamment les céréales.

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1.1.4. Production et importance du niébé

1.1.4.1. Production du niébé en Afrique et au Bénin

La production annuelle mondiale varie entre 3,3 et 5,03 millions de graines sèches (FAOSTAT, 2009) dont plus de 64 % sont produits en Afrique de l’Ouest et du centre (Nkouannessi, 2005). Les principaux pays producteurs sont le Nigéria, le Niger, le Mali, le Burkina Faso, le Sénégal et le Ghana, viennent après le Bénin et Togo. Le niébé est présent dans les systèmes productifs de tous les pays côtiers. En 2004, les meilleurs pays producteurs du niébé au monde sont le Nigeria suivi du Niger avec les productions respectives de 2.137.000 tonnes et de 549.035 tonnes (FAO, 2005). Sa production en 2011 est évaluée à 293.875 tonnes dont 54, 64 % au Bénin (160.578 tonnes) et 26, 02 % au Togo (76.465 tonnes) (FAOSTAT, 2012). Le niébé est cultivé au Bénin sur toute l’étendue du territoire national.

Les zones de prédilection se rencontrent par ordre d’importance dans l’Ouémé, le Mono et le Zou (MAEP, 2004).

1.1.4.2. Importance du niébé

Le niébé est une importante denrée de base en Afrique subsaharienne, particulièrement dans les savanes arides de l’Afrique de l’Ouest. Ses graines représentent une précieuse source de protéines végétales, de vitamines et de revenus pour l’homme, ainsi que de fourrage pour les animaux. Les feuilles juvéniles et les gousses immatures sont consommées sous forme de légume. Dans un système de rotation, le niébé joue également un important rôle comme source d’azote pour les cultures céréalières (telles que le maïs, le mil et le sorgho), notamment dans les zones caractérisées par une faible fertilité du sol. Les besoins en azote du niébé sont peu élevés; ses racines sont munies de nodosités peuplées de bactéries (Rhizobium) qui contribuent à la fixation de l’azote atmosphérique. Aussi il est utilisé à l’occasion des cérémonies de sortie des jumeaux au Togo, au Bénin, au Nigeria sur le plan socioculturel (Dahounto, 1999), Sur le plan économique, le niébé est commercialisé localement et exporté surtout au Nigeria et au Niger.

Néanmoins, il faut reconnaitre au niébé des inconvénients gastriques et inconforts digestifs du fait de la présence de certaines substances telles que les glucides fermentescibles. Mais le taux de ces substances est minime dans le niébé (IITA, 1982). Le niébé intervient aussi dans l’alimentation animale ; selon Niang (2004), le niébé procure un fourrage valeureux pour le bétail.

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1.1.5. Contraintes liées à la culture du niébé

Malgré son importance favorable, le rendement du niébé au Bénin reste faible. Ceci s’explique par les nombreux problèmes auxquels est confrontée la production du niébé mais les plus dominants sont : les insectes nuisibles et les maladies. Les insectes nuisibles constituent des contraintes majeures à la production du niébé en Afrique de l’Ouest. A chaque phase de sa croissance, le niébé est si sévèrement attaqué par une multitude d’insectes que l’emploi de variétés résistantes et d’insecticides s’avère obligatoire. Le niveau d’infestation augmente au fur et à mesure que l’on va de la savane sud-guinéenne à la savane sahélienne.

Les insectes ravageurs du niébé peuvent être classés en trois groupes principaux: ceux de la préfloraison, ceux de la floraison et ceux de la fructification du niébé. Entre autre nous pouvons citer :

 Insectes de la pré-floraison

Les pucerons (Aphis craccivora koch), causent des dégâts sur les plantules de niébé en suçant la sève des jeunes feuilles, les jeunes tiges succulentes et les gousses des plantes arrivées à maturité.

 Insectes de la floraison

 Thrips sur fleurs (Megalurothrips sjostedti Trydon)

Ils sont fréquemment responsables de la perte totale de la culture. Les plants gravement atteints ne produisent pas de fleurs. Les boutons floraux et les fleurs tombent trop tôt tombent trop tôt et empêchent ainsi la formation des gousses.

 Les méloïdes (Mylabris spp.)

Ces insectes se nourrissent sur les fleurs de niébé infligeant d’énormes dégâts à la culture.

 La foreuse des gousses (Maruca vitrata)

La larve se nourrit des parties tendres des tiges, des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et des gousses.

 Les punaises suceuses de gousses (Anoplocnemis curvipes L.)

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Cet insecte fait beaucoup de dégâts dans les champs de niébé en Afrique tropicale. Il pique les gousses vertes pour en sucer la sève et, ce faisant, entraîne leur dessèchement d’où une perte en semences.

- Clavigralla tomentosicollis Stäl

C'est une espèce très fréquente en Afrique tropicale. Les dégâts qu'elle occasionne sont importants et dans certains cas, on observe des pertes de rendement proches de 90%

(Anonyme, 1989). L'adulte comme les nymphes, attaquent les jeunes gousses du niébé en suçant leur sève entrainant ainsi le desséchement et l'arrêt du développement des graines.

