MATÉRIEL ET MÉTHODES
II. Matériel et Méthodes
1. Méthodes utilisées pour l’analyse de la structure secondaire d’un ARN
1.1 Techniques de cartographie des ARN par utilisation de sondes enzymatiques et chimiques
1.1.1 Préparation des ARN
Dans le cadre de la production de transcrits non-radioactifs, le mélange réactionnel suivant est réalisé :
Le mélange réactionnel est incubé pendant 4h à 37°C. La matrice ADN est ensuite dégradée par ajout de 1 μl de DNase RQ1 (1 UE/μl, Promega) et le mélange est incubé 30 min à 37°C.
Les ARN sont ensuite purifiés par électrophorèse sur gel de polyacrylamide dénaturant de 5%
à 10% selon la taille de l’ARN produit. Après migration, les bandes du gel contenant l’ARN sont détectées par « UV-shadowing » ( = 254 nm). Ces bandes sont ensuite découpées et placées dans 400 μl de tampon d’élution. Les ARN sont alors élués à 4°C pendant 12 heures sous agitation constante, puis précipités à l’éthanol à 96% en présence d’acétate de sodium 0,3 M final, lavés à l’éthanol 70%, séchés, repris dans de l’eau stérile puis quantifié.
1.1.2 Analyse de la structure secondaire d’un ARN en solution par utilisation de sondes enzymatiques
La RNase T1 hydrolyse spécifiquement les ARN en 3’ des résidus guanines, préférentiellement dans les segments non appariés, lorsqu’elle est utilisée en conditions limitantes. La RNase T2 hydrolyse préférentiellement les régions en simple-brin, lorsqu’elle est utilisée en conditions limitantes. Cette enzyme agit sans spécificité vis-à-vis des nucléotides et, comme la RNase T1, libère des fragments avec des extrémités 3’-phosphate (3’-P) et 5’-hydroxyle (5’-OH). La RNase V1 hydrolyse préférentiellement les régions en double-brin et les régions structurées par empilement de bases, ceci avec peu de spécificité vis-à-vis de l’identité des résidus. Elle libère des fragments avec des extrémités 3’-OH et 5’-P.
Pour cette méthode, seuls les ARN non radiomarqués ont été utilisés. Le mélange réactionnel suivant est réalisé :
Transcrit non radiomarqué (1,2 pmol/µl) 1 µl
ARNt de levure (5 µg/µl) 1 µl
Tampon D 3,6 µl
H2O qsp 13 μl
Incubation 10 min à 65°C pour la dénaturation de l’ARN
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MgCl2(62,5 mM) 1 µl
Incubation 10 min à température ambiante pour renaturer l’ARN
Les réactions ont été réalisées en présence de 3,125 mM de MgCl2 comme indiqué ci-dessus, mais également en présence de 10 et 20 mM de MgCl2.
Le mélange est ensuite incubé avec l’enzyme (T1 : 0,02 ou 0,0375 U/µl ; T2 : 0,025 ou 0,0375 U/µl et V1 : 2.5x10-3 ou 5x10-3 U/µl) et le volume réactionnel est ajusté à 20 µl avec du TpD. Les réactions sont arrêtées après 10 min d’incubation à 30°C. Un témoin sans enzyme est également réalisé. L’arrêt des réactions par ajout de 20 µg d’ARNt de levure est suivi par une extraction au phénol/chloroforme et par une précipitation à l’éthanol 96% en présence de glycogène (10 µg) et de 0,3 M d’Acétate de sodium final. Le culot d’ARN est alors lavé dans 200 µl d’éthanol à 70%, séché, puis resuspendu dans 7µl d’eau. Les ARN modifiés sont stockés à -80°C. L’analyse des coupures enzymatiques se fait par extension d’amorce avec un oligonucléotide radiomarqué sur 1 µl d’ARN clivés, ce qui permet une révélation par fluorographie après électrophorèse sur gel dénaturant.
