S- nitrosylation : La nitrosylation qui est la modification post-traductionnelle dépendante
1) Les systèmes senseurs bactériens du NO
Chez les bactéries, de nombreux régulateurs transcriptionnels ont été décrits comme étant capables de lier le NO ou ses dérivés (Spiro, 2007). Plusieurs types d’interactions avec le NO ont été décrites : -liaison du NO avec un ion ferrique contenu dans un groupement hème (H- NOX (Heme NO/Oxygène) régulateurs)) –liaison du NO au niveau d’un ion ferrique libre – liaison du NO au niveau d’un cluster Fer-Soufre (Fe-S) –liaison du NO avec le groupement thiol d’une cystéine (SNO) (Figure 10). Ces senseurs de NO appartiennent à des familles différentes, la famille FNR-CRP (Fumarate Nitrate Reductase- cAMP Receptor Protein) étant la plus représentée. Les protéines de la famille FNR-CRP contiennent 3 domaines caractéristiques : un domaine N-terminal senseur, un long domaine de dimérisation contenant une hélice α et un domaine de liaison à l’ADN caractérisé par un motif hélice-tour-hélice (Zumft, 2002).
L’interaction du NO avec un régulateur conduit à un changement de conformation de la protéine et à l’activation ou l’inhibition du régulateur (Figure 11, d’après (Plate and Marletta, 2013).
Il existe 2 types de régulateurs répondant au NO : -les régulateurs spécifiques du NO -les régulateurs non spécifiques du NO capables de se lier au NO mais de répondre aussi à d’autres molécules (Figure 10).
a) Les régulateurs spécifiques du NO
Plusieurs régulateurs spécifiques du NO ont été décrits. Parmi eux, NnrR a été étudié. D’abord identifié chez Rhodobacter sphaeroides, il a aussi été décrit chez d’autres bactéries telles que Sinorhizobium meliloti et Agrobacterium tumefaciens. NnrR présente un cluster Fer-Soufre mais il n’y pas d’évidence directe de son interaction avec le NO. Chez Rhodobacter sphaereoides, ce régulateur est requis pour l’expression des gènes codant pour une nitrite reductase (nirK) et une NO reductase (norB) d’où son nom NnrR pour « Nitrite and Nitric oxide Reductase Regulator » (Tosques et al., 1996). NorB et NirK appartiennent à la voie de dénitrification qui est la réduction complète des nitrates (NO3-) en azote gazeux (N2) via les intermédiaires nitrites (NO2-), NO et oxyde nitreux (N2O) et grâce à l’action des enzymes nitrate réductase (Nap), nitrate réductase (Nir), NO réductase (Nor) et N2O réductase
NO
3-NO
2-N
2O
Membrane externe Periplasme Membrane cytoplasmique Cytoplasme NapA NapE NapC NirK NorB NorC NosZ NosA Cu2+NO
N
2 NosYFigure 12: Voie de dénitrification.
La dénitrification est la réduction complète des nitrates (NO3-) en azote gazeux (N2) via les intermédiaires nitrites (NO2-), NO
et oxyde nitreux (N2O) et grâce à l’action des enzymes nitrate réductase (Nap), nitrate réductase (Nir), NO réductase (Nor) et
N2O réductase (Nos) respectivement. D’après la thèse de House 2003
pSymA
a)
b)
Figure 13: Localisation de NnrR sur le plasmide pSymA et séquence de reconnaissance sur l’ADN
a- Représentation schématique d’une région de 41 kb du plasmide pSymA. Les rectangles symbolisent les phases ouvertes de lecture des gènes et les étoiles signalent les promoteurs reconnus par NnrR b- Motif de reconnaissance de NnrR
(Nos) respectivement (Figure 12). La dénitrification est un processus respiratoire alternatif en condition d’oxygène limitant. En effet les bactéries peuvent utiliser les intermédiaires de la voie de dénitrification comme accepteurs finaux d’électron et ainsi continuer à produire l’ATP (Tosques et al., 1996). Plus récemment, NnrR a aussi été caractérisé chez S. meliloti. Chez cette bactérie symbiotique fixatrice d’azote, NnrR est un régulateur majeur de la réponse au NO qui contrôle aussi l’expression des gènes de dénitrification tels que nirK et norB (Meilhoc et al., 2010). Localisé sur le plasmide symbiotique pSymA de S. meliloti à proximité des gènes de dénitrification, NnrR reconnaît une séquence consensus dans les régions promotrices des gènes régulés (Figure 13, Rodionov et al., 2005 ; Meilhoc et al., 2010).