L’ensemble de ces insectes peut causer jusqu’à 100% de perte de rendement (IITA, 1989). Parmi ceux-ci, M. vitrata est considéré comme le plus dangereux en régions chaudes surtout en Afrique de l’Ouest causant des pertes significatives allant de 50 à 80% (Atachi et Ahohuendo 1989).

 Maladies du niébé

Le niébé est soumis à des attaques de champignons, de bactéries et de virus.

Différentes maladies touchent différentes parties de la plante à divers stades de sa croissance.

Les plus importantes et les plus courantes sont l’anthracnose, la pourriture de la tige, des racines, du collet, la cercosporiose, les taches foliaires (Septoria), le flétrissement et les gales.de 50 à 80% (Atachi et Ahohuendo 1989).

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1.2. Généralités sur Maruca vitrata

1.2.1. Systématique

Règne Animal

Embranchent Arthropode Classe Insecte

Ordre Lépidoptère Famille Crambidae

Genre Maruca

Espèce M. vitrata Photo 2: Maruca vitrata 587x400

Sources : Goergen IITA, 2005

1.2.2. Description morphologique

Maruca vitrata est un petit papillon nocturne mesurant 16 à 17 mm de long et 20 à 25 mm d'envergure. Il est caractérisé par des ailes antérieures brunes marquées de taches blanchâtres et des ailes postérieures blanc-grisâtres avec une bande brunâtre (Graf et al, 2000). La tête comportant les yeux et les pièces buccales de type lécheur, est surmontée de deux antennes très grêles et aussi longues que le corps. Le mâle et la femelle se différencient par la couleur et la forme de leurs abdomens. Le mâle est caractérisé par un abdomen filiforme terminé par un bout pointu, noirâtre et poilu. Cette extrémité protège l’organe génital et s’ouvre pour l’accouplement. La femelle a un abdomen brunâtre un peu plus élargi que celui du mâle (Datinon, 2005).

Les œufs sont ovales, légèrement allongés et mesurent 0,65 x 0,45 mm ; leur couleur est fonction du stade de développement. D’abord, ils sont transparents puis ils deviennent jaune-clair.

La larve de M. vitrata est une chenille dont la taille varie entre 16 mm et 20 mm ; elle a une coloration brune claire, une tête noire et est décorée dorsalement sur chaque segment de quatre points noirs, bruns ou vert sombre, formant des rangées longitudinales. La capsule céphalique noirâtre a un diamètre médian qui varie entre 0,1 et 1,4 mm (Atachi et Gnanvossou, 1989). Les premiers stades larvaires sont de couleur blanchâtre translucide, de très petite taille après éclosion des œufs. La coloration devient de plus en plus foncée au fur et

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à mesure que la chenille passe aux stades plus avancés. Enfin, la larve devient verte et perd ses taches noires un à deux jours avant sa transformation en chrysalide.

La chrysalide mesure entre 8 à 11 mm de long, est de couleur jaune verdâtre et est incluse dans un cocon de soie à maille lâche, très peu épais et solide (Mone, 2008).

1.2.3. Biologie et écologie

La foreuse de gousse M. vitrata est largement répandue dans les zones tropicales et subtropicales. Chez cet insecte, le développement et la reproduction sont favorisés par une forte humidité relative comprise dans une marge de 70 à 84 % avec des températures basses variant entre 20 et 22 °C (IITA, 1983).

Etant Noctuidae l’accouplement a lieu dans la nuit entre 21 h 00 et 5 h 00 sous une température de 20 à 25 °C (Jackai et al., 1990). La femelle ne s’accouple qu’une seule fois, entre la 2^èmeet la 5^ème nuit suivant son émergence (IITA, 1981). Elle dépose ensuite les œufs isolément sur les parties aériennes de la plante-hôte : les feuilles, les boutons floraux, les bourgeons (Graf et al, 2000). Elle peut pondre pendant 3 à 7 jours, 120 à 200 œufs (Atachi et Gnanvossou, 1989) qui éclosent 3 jours environ après la ponte (Guevremont et al., 1989).

C’est un insecte à métamorphose complète dont le développement de l’œuf à l’adulte est illustré comme suit :

Photo 3: Cycle biologique de M. vitrata Source : Downham, 2005

d) Chrysalide c) Larve

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1.2.4. Dégâts causés par Maruca vitrata

Etant un ravageur principal du niébé, M. vitrata cause de graves dommages à la culture. C’est la chenille, comme pour les autres lépidoptères, qui cause le plus de dégâts. Elle est particulièrement nuisible dans les conditions atmosphériques de forte humidité relative (80

%) que l'on observe durant les périodes de temps humide prolongé (Mone, 2008). Avec ses pièces buccales de type broyeur, elle se nourrit des tiges tendres, des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et des gousses. Les jeunes larves de M. vitrata (1^er, 2^ème et 3^ème stades) détruisent surtout les pousses terminales et les boutons floraux des fleurs, tandis que celles plus âgées (4^ème et 5^ème stades) ravagent en particulier les graines dans les gousses (Atachi, 1998). Les dégâts des larves sur le niébé sont fonction des sites de ponte des femelles. On assiste donc à des pertes d’organes, à la destruction d’organes, à une déformation des organes, au jaunissement des feuilles, à un rabougrissement de la plante et parfois même à la mort de la plante entière.

