Modèle moléculaire de la mise en place des tissus internes

Les analyses moléculaires menées sur les lignées transgéniques des gènes SHR et SCR (lignées des mutants perte de fonction, lignées complémentées, et lignées surexpresseurs) ont permis de définir un modèle moléculaire de leur fonctionnement au sein de la mise en

24 Figure 8: Identité des couches surnuméraires formées par la surexpression d’AtSHR

(a-e) Travaux publié dans (Helariutta, Fukaki et al. 2000), et (f-h) (Wu, Lee et al. 2014)

(a) Image confocale d’une coupe longitudinale de racine de plantule p35S:AtSHR. (b) Coupe radiale d’une plantule p35S:AtSHR avec la présence de couches surnuméraires.

(b) Coupe radiale d’une plantule p35S:AtSHR avec les couches surnuméraires.

(c) Coupe radiale d’une plantule p35S:AtSHR avec les couches surnuméraires marquées par l’anticorps JIM13 en plus de la stèle et de l’endoderme.

(d) Coupe radiale d’une plantule WT, avec une couche d’endoderme, une couche de cortex et une couche d’épiderme.

(e) Coupe radiale d’une plantule WT pour laquelle seuls l’endoderme et la stèle sont marquées par l’anticorps JIM 13.

(f) Image d’une coupe longitudinale de plantule p35S:AtSHR colorée à l’iodure de propidium en rouge. En vert clair figure la localisation nucléaire de la protéine AtSHR, et en vert foncé la localisation de l’endoderme marqué avec le pEN7-HC.

Abréviations : Sn= couches surnuméraires ; st= stèle. ; ep= épiderme ; co= cortex ; en= endoderme.

25 place des tissus internes (Levesque, Vernoux et al. 2006; Cui, Levesque et al. 2007; Welch, Hassan et al. 2007). Ce modèle a été revu et complété récemment, grâce à l’étude des homologues du riz (OsSHR1&2) et de Brachypodium (BdSHR) chez le mutant shr-2 d’A.thaliana (Wu and Gallagher 2014). Une description simplifiée de ce modèle est présentée ci-dessous (Figure 7): Le gène SHR est exprimé au niveau de la stèle et sa protéine a la capacité de bouger dans les couches de cellules adjacentes (Nakajima, Sena et al. 2001). On la retrouve dans l’endoderme, où sa localisation est nucléaire, tandis que dans la stèle, elle est localisée dans le cytosol et les noyaux. La séquestration nucléaire dans l’endoderme de SHR est induite par SCR, par l’intermédiaire d’interactions protéines-protéines. SHR a également la capacité de migrer dans les cellules initiales et dans le QC, où elle active l’expression de SCR. Après induction, SCR et SHR activent la division asymétrique de la cellule initiale, permettant la formation des deux couches de tissus internes. SHR et SCR sont rapidement dégradées dans la couche externe qui va devenir du cortex, alors que dans la couche la plus interne, où SHR est séquestrée dans les noyaux par SCR, le tissu va se différencier en endoderme (Helariutta, Fukaki et al. 2000; Nakajima, Sena et al. 2001; Sena, Jung et al. 2004).

Les résultats publiés récemment par l’équipe de Kimberly Gallagher de l’université de Pennsylvanie, avec qui nous collaborons sur l’étude fonctionnelle des gènes SHR dans le développement racinaire, ont mis en évidence que SHR était nécessaire mais non suffisant à la spécification d’un tissu en endoderme (Wu and Gallagher 2014). Les couches surnuméraires présentes dans le surexpresseur SHR (Figure 8 a), auparavant identifiées comme de l’endoderme grâce à des anticorps pariétaux et des marquages à la berbérine (Nakajima, Sena et al. 2001; Cui, Levesque et al. 2007) (Figure 8 b à d), ont de nouveau été analysées et finalement identifiées comme du cortex. L’utilisation de marqueurs moléculaires spécifiques du cortex et de l’endoderme (Heidstra, Welch et al. 2004) a mis en évidence que les couches surnuméraires formées proche du méristème présentaient d’abord des caractéristiques de cellules d’endoderme (couches marquées par le marqueur d’endoderme), tandis qu’à un stade plus tardif, ces cellules présentaient des caractéristiques de cellules corticales (marquage par le marqueur cortex) (Figure 8 f). Ce résultat a été confirmé par la technique de coloration à l’iodure de Propidium (PI), dont la diffusion permet de différencier l’endoderme du cortex. En effet le PI a la capacité de se fixer aux parois des tissus internes, mais la présence des cadres de Caspary bloque la pénétration de cette molécule dans l’endoderme et empêche ainsi la coloration de ce tissu. Ces résultats ont finalement abouti à la conclusion qu’AtSHR était bien nécessaire à la formation de l’endoderme, qu’il était même capable d’induire des différenciations partielles endodermales dans les cellules où il était exprimé de manière ectopique, mais qu’il n’était pas suffisant à la spécification de ce tissu. Il existerait donc un interacteur encore inconnu noté Y dans le modèle Figure 7, qui, avec l’activité de SHR, pourrait spécifier la couche adjacente à la stèle en endoderme fonctionnel (Wu and Gallagher 2014). Le gène SHR, en plus de son rôle essentiel dans l’établissement des tissus racinaires, est également impliqué

26 Figure 9: Arbre phylogénétique des protéines GRAS, d’après (Bolle 2004).

L’arbre enraciné (Hs SRC, Homo sapiens Protéine STAT) permet de regrouper les 33 protéines GRAS d’Arabidopsis .thaliana (At) en 8 clades. Cet arbre illustre des protéines GRAS de plusieurs espèces telles que Petunia hybrida (petunia; Ph), Lycopersicon esculentum (tomate; Le), Lilium longiflorum (lily; Ll), Oryza sativa (riz; Os), Hordeum vulgare (orge; Hv) et Zea mays (maïs; Zm).

Figure 10: Structure des protéines GRAS d’après (Bolle 2004).

Représentation schématique de la structure des protéines GRAS. Elles sont composées d’une partie N-terminale variable et d’une partie C-terminale conservée. Cette dernière se subdivise en 5 domaines qui sont : les domaines Leucine Heptad Repeat (LHR) 1 et 2, les domaines VHIID, PFYRE et SAW, nommés en fonction des acides aminés conservés qui les composent.

27 Figure 11: Arbre phylogénétique des gènes SHR.

(a) Les gènes OsSHR1 et OsSHR2 sont apparus après une duplication ancienne chez les monocotylédones.

(b) Les gènes OsSHR1 et OsSHR2 se retrouvent chez les variétés sauvages de riz : Oryza sativa indica (Osind), Oryza sativa japonica (Osjap), Oryza nivara (Oniva) et Oryza sativa rufipogon (Orufi) qui sont les variétés japoniases ; Oryza glaberrima (Oglab), Oryza barthii (Obart) qui sont les espèces africaines ; Oryza meridionalis (Omer) variété australienne, Oryza glumaepatula (Oglum) variété sud-américaine ; et Oryza punctata (Opunc) et Oryza brachyanta (Obrach) qui sont des variétés plus anciennes. Les séquences des gènes de ces variétés ont été fournies pat le laboratoire de Rod Wing (Arizona Genomic Institute) et ont été obtenues au sein du projet Oryza Map Aligment Project (OMAP).

(a)

29 dans le maintien du centre quiescent et le développement de la stèle à travers l’activation transcriptionnelle des miRNA 165/166, qui régulent à leur tour les gènes de la famille des facteurs de transcription HD-ZIPIII (Carlsbecker, Lee et al. 2010). Il a donc un rôle prédominant dans la régulation du développement racinaire en général.