Un autre senseur spécifique du NO est le régulateur NorR retrouvé chez les bactéries E. coli et Vibrio cholerae. NorR qui appartient à la famille des facteurs EBP (Enhancer Binding Protein) est activé suite à la liaison du NO au niveau du fer de l’hème (Stern and Zhu, 2014). NorR qui reconnaît le motif consensus GT-N7-AC est nécessaire à la pathogénicité de Vibrio cholerae (Stern et al., 2012).
b) Les régulateurs non-spécifiques du NO
Un exemple de régulateur non spécifique du NO est OxyR d’E. coli. La première fonction identifiée d’OxyR était de répondre à un stress oxydant. En effet, en réponse à un stress oxydant, OxyR activé va induire la transcription d’une trentaine de gènes impliqués dans la résistance à ce stress tels que les gènes codant pour des catalases ou des glutathion réductases (Storz et al., 1990). En 2012, Seth et ses collaborateurs ont montré qu’OxyR est aussi un régulateur majeur du stress nitrosatif (stress induit par les espèces réactives de l’azote tel que le NO ; Seth et al., 2012). En effet, en réponse à un stress nitrosatif, OxyR activé par S- nitrosylation va induire la transciption de gènes impliqués dans la dénitrosylation des protéines. Ce régulon est différent de celui activé en réponse à un stress oxydatif (Seth et al., 2012).
Un autre régulateur non spécifique du NO bien décrit est FixL. Ce régulateur qui est retrouvé chez de nombreuses rhizobia, dont S. meliloti, a d’abord été identifié pour être le régulateur majeur de réponse à la microaérobie aussi bien lorsque les bactéries sont en vie libre qu’en interaction symbiotique avec les plantes de la famille des légumineuses (Bobik et al., 2006). FixL, un senseur histidine kinase forme un système à 2 composants avec FixJ, le régulateur de réponse. A faible concentration d’oxygène, FixL s’autophosphoryle et transfère son phosphate à FixJ, ce qui a pour effet de l’activer. FixJ phosphorylé va induire la
FixLJ NnrR NO
- O
2 NifA FixK nirKV norBC nif fixFigure 14: Régulation de la réponse au NO chez S. meliloti
D’après Meilhoc et al, 2010
Fixation
azote Respiration Dénitrification
napFB nosRZ
transcription de 2 gènes codant pour les régulateurs intermédiaires FixK et NifA, responsables de l’activation des gènes fix (impliqués dans la respiration), de certains gènes de la voie de dénitrification et des gènes nif (fixation symbiotique de l’azote) (Figure 14,Meilhoc et al., 2011). En 2010, il a été montré que ce système à 2 composants FixLJ est aussi un régulateur majeur de la réponse au NO chez S. meliloti (Meilhoc et al., 2010). En effet, le NO qui est capable de se lier au fer de l’hème de FixL avec une meilleure affinité que l’oxygène active le système à 2 composants probablement en rentrant en compétition avec l’oxygène qui est la seule molécule capable d’inhiber FixL (Gilles-Gonzalez et al., 2008).
Il est intéressant de noter, qu’une même bactérie peut disposer de plusieurs systèmes senseurs du NO. En effet, par exemple, S. meliloti possède un système senseur spécifique du NO, NnrR et un autre qui répond aussi à la microoxie, FixLJ ; tout deux sont localisés dans la même région du plasmide pSymA proche des gènes de dénitrification (Figure 13 a). Il est probable qu’il existe un troisième régulateur puisque certains gènes répondant au NO ne sont sous le contrôle ni de NnrR ni de FixL (Meilhoc et al., 2010). En outre, un système de régulation peut être commun à plusieurs bactéries mais différer en terme de connectivité. Par exemple, Bradyrhizobium japonicum dispose aussi des 2 régulateurs de réponse au NO, FixLJ et NnrR mais l’expression de ce dernier est sous le contrôle de FixLJ (Cabrera et al., 2011).
La perception du NO par ces systèmes senseurs va induire la mise en place d’une réponse adaptée comprenant des mécanismes de dégradation/piégeage du NO et des mécanismes de résistance au NO. L’importance de ces mécanismes est capitale aussi bien pour protéger les cellules d’un effet toxique que pour réguler le niveau de NO afin qu’il assure ses fonctions de signalisation.