Recrutement des complexes de modification de la chromatine par des ARN chez la

drosophile

Cette fonction des ARN dans le recrutement de protéines sur la chromatine n’est pas restreinte aux mammifères. Différents exemples ont été identifiés chez la drosophile ainsi que chez la levure, suggérant une conservation de ces mécanismes au cours de l’évolution. Chez S. cerevisiae par exemple, des transcrits instables anti-sens de nombreux gènes, comme PHO84, GAL1-10 ou le transposon Ty1, possèdent leur propre promoteur et inhibent la transcription par un mécanisme impliquant le recrutement de l’histone méthyl-transférase Set1 et d’histones dé-acétylases (Berretta et al., 2008; Camblong et al., 2007; Houseley et al., 2008; Pinskaya et al., 2009). Chez la drosophile, différents exemples ont également été caractérisés.

1 Exemple de la compensation de dose

Le premier exemple décrit chez la drosophile impliquant la fixation d’une protéine à chromodomaine à un ARN concerne la compensation de dose. Dans cette espèce comme chez les mammifères, le mâle ne possède qu’un seul chromosome X, alors que la femelle en possède deux. Pour pallier à cette différence, l’unique chromosome X du mâle est hypertranscrit. Ce mécanisme est contrôlé par le complexe MSL (Male Specific Lethal), appelé aussi DCC (Dosage Compensation Complex), constitué des protéines MOF (Males absent on the first), MLE (Maleless), MSL1, 2 et 3. Ce complexe, spécifique du mâle, est adressé au chromosome X où il acétyle la lysine 16 des histones H4, ce qui constitue une marque épigénétique activatrice. Le complexe DCC permet principalement d’activer l’élongation de la transcription après l’étape de pause (Larschan et al., 2011). Parmi les

A – Embryons 2 à 6 heures

B – Disques imaginaux de 3ème patte ou de balancier de larve L3

Ash1 ARN bxd Ubx Ubx Ubx bxd bxd bxd TrxG _{FT larvaires} FT embryonnaires Ash1 ARN bxd

Figure 28 : Modèles de régulation de l’expression d’Ubx par les transcrits de bxd

A – Dans le disque de troisième paire de patte et dans le disque de balancier, les ARN de bxd activeraient la transcription d’Ubx. A gauche, schéma d’un disque de troisième paire de patte dans lequel les transcrits de bxd (en rouge) et d'Ubx (en vert) sont présents simultanément. A droite, schéma du gène Ubx et de ses éléments de contrôle. Les boîtes bleues et jaunes représentent les « enhancers » larvaires et embryonnaires respectivement. En bleu sont représentés les facteurs de transcription (FT) larvaires. Un modèle propose que les transcrits de bxd permettraient le recrutement de ASH1 (en rose) qui active la transcription d’Ubx.

B – Dans l’embryon, les ARN de bxd réprimeraient la transcription d’Ubx. A gauche, schéma d’un embryon dans lequel les ARN de bxd (rouge) et d'Ubx (vert) ne sont pas transcrits dans les mêmes cellules. A droite, schéma du gène Ubx et de ses éléments de contrôle. En jaune sont représentés les facteurs de transcription (FT) embryonnaires. Ce modèle propose que la transcription des ARN de bxd réprimerait la transcription d’Ubx par un mécanisme

protéines du complexe MSL, trois contiennent des domaines de fixation aux ARN. MLE, une ARN/ADN hélicase, possède un domaine de fixation aux ARN double-brin alors que MOF, l’acétyltransférase de H4K16, et MSL3 possèdent chacune un domaine « chromo-barrel » (Ilik and Akhtar, 2009). Tout comme les protéines Cbx, MOF et MSL3 interagissent in vitro avec des ARN simple-brin plutôt que des ARN ou de l’ADN double-brin, et aucune spécificité de fixation sur une séquence particulière n’a été identifiée. Toutefois, in vivo, MOF et MSL3 interagissent spécifiquement avec deux ARN non-codants transcrits à partir du chromosome X chez le mâle, roX1 et roX2 (Akhtar et al., 2000). roX1 et roX2, recouvrent intégralement le chromosome X du mâle (Meller et al., 1997) et font partie intégrante du complexe MSL, en permettant son recrutement correct sur le chromosome X (Ilik and Akhtar, 2009).

2 Exemple des ARN transcrits dans les séquences régulatrices PRE/TRE

Des ARN sont aussi impliqués dans le recrutement des protéines PcG et TrxG sur la chromatine. Un exemple bien documenté concerne les gènes Hox, dont l’expression est contrôlée par la fixation de complexes PcG et TrxG au niveau de séquences régulatrices appelées séquences PRE/TRE. Ces séquences sont transcrites de manière très contrôlée spatio-temporellement (Figure 27). Toutefois la fonction précise de ces ARN est encore sujet à discussion (Brock et al., 2009). Une étude basée sur un transgène rapporteur contrôlé par le PRE Fab7 du gène Abd-B a permis de proposer que la transcription de cet élément régulateur permettrait de passer d’un état réprimé de la transcription par les PcG à un état activé par les TrxG (Schmitt et al., 2005). De plus, les ARN TRE-1, 2 et 3 transcrits dans le PRE/TRE bxd du gène Ubx permettent de recruter la protéine TrxG ASH1 et d’activer la transcription d’Ubx dans les disques imaginaux de pattes et de balanciers (Figure 28A)

A

B C

Figure 29 : Corto fixe les ARN in vitro grâce à son chromodomaine

A : Schéma représentant Corto et les différents domaines utilisés pour l’étude de la fixation

aux ARN in vitro. CD: chromodomaine (acides aminés 127 à 203). Le chromodomaine élargi utilisé dans la protéine de fusion GST-CD couvre les acides aminés 70 à 268.

B : Expériences de retard sur gel avec les protéines de fusion GST, GST-Corto, GST-CortoCD,

GST-C1/324 et GST-C325/550 incubées avec un ARN radioactif. La sonde libre est indiquée par une flèche. Elle est retenue par les protéines de fusion Corto, CortoCD et GST-C1/324.

C : Expérience de retard sur gel avec la protéine GST-CD incubée avec un ARN radioactif,

avec ajout de quantités croissantes d’ARN ou ADN double brin non marqués. Une compétition n’est observée qu’avec l’ARN non marqué.

(Sanchez-Elsner et al., 2006). Ces résultats ont cependant été remis en cause par une autre étude montrant que les ARN de bxd ne sont pas exprimés dans les mêmes cellules que l’ARNm Ubx dans l’embryon. Les auteurs proposent que la transcription de bxd, plutôt que d’activer l’expression d’Ubx, la bloquerait (Figure 28B) (Petruk et al., 2006).