Les travaux de Boer (1989) sur l'évolution des attaques de M. vitrata mentionnent que l'infestation des fleurs de niébé est surtout importante au pic de floraison ; elle diminue rapidement par la suite et l'infestation des gousses devient maximale. Ces attaques ont été évaluées par de nombreux autres auteurs. Atachi et Gnanvossou (1989) mentionnent qu'il suffit d'un taux d'attaque d'une seule larve par fleur de niébé pour causer des dégâts économiquement importants estimés de 30 à 60 % du rendement. M. vitrata serait donc un insecte de grande voracité qui n'a pas besoin d'être abondant pour entraîner des pertes de rendement (Rumera et al., 2003).

Photo 4: Dégâts de M. vitrata sur des gousses de niébé ;

Source: Dugje et al. (2009)

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1.2.5. Méthodes de lutte contre M. vitrata

Vu l’importance économique des dégâts causés par la foreuse de gousses M. vitrata, plusieurs approches de lutte ont été élaborées afin de minimiser le plus possible les conséquences de ses dommages, ces méthodes de luttes sont entre autres :

- La lutte culturale ; - La résistance variétale ; - La lutte chimique ; - La lutte biologique ; - La lutte intégrée.

1.2.5.1. Méthodes culturales

Elles sont basées sur des techniques culturales adoptées par les producteurs afin de limiter les dégâts des insectes sur les cultures. Selon IITA, 1982 ces techniques culturales permettent éventuellement à la récolte d’échapper aux dégâts causés par les ravageurs. La lutte culturale est la plus saine et la plus importante des méthodes dans la lutte contre les parasites sur le plan économique et écologique.

Les méthodes culturales ont pour objectifs d’une part de renforcer les plantes, de les éloigner dans l’espace et dans le temps des attaques des organismes nuisibles et d’autre part, de les rendre moins sensibles ou moins attractives à ces organismes. En générale une bonne lutte culturale considère la modification des dates de semis, la rotation des cultures pièges, l’utilisation des cultures associées et l’arrachage des adventices (Fagbohoun, 2009). Dans ce cas-ci, on peut citer :

- Les associations céréales-niébé qui permettent de réduire les attaques de M. vitrata sur le niébé (Boer, 1989) ;

- la non-coïncidence entre la phase sensible du niébé et du parasite par la modification appropriée de la date de semis (Jackai, 1988).

Atachi et Dannon (1999) ont mis en évidence, lors de leurs travaux sur l'association niébé-pois d'Angole, l'effet réducteur du pois d'Angole sur les populations de M. vitrata affectant le niébé. Le pois d'Angole pourrait donc être utilisé comme plante piège de M.

vitrata dans les champs de niébé.

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1.2.5.2. Résistance variétale

La résistance variétale est la capacité d’une variété de produire une récolte de bonne qualité plus abondante que d’autres variétés face à une même densité de population d’un ravageur. C’est une méthode basée sur l’utilisation de variétés dotées de capacités génétiques leur permettant de résister aux attaques d’insectes. Les plantes peuvent ainsi éviter, limiter, tolérer les attaques ou récupérer facilement d’une attaque (Rumera, 2001). Bien que cette méthode semble efficace aussi bien sur le plan écologique qu’économique, elle présente des limites. En effet, à chaque type de ravageur correspond le plus souvent une variété qui lui serait résistante. Aussi les plantes résistantes ne sont pas toujours transférables d’une zone écologique à une autre (Bosque - Perez et al, 1989).

1.2.5.3. Lutte chimique

Elle est fondée sur l’utilisation des pesticides qui anéantissent le ravageur soit par contact direct, par inhalation ou par ingestion. C’est un moyen de protection efficace, à action immédiate ; elle est d’ailleurs la plus utilisée. Plusieurs insecticides ont été testés pour le contrôle de M. vitrata. Atachi et Souroukou (1989) préconisent l’application du Décis (deltaméthrine) aux 45^ème et 65^èmejours après les semis, alternée avec le Systoate (diméthoate) au 55^ème jour aux doses respectives de 12,5 g/ha et 400 g/ha. Selon les mêmes auteurs, le Décis contrôle mieux la population larvaire de M. vitrata dans les fleurs et les gousses que le systoate.

Mais bien que ces insecticides contribuent à augmenter les rendements en luttant contre M. vitrata, leur utilisation présente beaucoup d’inconvénients parmi lesquels nous pouvons citer : la sélection des ravageurs résistants, la détérioration de la santé humaine et animale, la pollution du sol, de l’air et des eaux.

Par conséquent, des efforts ont été entrepris pour développer une stratégie de contrôle durable et respectueuse de l’environnement basée principalement sur la lutte biologique et l’utilisation des bio-pesticides (Tamò et al., 2012).