1.1.3 Analyse de la structure secondaire d’un ARN en solution par utilisation de sondes chimiques
Nous avons utilisé les sondes chimiques DMS (diméthylsulfate) et le CMCT (le N-Cyclohexyl-N’-[2-(N-Méthylmorpholino)-éthyl] Carbodiimid-4-Toluonosulfonate). Le DMS modifie spécifiquement les résidus A en position N1A, les résidus C en positions N3C et les résidus G en position N7G. Le CMCT modifie les positions N3U et à un plus faible degré N1-G (Fig. 37). Pour l’utilisation de ces sondes chimiques, le mélange réactionnel suivant est réalisé :
Transcrit non radiomarqué (1,2 pmol/µl) 1 µl
ARNt de levure (5 µg/µl) 1 µl
Tampon D 3,6 µl
H2O qsp 13 μl
Incubation 10 min à 65°C pour la dénaturation de l’ARN
MgCl2(62,5 mM) 1 µl
Incubation 10 min à température ambiante
Le mélange est ensuite incubé avec l’agent chimique (DMS : 1 µl d’une solution DMS/EtOH diluée au 1/4 ou au 1/8 (V/V) ; CMCT : 4 ou 5 µl d’une solution à 180 mg/ml) et le volume réactionnel est ajusté à 20 µl avec du tampon D. Les modifications par le DMS sont arrêtées après 10 min d’incubation à 30°C par ajout du tampon Stop DMS (AcNa 0,15 M ; β-mercaptoéthanol 0,1 M ; EDTA 0,01 mM ; Tris acétate 0,1 M pH 7,5). Celles par le CMCT sont arrêtées par ajout de 20 µg d’ARNt de levure. Un témoin sans agent modifiant est également réalisé. Le culot d’ARN est alors lavé dans 200 µl d’éthanol à 70%, puis séché, repris dans 7 µl d’eau stérile et stocké à -80°C. Comme dans le cas des coupures
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enzymatiques, l’analyse des modifications se fait par extension d’amorce avec un oligonucléotide radiomarqué sur 1 µl d’ARN modifié.
1.1.4 Analyse des nucléotides protégés contre l’action des RNases par les protéines d’un extrait nucléaire ou par des protéines recombinantes
Pour la mise en évidence des nucléotides protégés contre l’action des RNAses par les composants d’un extrait nucléaire ou par une protéine recombinante, le mélange réactionnel suivant est réalisé :
Transcrit non radiomarqué (1,2 pmol/µl) 1 µl
ARNt de levure (5 µg/µl) 1 µl
Tampon D 3,6 µl
H2O qsp 13 μl
Incubation 10 min à 65°C pour la dénaturation de l’ARN
MgCl2(62,5 mM) 1 µl
Incubation 10 min à température ambiante pour renaturer l’ARN
Le mélange est ensuite incubé 10 min à 30°C en présence d’extrait nucléaire ou de protéines recombinantes en quantité variable dans un volume réactionnel de 20 µl. Ce mélange est ensuite incubé avec l’enzyme selon les conditions décrites ci-avant et les réactions sont arrêtées après 10 min d’incubation à 30 °C. L’arrêt des réactions est suivi par une extraction au phénol/chloroforme et par une précipitation à l’éthanol 96% en présence de glycogène (10 µg) et de 0,3 M d’acétate de sodium final. Le culot d’ARN est alors lavé dans 200 µl d’éthanol à 70%, séché, puis resuspendu dans 7 µl d’eau stérile. Les ARN modifiés sont stockés à -80°C. L’analyse des coupures enzymatiques se fait par extension d’amorce.
1.1.5 Analyse par extension d’amorce
• Marquage de la sonde
ATP [γ32P] (Perkin Elmer, 5 mCi/ml, 3000 Ci/mmol) 1 µl
Oligonucléotide à marquer (15 pmol/µl) 1 µl
Tampon de phosphorylation 10X (Tris/HCl 0,5 M, pH 7,6 ; MgCl2 100 mM ; DTT 50 mM ; Spermidine 1 mM ; EDTA 1
mM ) 1 µl
T4 polynucléotide kinase (MBI Fermentas 10U/µl) 1 µl
H2O stérile qsp 10 µl
Le mélange réactionnel est incubé 45 min à 37°C. Les amorces marquées sont purifiées par électrophorèse en gel de polyacrylamide dénaturant à 10%, éluées une nuit à 37°C dans 300 µl de tampon d’élution sous agitation constante et précipitées comme décrit précédemment.
Les amorces sont ensuite reprises dans de l’eau stérile à 100 cps/µl.
