Therophilus javanus appartient au règne Animal, à l’embranchement des Arthropodes, à la classe des Insectes, à l’ordre des Hyménoptères, à la famille des Braconidae, au genre : Therophilus et à l’espèce Therophilus javanus Bhat & Gupta, 1977.
Il possède un corps noir brillant, deux paires d’ailes transparentes, et un abdomen de couleur jaunâtre avec les deux derniers segments de couleur noire. La femelle se distingue aisément du mâle par son abdomen terminé par un ovipositeur bien développé tandis que le mâle n’en possède pas.
a) Mâle b) Femelle Photo 5: Adultes de T. javanus
Source : Dr. Goergen IITA, 2013
1.3.2. Biologie et écologie
La reproduction chez T. javanus est favorisée par une humidité relative de 70 à 85 % et à une température avoisinant 25 °C. Chez cet insecte, la ponte des œufs se produit par les femelles, quelques heures après leur émergence et après êtres accouplés avec le mâle. La femelle recherche donc la larve-hôte et une fois cette dernière retrouvée, elle baisse son abdomen, insère son ovipositeur dans la larve-hôte et y pond ses œufs. Le parasitisme de T.
javanus est effectif sur des larves de 48 à 96 h d’âge de M. vitrata. Les œufs se développent à l’intérieur de la larve-hôte en augmentant de volume jusqu’à leur éclosion, ce qui provoque sa mort. La larve de T. javanus se transforme en nymphe après 18 jours environ. Dans les champs, on retrouve les nymphes dans les plis des feuilles où les larves hôtes se trouvaient
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avant le parasitisme. La nymphe est de couleur jaunâtre. Le cycle biologique de T. javanus est en moyenne 21 jours. La femelle peut parasiter environ 25 œufs par jour et vivre pendant 3 à 4 jours.
1.4. Généralité sur Sesbania rostrata
1.4.1 Origine et distributionSesbania rostrata est originaire de la région du Sahel de l'Afrique et pousse naturellement dans les régions tropicales dans les marais, les plaines inondables, et les bords des piscines. Il a également été trouvé dans la savane ouverte. Il a été découvert au Sénégal, et ensuite a été introduit en Asie. Il a été utilisé comme engrais vert pour les systèmes de riz de plaine dans plusieurs pays de la région.
1.4.2. Description
Sesbania rostrata est un boisé, vivace et robuste, annuel ou courte durée d'environ 1 à 3 m de haut. La tige est couverte de poils doux et est de 15 mm d'épaisseur. Les feuilles sont de 7 à 25 cm de long et paripennées avec 12 à 22 paires de folioles. Racèmes contiennent 3 à 15 fleurs sur un rachis, et les fleurs sont jaunes. Les gousses sont incurvées 15 à 22 cm de long, et les graines sont petites, sous-cylindrique, et la lumière de couleur brun foncé.
Photo 6: Plante de Sesbania rostrata ; 640x447 Source : Budsara limnirankul 2002
1.4.3. Importance et valeur nutritive.
Sesbania rostrata est principalement utilisée comme engrais vert pour améliorer la fertilité des sols. Il peut accumuler 100 kg / ha d'azote en 50 jours. Il peut être utilisé dans les systèmes alley-culture et comme culture piège pour les insectes nuisibles dans le soja et pour
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les nématodes tels que Hirschmanniella oryzae et H. Spinicaudata, qui affectent les cultures de riz. Il est utilisé pour l’alimentation du bétail, il est consommé par les moutons, les chèvres, et parfois des chameaux, mais désagréable pour le bétail. Dans certains pays, les feuilles sont mangées par les gens, et il est aussi une source de bois de feu tiges sèches, servir de combustible à Madagascar.
Cette plante fournit une source de protéine brute de contenu pour le bétail qui peut être particulièrement bénéfique pour l’agriculture à petite échelle facilement disponibles.
1.5. Généralités sur Lonchocarpus sericeus
Lonchocarpus est un genre de plantes de la famille des Fabaceae, sous-famille des Faboideae.
Ce sont des arbres et arbustes à feuilles imparipennées, à fleurs assez grandes, pourpres à blanches, à gousses plates, allongées, indéhiscentes, chartacées, non ailées.