1.2.5.4. Lutte biologique

Elle consiste à gérer les populations de ravageurs par l’utilisation de leurs ennemis naturels. Les ennemis naturels les plus souvent utilisés en lutte biologique comprennent les microorganismes, les nématodes entomophages, les prédateurs, les parasitoïdes et les agents pathogènes. La lutte biologique est représentée par quatre stratégies majeures (Eilenberg et al., 2001) :

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- La lutte biologique classique : également appelée lutte biologique par acclimatation, elle consiste en l’introduction d’un auxiliaire d’origine exotique, adapté au ravageur ciblé.

- la lutte biologique par inoculation : introduction intentionnelle d’un auxiliaire qui se reproduira et dont la descendance régulera les populations du ravageur visé. A la différence de la lutte biologique classique, les auxiliaires ne s’acclimateront pas de manière pérenne.

- la lutte biologique par inondation : introduction d’auxiliaires qui ne se reproduiront pas et ne s’acclimateront pas. Le contrôle des populations de ravageur visé se fera donc uniquement grâce aux auxiliaires introduits. Cette stratégie fait généralement appel à des lâchers massifs et/ou répétés d’auxiliaires et est beaucoup utilisée pour protéger les cultures sous serre.

- lutte biologique par conservation : consiste à aménager l’environnement dans le but de conserver les auxiliaires et ainsi permettre le contrôle des ravageurs présents sur une parcelle.

A l’IITA, c’est la lutte biologique qui est pratiquée car elle est, selon Cloutier et Cloutier (1992), celle qui offre le plus de solutions véritables et durables.

Mais la situation actuelle ne se prête pas à la suppression totale des pesticides ; ceci parce que la lutte biologique n’est pas connue de tous les paysans et surtout parce que son application a des coûts plus élevés. Une approche de lutte qui encourage une agriculture basée sur des principes écologiques grâce à une combinaison de toutes les méthodes de lutte tout en réduisant l’utilisation des pesticides est la lutte intégrée.

1.2.5.5.

Lutte intégrée

Selon l’Union Européenne, la lutte intégrée est « l’application rationnelle d’une combinaison de mesures biologiques, biotechnologiques, chimiques, physiques, culturales ou intéressant la sélection des végétaux, dans laquelle l’emploi de produits phytopharmaceutiques est limité au strict nécessaire pour maintenir la présence des

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organismes nuisibles en dessous de seuil à partir duquel apparaissent des dommages ou une perte économiquement inacceptables ».

Elle est basée sur le constat qu’il est le plus souvent illusoire de vouloir résoudre un problème de protection des plantes avec une seule technique. Pour la lutte intégrée, l’application des produits chimiques est à considérer comme dernier recours.

1.2.5.6. Utilisation de bio-pesticides

Aux principales méthodes de lutte, on peut ajouter l’utilisation de bio-pesticides. C’est une technique de lutte qui implique l’exploitation des propriétés de certaines essences végétales comme insecticides. Selon Adetonah et al. (2005), les extraits des feuilles de neem (Azadirachta indica) et de papayer (Carica papaya) se montrent efficaces contre M. vitrata.

De même, les extraits et les poudres des amandes et des graines de neem contrôlent efficacement les populations larvaires de M. vitrata (Jackai et al., 1992).

1.2.5.7. Parasitoïdes de M. vitrata

Les parasitoïdes sont des organismes qui vivent au dépend de leur hôte. Ils se développent, sur ou à l’intérieur de l’hôte (autre organisme), en tirant leur subsistance et le tuent : résultat direct ou indirect de leur développement. Les parasitoïdes peuvent être des insectes, des nématodes, des champignons, des bactéries, des protistes ou des virus (Eggleton et Gaston, 1990).Ceux de M. vitrata utilisés à l’IITA sont de la classe des insectes et sont distingués en deux catégories suivant qu’ils parasitent les œufs ou les larves du ravageur :

Parasitoïdes ovo-larvaires :

- Trichogrammatoïdae eldanae Viggiani (Hymenoptera :Trichogrammatidae) ; - Phanerotoma leucobasis kriechbaumer (Hymenoptera: Braconidae) ;

- Phanerotoma syleptae zettel (Hymenoptera: Braconidae).

Parasitoïdes larvaires :

- Nemorilla maculosa Meigen (Diptera: Tachinidae) ;

- Apanteles taragamae Viereck (Hymenoptera: Braconidae) ; - Polyspilota aeruginasa Gottesanbeterin (Dictyoptera: Mantidae) ; - Camponotussericeus Fabricius (Hymenoptera: Formicianae) ; - Therophilus javanus Bhat et Gupta (Hymenoptera: Braconidae).

Le parasitoïde larvaire T. javanus ; découvert en Taïwan et importé au Bénin pour des expérimentations sera le parasitoïde que nous utiliserons dans notre étude.

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1.3. Généralités sur Therophilus javanus Bhat et Gupta

1.3.1. Systématique et description morphologique

Therophilus javanus appartient au règne Animal, à l’embranchement des Arthropodes, à la classe des Insectes, à l’ordre des Hyménoptères, à la famille des Braconidae, au genre : Therophilus et à l’espèce Therophilus javanus Bhat & Gupta, 1977.