• Extension d’amorce Hybridation de l’amorce
Oligonucléotide marqué (100 cps/µl) 1 µl
Transcrit hydrolysé ou modifié 1 µl
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Tampon de l’enzyme AMV 10X (Tris-HCl 50 mM pH 8,3 ; KCl 40 mM ; MgCl2 6 mM) 0,25 µl
H2O stérile qsp 2,5 µl
Incubation 10 min à 65°C, puis 10 min dans la glace Elongation et séparation
dNTP (1,25 mM UTP/ATP/GTP/CTP) 0,1 µl
Tampon de l’enzyme AMV 10X (voir ci-dessus) 0,25 µl AMV Réverse transcriptase (Quantum Appligene 2U/µl) 0,25 µl
H2O stérile qsp 2,5 µl
Pour réaliser une extension d’amorce, 2,5 µl de ce dernier mélange sont ajoutés aux 2,5 µl du mélange d’hybridation. L’ensemble est incubé 45 min à 42°C, plongé dans la glace et la réaction d’extension est arrêtée par l’ajout de 4 µl de bleu de dépôt dénaturant. Dans le cas d’un séquençage, 0,5 µl de l’un des quatre didésoxynucléotides sont ajoutés au mélange de la réaction d’extension à raison d’une concentration de 0,5 mM afin que son incorporation soit statistique. Les échantillons sont dénaturés 2 min à 96°C, refroidis dans la glace, puis analysés par électrophorèse en gel de polyacrylamide/urée dénaturant à 7%. Après migration et séchage, le gel est placé en fluorographie une nuit à -80°C.
1.1.6 Recherche de modèles de structure secondaire : utilisation du logiciel MFold
Ce logiciel, fourni par le Genetics Computer Group de l’Université de Madison (USA), est basé sur le programme de recherche de structures secondaires et a été établi par Jaeger et al.
(Jaeger et al, 1989). Ce logiciel tient compte des estimations de la stabilité thermodynamique des appariements de bases de l’ARN à 0°C dans une solution de NaCl 1M. L’intérêt d’utiliser la version Squiggles est de pouvoir imposer, au cours de la recherche d’une structure secondaire potentielle, des contraintes de structuration en simple et double brin, correspondant aux données acquises expérimentalement. Ce logiciel est disponible à l’adresse suivante : http://mfold.bioinfo.rpi.edu/.
1.2 Technique de FRET utilisée pour apprécier la distance relative séparant 2 zones ARN d’intérêt
Les spectres d’émission de fluorescence sont enregistrés à 4°C à une longueur d’onde d’excitation de 515 nm et s’échelonnant de 500 à 750 nm. Les bandes passantes d’excitation et d’émission sont de 3 nm. La procédure est adaptée de Gavory et al., 2006. L’ARN et l’oligonucléotide couplé au Cy3 sont incubés à un ratio molaire d’1:1 dans 160 µl de tampon Citrate (150 mM NaCl ; 3,25 mM MgCl2 ; 5 mM Na citrate pH 7,0). La concentration finale est de 0,38 µM. Le mélange est incubé 5 min à 85°C et renaturé par diminution lente de la température (15 min) jusqu’à température ambiante. Après 4 h d’incubation à 4°C, le rendement d’association des 2 composantes est déterminé par électrophorèse en gel de polyacrylamide non dénaturant 7%. La fluorescence dans le gel est mesurée avec un scanner
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Typhoon 9410 Healthcare. Lorsque le rendement d’association est satisfaisant, l’émission de la sonde couplée au Cy3 est mesurée par un fluoromètre SAFAS. Dix spectres sont enregistrés et moyennés. Puis, l’oligonucléotide-Cy5 est ajouté à un ratio molaire d’1:1. Le mélange est incubé 4 h à 4°C. Dix spectres sont à nouveau enregistrés et le FRET pour la paire Cy3-Cy5 est calculé en prenant en compte le ratio des oligonucléotides liés et non-liés. Chaque expérience de FRET est répétée au moins 3 fois avec différentes préparations d’ARN et d’oligonucléotides. Les oligonucléotides qui ont servis au cours de cette méthodologie sont présentés dans le chapitre A des résultats.
2 Méthodes utilisées pour la culture cellulaire