Lonchocarpus sericeus (Poir) , est l'une des alternatives plantes hôtes de M. vitrata. Identifié au Bénin il joue un rôle important dans sa biologie c’est-à-dire de M. vitrata (Dannon, 1995;
Arodokoun, 1996; Atachi, 1998). Cet arbre, qui se produit largement au Bénin, fleurit pendant la saison des pluies (Berhaut, 1976) et aussi parfois pendant la saison sèche (observations d'auteurs). M. vitrata à son stade lavaire est connu pour se nourrir de ses fleurs et est présents sur l'arbre pendant toute sa période de floraison. Cet arbre est donc un hôte majeur qui pourrait être intégrés dans la gestion écologique de l'insecte.
Photo 7:Lonchocarpus sericeus, 800x536 Source : Wilmawildij 2012
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2.1. Matériel
2.1.1. Cadre de l’étude
L’essai a été conduit dans la section niébé de la Station de l'IITA-Bénin située dans la Commune d'Abomey-Calavi à 12 km au Nord de Cotonou. La station s'étend sur une superficie de 50 ha de terre dans le voisinage de l'Université d'Abomey-Calavi.
2.1.2. Matériel entomologique
Pour la réalisation des essais nous avions utilisé :
- Les Adultes de Maruca vitrata : Après l’accouplement les femelles de ces insectes seront utilisées pour faire l’oviposition.
- Les œufs de 48h: pour infester les fleurs des différents plants hôte (Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata).
- Femelles de Therophilus javanus : pour parasiter les larves L2 de Maruca vitrata qui ont déjà infesté les fleurs.
2.1.3. Matériel végétal
Le Matériel végétal est composé des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata).
2.1.4. Matériel de terrain
Sur le terrain le matériel suivant a été utilisés : - une paire de ciseau ; pour couper les fleurs - une botte, pour bien circuler dans la brousse
- enveloppes en papier pour contenir les fleurs récoltées
- un Marqueur pour marquer sur les enveloppes le type de fleurs dans chaque enveloppe ;
- un GPS pour pouvoir prendre les coordonnées du milieu en vue de ne pas se perdre ultérieurement
- un sécateur pour couper les fleurs en hauteur.
2.1.5. Matériel de laboratoire
Le matériel utilisé au cours de l’essai est composé de :
- Un hygro-thermomètre pour relever l’humidité relative et la température ;
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- Des boîtes d’inoculation pour la réalisation des essais ;
- De l’alcool à 80% pour désinfecter et stériliser les boites d’inoculation et les boites d’infestation ;
- Un aspirateur buccal pour capturer les parasitoïdes dans les cages d’élevage ; - Des étagères pour la disposition des boites ;
- Des pincettes pour le dépouillement
- Un compteur mécanique pour le dénombrement des pupes, des parasitoïdes lors du dépouillement ;
- Les cages à insectes de différentes dimensions (44 x 45 x 58 cm ; 30 x 30 x 30 cm et 15 x 15 x 15 cm) pour l’élevage des insectes après le dépouillement ;
- Du miel pour l’alimentation des insectes ;
- Du coton hydrophile, utilisé comme support d’eau pour les insectes;
- Des étiquettes pour indiquer les différentes cages ; - Une paire de ciseaux pour couper les étiquettes.
2.2. Méthodes
Pour la réalisation de l’essai, plusieurs méthodes ont été appliquées à différentes conditions (température) afin de bien apprécier les résultats dans les différents milieux utilisés pour conduire nos essais. Les essaies ont été répétés quatre fois afin de bien comparé les résultats.
2.2.1. Elevage de Maruca vitrata pour l’obtention des œufs
L’élevage de Maruca vitrata se fait au laboratoire de la session niébé afin d’obtenir des œufs de Maruca vitrata pendant toute la période de l’essai. L’élevage est effectué dans de petites cages cubiques en vitre de côté possédant sur deux côtés opposés de la toile pour permettre l’aération de la cage. Dans cette cage sont déposées deux petites boites une contenant du coton imbibé d’eau simple et une autre imbibé d’eau sucrée fait à base du miel.