Il possède un corps noir brillant, deux paires d’ailes transparentes, et un abdomen de couleur jaunâtre avec les deux derniers segments de couleur noire. La femelle se distingue aisément du mâle par son abdomen terminé par un ovipositeur bien développé tandis que le mâle n’en possède pas.

a) Mâle b) Femelle Photo 5: Adultes de T. javanus

Source : Dr. Goergen IITA, 2013

1.3.2. Biologie et écologie

La reproduction chez T. javanus est favorisée par une humidité relative de 70 à 85 % et à une température avoisinant 25 °C. Chez cet insecte, la ponte des œufs se produit par les femelles, quelques heures après leur émergence et après êtres accouplés avec le mâle. La femelle recherche donc la larve-hôte et une fois cette dernière retrouvée, elle baisse son abdomen, insère son ovipositeur dans la larve-hôte et y pond ses œufs. Le parasitisme de T.

javanus est effectif sur des larves de 48 à 96 h d’âge de M. vitrata. Les œufs se développent à l’intérieur de la larve-hôte en augmentant de volume jusqu’à leur éclosion, ce qui provoque sa mort. La larve de T. javanus se transforme en nymphe après 18 jours environ. Dans les champs, on retrouve les nymphes dans les plis des feuilles où les larves hôtes se trouvaient

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avant le parasitisme. La nymphe est de couleur jaunâtre. Le cycle biologique de T. javanus est en moyenne 21 jours. La femelle peut parasiter environ 25 œufs par jour et vivre pendant 3 à 4 jours.

1.4. Généralité sur Sesbania rostrata

1.4.1 Origine et distribution

Sesbania rostrata est originaire de la région du Sahel de l'Afrique et pousse naturellement dans les régions tropicales dans les marais, les plaines inondables, et les bords des piscines. Il a également été trouvé dans la savane ouverte. Il a été découvert au Sénégal, et ensuite a été introduit en Asie. Il a été utilisé comme engrais vert pour les systèmes de riz de plaine dans plusieurs pays de la région.

1.4.2. Description

Sesbania rostrata est un boisé, vivace et robuste, annuel ou courte durée d'environ 1 à 3 m de haut. La tige est couverte de poils doux et est de 15 mm d'épaisseur. Les feuilles sont de 7 à 25 cm de long et paripennées avec 12 à 22 paires de folioles. Racèmes contiennent 3 à 15 fleurs sur un rachis, et les fleurs sont jaunes. Les gousses sont incurvées 15 à 22 cm de long, et les graines sont petites, sous-cylindrique, et la lumière de couleur brun foncé.

Photo 6: Plante de Sesbania rostrata ; 640x447 Source : Budsara limnirankul 2002

1.4.3. Importance et valeur nutritive.

Sesbania rostrata est principalement utilisée comme engrais vert pour améliorer la fertilité des sols. Il peut accumuler 100 kg / ha d'azote en 50 jours. Il peut être utilisé dans les systèmes alley-culture et comme culture piège pour les insectes nuisibles dans le soja et pour

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les nématodes tels que Hirschmanniella oryzae et H. Spinicaudata, qui affectent les cultures de riz. Il est utilisé pour l’alimentation du bétail, il est consommé par les moutons, les chèvres, et parfois des chameaux, mais désagréable pour le bétail. Dans certains pays, les feuilles sont mangées par les gens, et il est aussi une source de bois de feu tiges sèches, servir de combustible à Madagascar.

Cette plante fournit une source de protéine brute de contenu pour le bétail qui peut être particulièrement bénéfique pour l’agriculture à petite échelle facilement disponibles.

1.5. Généralités sur Lonchocarpus sericeus

Lonchocarpus est un genre de plantes de la famille des Fabaceae, sous-famille des Faboideae.

Ce sont des arbres et arbustes à feuilles imparipennées, à fleurs assez grandes, pourpres à blanches, à gousses plates, allongées, indéhiscentes, chartacées, non ailées.

Lonchocarpus sericeus (Poir) , est l'une des alternatives plantes hôtes de M. vitrata. Identifié au Bénin il joue un rôle important dans sa biologie c’est-à-dire de M. vitrata (Dannon, 1995;

Arodokoun, 1996; Atachi, 1998). Cet arbre, qui se produit largement au Bénin, fleurit pendant la saison des pluies (Berhaut, 1976) et aussi parfois pendant la saison sèche (observations d'auteurs). M. vitrata à son stade lavaire est connu pour se nourrir de ses fleurs et est présents sur l'arbre pendant toute sa période de floraison. Cet arbre est donc un hôte majeur qui pourrait être intégrés dans la gestion écologique de l'insecte.

Photo 7:Lonchocarpus sericeus, 800x536 Source : Wilmawildij 2012

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2.1. Matériel

2.1.1. Cadre de l’étude

L’essai a été conduit dans la section niébé de la Station de l'IITA-Bénin située dans la Commune d'Abomey-Calavi à 12 km au Nord de Cotonou. La station s'étend sur une superficie de 50 ha de terre dans le voisinage de l'Université d'Abomey-Calavi.

2.1.2. Matériel entomologique

Pour la réalisation des essais nous avions utilisé :

- Les Adultes de Maruca vitrata : Après l’accouplement les femelles de ces insectes seront utilisées pour faire l’oviposition.

- Les œufs de 48h: pour infester les fleurs des différents plants hôte (Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata).

- Femelles de Therophilus javanus : pour parasiter les larves L2 de Maruca vitrata qui ont déjà infesté les fleurs.

2.1.3. Matériel végétal

Le Matériel végétal est composé des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata).

2.1.4. Matériel de terrain

Sur le terrain le matériel suivant a été utilisés : - une paire de ciseau ; pour couper les fleurs - une botte, pour bien circuler dans la brousse

- enveloppes en papier pour contenir les fleurs récoltées

- un Marqueur pour marquer sur les enveloppes le type de fleurs dans chaque enveloppe ;

- un GPS pour pouvoir prendre les coordonnées du milieu en vue de ne pas se perdre ultérieurement

- un sécateur pour couper les fleurs en hauteur.

2.1.5. Matériel de laboratoire

Le matériel utilisé au cours de l’essai est composé de :

- Un hygro-thermomètre pour relever l’humidité relative et la température ;

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- Des boîtes d’inoculation pour la réalisation des essais ;

- De l’alcool à 80% pour désinfecter et stériliser les boites d’inoculation et les boites d’infestation ;

- Un aspirateur buccal pour capturer les parasitoïdes dans les cages d’élevage ; - Des étagères pour la disposition des boites ;

- Des pincettes pour le dépouillement

- Un compteur mécanique pour le dénombrement des pupes, des parasitoïdes lors du dépouillement ;

- Les cages à insectes de différentes dimensions (44 x 45 x 58 cm ; 30 x 30 x 30 cm et 15 x 15 x 15 cm) pour l’élevage des insectes après le dépouillement ;

- Du miel pour l’alimentation des insectes ;

- Du coton hydrophile, utilisé comme support d’eau pour les insectes;

- Des étiquettes pour indiquer les différentes cages ; - Une paire de ciseaux pour couper les étiquettes.

2.2. Méthodes

Pour la réalisation de l’essai, plusieurs méthodes ont été appliquées à différentes conditions (température) afin de bien apprécier les résultats dans les différents milieux utilisés pour conduire nos essais. Les essaies ont été répétés quatre fois afin de bien comparé les résultats.

2.2.1. Elevage de Maruca vitrata pour l’obtention des œufs

L’élevage de Maruca vitrata se fait au laboratoire de la session niébé afin d’obtenir des œufs de Maruca vitrata pendant toute la période de l’essai. L’élevage est effectué dans de petites cages cubiques en vitre de côté possédant sur deux côtés opposés de la toile pour permettre l’aération de la cage. Dans cette cage sont déposées deux petites boites une contenant du coton imbibé d’eau simple et une autre imbibé d’eau sucrée fait à base du miel.

Ces deux boites sont utilisées pour nourrir les insectes (Maruca vitrata). L’élevage se faisait à une température comprise entre 23 et 31°C et à une Humidité Relative de 76

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Photo 8: Cage servant à l’élevage de Maruca vitrata 2.2.2. Technique d’obtention en masse des œufs de Maruca vitrata

L’oviposition est une technique permettant d’obtenir les œufs de M. vitrata. Elle consiste à attraper 4 à 5 femelles accouplées de M. vitrata de 3 jours d’âge au moins dans des boites cylindriques de 60 cm³(boîte d’ovi) pour la production des œufs. Des coupons de papiers absorbants imbibés d’eau servent d’abreuvoir aux papillons quand ils sont capturés.

Les boites sont ensuite recouvertes de toile mousseline après capture des femelles et refermées avec des couvercles perforés puis on y dépose quelques gouttes de miel. La ponte est favorisée par l’obscurité ainsi donc, elle se fait la nuit ou dès que les lumières sont éteintes. Les femelles de M. vitrata sont libérées dans leurs cages d’élevage et les œufs obtenus sont désinfectés grâce à de l’eau de javel. La durée de vie d’une femelle est d’environ 10 jours en moyenne ; passé ce temps, elle ne peut plus servir à l’oviposition. Les œufs obtenus sont déposés au laboratoire pendant 48h à température moyenne de 25°C.

Photo 9: Différentes boîtes et cages utilisées pour l’oviposition Source : IITA, 2013

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2.2.3. Déroulement de l’essai

2.2.4. Collecte des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata.

Nos travaux consistent à élever le parasitoïde de M. vitrata, T. javanus sur les fleurs de L. sericeus et S. rostrata. Il est donc question de procéder à l’identification de ces plantes hôtes et de collecter des fleurs fraiches. La collecte de ces organes sur les arbres hauts de L.

sericeus est faite à l'aide d'un sécateur de 8 m de longueur maximale et sur les plantes de S.

rostrata cette collecte est faite à la main Les organes prélevés (fleures) des plantes sont ensuite mis dans des enveloppe en papier et transportés au laboratoire pour traitement.