Ces deux boites sont utilisées pour nourrir les insectes (Maruca vitrata). L’élevage se faisait à une température comprise entre 23 et 31°C et à une Humidité Relative de 76
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Photo 8: Cage servant à l’élevage de Maruca vitrata 2.2.2. Technique d’obtention en masse des œufs de Maruca vitrata
L’oviposition est une technique permettant d’obtenir les œufs de M. vitrata. Elle consiste à attraper 4 à 5 femelles accouplées de M. vitrata de 3 jours d’âge au moins dans des boites cylindriques de 60 cm3 (boîte d’ovi) pour la production des œufs. Des coupons de papiers absorbants imbibés d’eau servent d’abreuvoir aux papillons quand ils sont capturés.
Les boites sont ensuite recouvertes de toile mousseline après capture des femelles et refermées avec des couvercles perforés puis on y dépose quelques gouttes de miel. La ponte est favorisée par l’obscurité ainsi donc, elle se fait la nuit ou dès que les lumières sont éteintes. Les femelles de M. vitrata sont libérées dans leurs cages d’élevage et les œufs obtenus sont désinfectés grâce à de l’eau de javel. La durée de vie d’une femelle est d’environ 10 jours en moyenne ; passé ce temps, elle ne peut plus servir à l’oviposition. Les œufs obtenus sont déposés au laboratoire pendant 48h à température moyenne de 25°C.
Photo 9: Différentes boîtes et cages utilisées pour l’oviposition Source : IITA, 2013
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2.2.3. Déroulement de l’essai
2.2.4. Collecte des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata.
Nos travaux consistent à élever le parasitoïde de M. vitrata, T. javanus sur les fleurs de L. sericeus et S. rostrata. Il est donc question de procéder à l’identification de ces plantes hôtes et de collecter des fleurs fraiches. La collecte de ces organes sur les arbres hauts de L.
sericeus est faite à l'aide d'un sécateur de 8 m de longueur maximale et sur les plantes de S.
rostrata cette collecte est faite à la main Les organes prélevés (fleures) des plantes sont ensuite mis dans des enveloppe en papier et transportés au laboratoire pour traitement.
Les zones pré-identifiées pour la collecte des fleurs et des feuilles sont SEHOUE ; MASSI ; OUIDAH ; MOUILLON ; PASSAGON ; SOPKADELI et GRAND-POPO.
Photo 10 : Fleurs de L. sericeus 800x533 Photo 11: Fleurs de S. rostrata 640x480 Sources : BADOU, 2016
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2.2.4.1. Pré-dépouillement des fleurs
Plante hôte alternative de M. vitrata, une fois les fleurs collectées, nous les débarrassons complètement des œufs et des larves d’autres ravageurs qui lui sont inféodé. En gros nous faisons un dépouillement. Cet exercice nous permet d’avoir des fleurs plus ou moins saines.
Cette technique nous permet d’éviter le cannibalisme entre les larves venues du terrain et les larves de M. vitrata qui seront apportées au laboratoire pour l’infestation des fleurs.
2.3.4.2. La pré-infestation des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata Dans des boites de 18cm de diamètre et 11cm de hauteur, nous disposons deux couches de papier absorbant à la base et deux autres couches de papier absorbant pour couvrir l’intérieur de la boite. Sur cette dernière couche, nous déposons une petite quantité de fleurs de L. sericeus. Sur cette fleur nous déposons une ou deux boites d’ovi maximum comportant des œufs de M. vitrata de 48h d’âge. C’est la pré-infestation.
24h après la pré-infestation les œufs déposés sur les fleurs auront 72h d’âge. Donc ils éclosent et les larves L1 c’est-à-dire les larves néonate émergent et migrent dans les fleurs. Les fleurs de L. sericeus et de S. rostrata servent de substrat alimentaire pour les larves de M. vitrata.
Photo 12 : Pré-infestation des fleurs de L. sericeus et S. rostrata
Source : BADOU, 2016
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2.2.4.2. Inoculation des larves de Maruca vitrata par Therophilus javanus
48h après l’infestation des fleurs, nous soumettons les larves de M. vitrata aux femelles de T. javanus de 72h d’âge au moins. Les larves de M. vitrata 48h d’âge sont prises des fleurs infestées et déposées dans des boites de pétries. Par boites de pétries nous déposons 50 larves de 48h pour 10 femelle de T. javanus.
Les femelles de T. javanus sont capturées à l’aide d’un aspirateur buccal. 4 à 6 femelles accouplées de T. javanus sont capturées des cages d’élevage qu’on introduit dans les boîtes d’inoculation. Ce sont de petites boites transparentes. Cette opération est appelée l’inoculation. Les larves sont soumises à l’action parasitaire des femelles de T. javanus. Pour parasiter la larve, la femelle de T. javanus repère la larve à l’aide de ses antennes et grâce à ses pattes elle immobilise la larve, insère son ovipositeur et y pond son œuf. Cette opération dure environ 2 minutes. Après la ponte, la femelle de T. javanus se laisse tomber. Après parasitisme, les femelles sont ensuite relâchées dans leur cage d’élevage
Photo 13: Inoculation
2.2.4.3. Infestation des fleurs de Lonchocarpus sericeus et Sesbania rostrata
Pour l’infestation proprement dit nous prenons à l’aide d’un pinceau la chenille de M.
vitrata parasitée que nous déposons dans de nouvelles boites d’élevage contenant le même substrat (fleurs) alimentaire. Dans chaque boite d’élevage, nous mettons 20 larves de M.
vitrata parasitées. Nous refermons les boites et nous les étiquetons. Sur les étiquètes sont écrit la date de l’infestation et la date de l’inoculation. Tous les jours, les larves parasitées sont nourries par ajout d’une petite quantité de fleurs de L. sericeus et de S. rostrata selon la boite.
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2.2.5. Dépouillement des boites d’élevage
Après quelques jours de suivi et d’observation, nous procédons au dépouillement des boites d’élevage. Lors de cet exercice (dépouillement) nous comptons le nombre de chrysalides de T. javanus, de chrysalides de M. vitrata et le nombre de larves de M. vitrata morte ensuite nous séparons les chrysalides de T. javanus des chrysalides de M. vitata et en fin nous séparons les chrysalides bien formées des chrysalides mal formées. Les chrysalides bien formées sont alors déposées dans des boites d’élevage puis enfin conservé dans les cages d’élevage.
Photo 14: Dépouillement L. sericeus Photo 15: Dépouillement S. rostrata Source : BADOU, 2016
2.2.6. Elevage de Therophilus javanus
Les chrysalides de T. javanus obtenues après le dépouillement sont individuellement déposer dans de petites boites d’élevage et après sont mises en cage pour être élever. Chaque boite contenant des chrysalides de T. javanus porte chacune des étiquettes sur laquelle est inscrit la date de l’inoculation ; le jour du début de la chrysalidation. Ces petites boites nous permettent de suivre individuellement l’évolution de chaque chrysalide obtenue afin de faire le sexage à l’émergence des adultes.
Une observation minutieuse se fait tous les jours afin de voir l’émergence des imagos de T.
javanus afin d’établir le cycle de développement.
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A l’émergence les femelles de T. javanus obtenus sont utilisées pour parasiter de nouvelles larves de M. vitrata.
Photo 16: Adultes de Therophilus javanus émerger en cage Source : BADOU, 2016
2.2.7. Analyse des données
Les différentes données collectées ont été saisies dans le tableur Excel 2010. Ce qui a permis la transformation des données brutes. L’analyse statistique des paramètres mesurés a été faite avec le logiciel SAS (Statistical Analysis System) version 9.2 selon la procédure GLM (General Linear Models).
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3.1. RESULTATS
3.1.1. Biologie de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus
La figure 1 montre le cycle de développement de T. javanus sur les fleurs de L.
sericeus. Une seule larve parasitée par T. javanus a achevé avec succès son développement en raison de la mortalité plus élevée des larves parasitées nourries à base de fleurs de L. sericeus.
Figure 1: Cycle de developpement de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus 3.1.2. Biologie de T. javanus sur les fleurs de S. rostrata
La figure 2 montre le cycle de développement de T. javanus sur S. rostrata. La durée moyenne du stade larvaire de M. vitrata parasité a été 7.6923077 jours lorsque les larves parasitées sont nourries à base des fleurs de S. rostrata. Le stade chrysalide dure en moyenne 10.960000 jours et le cycle de développement total est 18.400000 jours.
Figure 2: Cycle de développement de T. javanus sur les fleurs de S. rostrata
La figure 3 présente le cycle de T. javanus sur L. sericeus et sur S. rostrata. Sur L. sericeus, une seule larve parasitée a achevé son cycle. En considérant cela le cycle de T. javanus est plus court sur L. sericeus que sur S. rostrata.