Les zones pré-identifiées pour la collecte des fleurs et des feuilles sont SEHOUE ; MASSI ; OUIDAH ; MOUILLON ; PASSAGON ; SOPKADELI et GRAND-POPO.

Photo 10 : Fleurs de L. sericeus 800x533 Photo 11: Fleurs de S. rostrata 640x480 Sources : BADOU, 2016

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2.2.4.1. Pré-dépouillement des fleurs

Plante hôte alternative de M. vitrata, une fois les fleurs collectées, nous les débarrassons complètement des œufs et des larves d’autres ravageurs qui lui sont inféodé. En gros nous faisons un dépouillement. Cet exercice nous permet d’avoir des fleurs plus ou moins saines.

Cette technique nous permet d’éviter le cannibalisme entre les larves venues du terrain et les larves de M. vitrata qui seront apportées au laboratoire pour l’infestation des fleurs.

2.3.4.2. La pré-infestation des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata Dans des boites de 18cm de diamètre et 11cm de hauteur, nous disposons deux couches de papier absorbant à la base et deux autres couches de papier absorbant pour couvrir l’intérieur de la boite. Sur cette dernière couche, nous déposons une petite quantité de fleurs de L. sericeus. Sur cette fleur nous déposons une ou deux boites d’ovi maximum comportant des œufs de M. vitrata de 48h d’âge. C’est la pré-infestation.

24h après la pré-infestation les œufs déposés sur les fleurs auront 72h d’âge. Donc ils éclosent et les larves L1 c’est-à-dire les larves néonate émergent et migrent dans les fleurs. Les fleurs de L. sericeus et de S. rostrata servent de substrat alimentaire pour les larves de M. vitrata.

Photo 12 : Pré-infestation des fleurs de L. sericeus et S. rostrata

Source : BADOU, 2016

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2.2.4.2. Inoculation des larves de Maruca vitrata par Therophilus javanus

48h après l’infestation des fleurs, nous soumettons les larves de M. vitrata aux femelles de T. javanus de 72h d’âge au moins. Les larves de M. vitrata 48h d’âge sont prises des fleurs infestées et déposées dans des boites de pétries. Par boites de pétries nous déposons 50 larves de 48h pour 10 femelle de T. javanus.

Les femelles de T. javanus sont capturées à l’aide d’un aspirateur buccal. 4 à 6 femelles accouplées de T. javanus sont capturées des cages d’élevage qu’on introduit dans les boîtes d’inoculation. Ce sont de petites boites transparentes. Cette opération est appelée l’inoculation. Les larves sont soumises à l’action parasitaire des femelles de T. javanus. Pour parasiter la larve, la femelle de T. javanus repère la larve à l’aide de ses antennes et grâce à ses pattes elle immobilise la larve, insère son ovipositeur et y pond son œuf. Cette opération dure environ 2 minutes. Après la ponte, la femelle de T. javanus se laisse tomber. Après parasitisme, les femelles sont ensuite relâchées dans leur cage d’élevage

Photo 13: Inoculation

2.2.4.3. Infestation des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata

Pour l’infestation proprement dit nous prenons à l’aide d’un pinceau la chenille de M.

vitrata parasitée que nous déposons dans de nouvelles boites d’élevage contenant le même substrat (fleurs) alimentaire. Dans chaque boite d’élevage, nous mettons 20 larves de M.

vitrata parasitées. Nous refermons les boites et nous les étiquetons. Sur les étiquètes sont écrit la date de l’infestation et la date de l’inoculation. Tous les jours, les larves parasitées sont nourries par ajout d’une petite quantité de fleurs de L. sericeus et de S. rostrata selon la boite.

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2.2.5. Dépouillement des boites d’élevage

Après quelques jours de suivi et d’observation, nous procédons au dépouillement des boites d’élevage. Lors de cet exercice (dépouillement) nous comptons le nombre de chrysalides de T. javanus, de chrysalides de M. vitrata et le nombre de larves de M. vitrata morte ensuite nous séparons les chrysalides de T. javanus des chrysalides de M. vitata et en fin nous séparons les chrysalides bien formées des chrysalides mal formées. Les chrysalides bien formées sont alors déposées dans des boites d’élevage puis enfin conservé dans les cages d’élevage.

Photo 14: Dépouillement L. sericeus Photo 15: Dépouillement S. rostrata Source : BADOU, 2016

2.2.6. Elevage de Therophilus javanus

Les chrysalides de T. javanus obtenues après le dépouillement sont individuellement déposer dans de petites boites d’élevage et après sont mises en cage pour être élever. Chaque boite contenant des chrysalides de T. javanus porte chacune des étiquettes sur laquelle est inscrit la date de l’inoculation ; le jour du début de la chrysalidation. Ces petites boites nous permettent de suivre individuellement l’évolution de chaque chrysalide obtenue afin de faire le sexage à l’émergence des adultes.

Une observation minutieuse se fait tous les jours afin de voir l’émergence des imagos de T.

javanus afin d’établir le cycle de développement.