0
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Figure 3: Cycle de développement de T. javanus sur les fleurs de L. sericeus et S. rostrata 3.1.3. Le sexage
La figure 4 illustre les différentes proportions obtenues pour le sexage des individus de T. javanus obtenues à l’émergence sur S. rostrata. Après le suivi des nymphes, sur 100%
des individus émergés nous avons obtenu 40% de mâles et 60% de femelles. La différence entre les moyennes n’est pas significative. On peut donc conclure qu’il a eu autant de mâles que de femelles.
Figure 4: Sex-ratio de T. javanus sur les fleurs de S. rostrata
17,8 17,9 18 18,1 18,2 18,3 18,4 18,5
L. sericeus S. rostrata
0 10 20 30 40 50 60
Mâle Femelle
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3.2. DISCUSSION
Il ressort de la présente étude que T. javanus arrive à assurer son cycle de développement sur les deux plantes hôtes L. sericeus et S. rostrata. En effet, les chenilles une fois parasitées arrivent à se développer rapidement sur S. rostrata ce qui nous confirme les observations d’AIZAN (2015), de TCHEKPO (2015) et GBAGUIDI (2015) sur la préférence des chenilles de M. vitrata pour la plante hôte S. cannabina, une plante du même genre que S.
rostrata. Aussi ce développement rapide des larves peut être expliqué par la qualité de substance contenue dans la fleur de S. rostrata. En effet selon Gols et Harvey (2009), la performance d’un herbivore et de son parasitoïde dépend des substances présentes dans la plante hôte consommée. Sur L. sericeus les chenilles parasitées n’arrivent pas à se développer normalement Ceci pourrait s’expliquer par le fait que ses larves ne trouvent pas assez de substances nutritives dans ses fleurs. Bien que les deux plantes soient des légumineuses, elles diffèrent pour leur composition en substances chimiques limitant le développement des larves parasitées (Dannon et al., 2012). Par exemple, la couleur violet des fleurs de L. sericeus dénote de la présence d’anttocyanes et de composées phénoliques affectant négativement la performance des insectes herbivores et de leurs parasitoïdes (Lev-Yadun and Gould, 2008).
Le sexe ratio n’a pas été affecté par ces plantes-hôtes. Il y avait autant de mâles que de femelles dans la population lorsque les larves parasitées sont nourries à base de fleurs de S.
rostrata. De même la période d’essai qui était le début de floraison des fleurs de S. rostrata et presque la fin de floraison de L. sericeus peut confirmer le faible taux d’individus enregistré sur les fleurs de L. sericeus
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CONCLUSION ET SUGGESTION
En somme, les deux plantes hôtes alternatives L. sericeus et S. rostrata de M. vitrata ont assuré le développement de la chenille parasitée par T. javanus. Il ressort également de nos travaux que le substrat alimentaire ne joue pas sur le cycle de développement de T.
javanus et non plus sur le sexe des imagos.
En vue de l’obtention de meilleurs résultats lors des lâchés du parasitoïdes nous suggérons:
Que d’autres aspects de la biologie de T. javanus soient étudiés sur ces différentes plantes.
Que les études soient faites pour comparer le cycle de développement de T. javanus sur les plantes au laboratoire d’avec son cycle sur ces même plantes en milieu naturel.
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REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
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AÏZAN F., 2015. Etude sous serre de la compétitivité entre Therophilus javanus Bhat et Gupta (Hymenoptera : Braconidae) et Phanerotoma syleptae Zettel (Hymenoptera : Braconidae) pour la gestion de Maruca vitrata Fabricius (Lepidoptera : Crambidae), ravageur du niébé. Rapport de fin de formation pour l’obtention du diplôme de licence, EPAC,UAC , 51 p.
ARODOKOUN D. Y., 1996: Importance des plantes-hotes alternatives et des ennemis naturels indige`nes dans le controˆ le biologique de Maruca testulalis Geyer. (Lepidoptera:
Pyralidae) ravageur de Vigna unguiculata. Ph.D. Thesis, Que´bec, Canada: Universite´ Laval.
Pyralidae) ravageur de Vigna unguiculata. Ph.D. Thesis, Que´bec, Canada: Universite´ Laval.