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A l’émergence les femelles de T. javanus obtenus sont utilisées pour parasiter de nouvelles larves de M. vitrata.

Photo 16: Adultes de Therophilus javanus émerger en cage Source : BADOU, 2016

2.2.7. Analyse des données

Les différentes données collectées ont été saisies dans le tableur Excel 2010. Ce qui a permis la transformation des données brutes. L’analyse statistique des paramètres mesurés a été faite avec le logiciel SAS (Statistical Analysis System) version 9.2 selon la procédure GLM (General Linear Models).

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3.1. RESULTATS

3.1.1. Biologie de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus

La figure 1 montre le cycle de développement de T. javanus sur les fleurs de L.

sericeus. Une seule larve parasitée par T. javanus a achevé avec succès son développement en raison de la mortalité plus élevée des larves parasitées nourries à base de fleurs de L. sericeus.

Figure 1: Cycle de developpement de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus 3.1.2. Biologie de T. javanus sur les fleurs de S. rostrata

La figure 2 montre le cycle de développement de T. javanus sur S. rostrata. La durée moyenne du stade larvaire de M. vitrata parasité a été 7.6923077 jours lorsque les larves parasitées sont nourries à base des fleurs de S. rostrata. Le stade chrysalide dure en moyenne 10.960000 jours et le cycle de développement total est 18.400000 jours.

Figure 2: Cycle de développement de T. javanus sur les fleurs de S. rostrata

La figure 3 présente le cycle de T. javanus sur L. sericeus et sur S. rostrata. Sur L. sericeus, une seule larve parasitée a achevé son cycle. En considérant cela le cycle de T. javanus est plus court sur L. sericeus que sur S. rostrata.

0 5 10 15 20

Larve Nymphe Cycle

0 5 10 15 20

Larve Nymphe Cycle

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Figure 3: Cycle de développement de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus et S. rostrata 3.1.3. Le sexage

La figure 4 illustre les différentes proportions obtenues pour le sexage des individus de T. javanus obtenues à l’émergence sur S. rostrata. Après le suivi des nymphes, sur 100%

des individus émergés nous avons obtenu 40% de mâles et 60% de femelles. La différence entre les moyennes n’est pas significative. On peut donc conclure qu’il a eu autant de mâles que de femelles.

Figure 4: Sex-ratio de T. javanus sur les fleurs de S. rostrata

17,8 17,9 18 18,1 18,2 18,3 18,4 18,5

L. sericeus S. rostrata

0 10 20 30 40 50 60

Mâle Femelle

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3.2. DISCUSSION

Il ressort de la présente étude que T. javanus arrive à assurer son cycle de développement sur les deux plantes hôtes L. sericeus et S. rostrata. En effet, les chenilles une fois parasitées arrivent à se développer rapidement sur S. rostrata ce qui nous confirme les observations d’AIZAN (2015), de TCHEKPO (2015) et GBAGUIDI (2015) sur la préférence des chenilles de M. vitrata pour la plante hôte S. cannabina, une plante du même genre que S.

rostrata. Aussi ce développement rapide des larves peut être expliqué par la qualité de substance contenue dans la fleur de S. rostrata. En effet selon Gols et Harvey (2009), la performance d’un herbivore et de son parasitoïde dépend des substances présentes dans la plante hôte consommée. Sur L. sericeus les chenilles parasitées n’arrivent pas à se développer normalement Ceci pourrait s’expliquer par le fait que ses larves ne trouvent pas assez de substances nutritives dans ses fleurs. Bien que les deux plantes soient des légumineuses, elles diffèrent pour leur composition en substances chimiques limitant le développement des larves parasitées (Dannon et al., 2012). Par exemple, la couleur violet des fleurs de L. sericeus dénote de la présence d’anttocyanes et de composées phénoliques affectant négativement la performance des insectes herbivores et de leurs parasitoïdes (Lev-Yadun and Gould, 2008).

Le sexe ratio n’a pas été affecté par ces plantes-hôtes. Il y avait autant de mâles que de femelles dans la population lorsque les larves parasitées sont nourries à base de fleurs de S.

rostrata. De même la période d’essai qui était le début de floraison des fleurs de S. rostrata et presque la fin de floraison de L. sericeus peut confirmer le faible taux d’individus enregistré sur les fleurs de L. sericeus

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CONCLUSION ET SUGGESTION

En somme, les deux plantes hôtes alternatives L. sericeus et S. rostrata de M. vitrata ont assuré le développement de la chenille parasitée par T. javanus. Il ressort également de nos travaux que le substrat alimentaire ne joue pas sur le cycle de développement de T.

javanus et non plus sur le sexe des imagos.

En vue de l’obtention de meilleurs résultats lors des lâchés du parasitoïdes nous suggérons:

 Que d’autres aspects de la biologie de T. javanus soient étudiés sur ces différentes plantes.

 Que les études soient faites pour comparer le cycle de développement de T. javanus sur les plantes au laboratoire d’avec son cycle sur ces même plantes en milieu naturel.