Préparation de la suspension mère et des dilutions décimales

3. Cadre, Matériel et Méthodes

3.2. Méthodologie

3.2.2. Analyses microbiologiques des échantillons

3.2.2.1. Préparation de la suspension mère et des dilutions décimales

Pour la préparation de la suspension mère, 10 g de chaque échantillon ont été prélevé respectivement dans des erlenmeyers auquel on ajoute 90 ml de bouillon Tryptone Sel (TS).

L’ensemble est homogénéisé à l’aide du vortex La suspension mère ainsi obtenue, correspond à une dilution à 10 ^-1. Les différentes dilutions décimales sont réalisées à partir de la solution mère et conformément à la norme ISO 6887-2 (2004). Un volume de 1 ml de la suspension mère est prélevé et mis dans un tube contenant 9 ml de TS stérile (Figure 3). L’ensemble est homogénéisé à l’aide du vortex. La dilution ainsi obtenue est la dilution 10^-2. Un volume de 1 ml de la dilution 10 ^-2 est prélevé et mis dans un tube contenant 9 ml de TS stérile puis l’ensemble est homogénéisé au vortex.

Figure 3: Schéma illustrant la dilution décimale.

3.2.2.2. Dénombrement des coliformes totaux et fécaux

Les coliformes fécaux sont des bactéries produisant du gaz à partir du lactose à 44°C. Leur dénombrement s’est fait sur le milieu (Violet Red Bile Lactose Agar) (VRBL). Nous avions procédé par un ensemencement en double couche. Il a été prélevé 1 ml des dilutions 10^-1,10^-2 et 10^-3 à l’aide de cônes stériles dans différentes boites de Pétri. Ensuite, 15 ml du milieu VRBL ont été coulés et homogénéisés puis laisser solidifier. Une seconde couche d’environ 5 ml a été coulée. Après séchage, les boites ont été incubées à 30°C pendant 24 heures pour les coliformes totaux et à 44°C pendant 24 heures pour les coliformes fécaux.

3.2.2.3. Dénombrement des staphylocoques

18 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

Elle a été faite sur la gélose Baird Parker enrichie au jaune d’oeuf et au Tellurite de potassium. De façon pratique, environ 15 ml de la gélose Baird Parker ont été coulé dans des boîtes de Pétri. Après séchage, 0,1 ml des dilutions 10^-1, 10^-2 et 10^-3 y ont été versés à l’aide de cônes stériles puis ensemencer à l’aide d’un étaleur sur la surface de la gélose. Après 48 heures d’incubation à 37°C, les colonies de staphylocoques sont noires, lisses ou bombées à contour régulier avec ou sans un halo (Figure 4).

Figure 4 : Aspect des colonies de staphylocoques sur du Baird Parker enrichie au jaune d’œuf et au tellurite de potassium.

3.2.2.4. Dénombrement des colonies

Après les périodes d’incubation mentionnées dans le mode opératoire spécifique à chaque germe, nous avons observé une croissance bactérienne et procédé au comptage des colonies.

Le dénombrement consiste donc à compter le nombre de colonies bactériennes observées à l’intérieur des boites de Pétri après incubation et le résultat s’exprime en Unité Formant Colonie (UFC). Seules les boîtes contenant 30 à 300 colonies sont considérés.

Le nombre de germe par gramme d’échantillon (N) a été déterminé par la formule suivante :

𝑁 = ^{Ʃ 𝐶𝑛}

(𝑛1×𝑣1)𝑑1+ (𝑛2×𝑣2)𝑑2+⋯+(𝑛𝑛×𝑣𝑛)𝑑𝑛

Cn: nombre de colonies comptées sur les boites retenues

n: nombre de boites retenues de la n-ième dilution vn: volume de l’inoculum de la n-ième dilution dn: valeur de la n-ième dilution

 Critères microbiologiques du lait caillé et du yaourt

19 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

Les normes microbiologiques d’appréciation pour les yaourts.

Tableau 2: Normes utilisées pour la classification.

Principaux microorganismes Valeurs

Coliformes totaux à 30°C 10germes/g

Coliformes fécaux 1germe/g

Staphylococcus aureus Moins de 100germes/g

Source : Normes AFNOR citées par BEERENS et LUQUET, 1897 3.2.2.5. Isolement et identification des souches de staphylocoques

Le dénombrement des staphylococoques sur le milieu Baird Parker enrichi au jaune d’œuf et au tellurite de potassium a été suivi d’une culture des colonies caractéristiques sur le milieu Chapman (Cat 106200). Ce milieu a viré au jaune, après 24h d’incubation à 37°C. En cas de présence de souches staphylocoques, ces souches ont la capacité de fermenter le mannitol. Les tests suivants ont été effectués pour l’identification des souches de staphylocoques notamment la coloration de Gram, la staphylocoagulase, la DNase et la galerie API®STAPH.

3.2.2.5.1. Coloration de Gram

La coloration Gram est la méthode de coloration la plus utilisée en bactériologie; elle permet de colorer les bactéries et de les distinguer à l’examen direct par leur aptitude à fixer le violet de gentiane (Gram +) ou la fuchsine (Gram -). Elle a été réalisée comme décrit précédemment par Riegel et al., (2006). La souche présumée est d’abord fixée sur une lame (frottis). Elle a été ensuite recouverte de violet de gentiane. Après 1 minute, la lame a été rincée à l’eau de robinet pour éliminer l’excédent de colorant. Elle a été ensuite recouverte de la solution de lugol. Après 30 secondes, la lame a été rincée à l’eau de robinet pour éliminer l’excédent de lugol. Ensuite, quelques gouttes d’alcool ont été versées sur le frottis tenu verticalement pendant 30 secondes puis la lame a été rincée à l’eau de robinet. La lame a été recolorée par la solution de fuchsine et laissée pendant 20 secondes puis rincée. Enfin, la lame a été séchée puis observée au microscope optique à l’objectif x100 avec ajout de l’huile à immersion. Les bactéries Gram positif apparaissent en violet (Riegel et al., 2006).

3.2.2.5.2. Recherche de la staphylocoagulase libre

La confirmation de la présence de S. aureus repose sur une réaction fortement positive au test de la coagulase libre (en tube). A l’aide d’une anse stérile, une partie de chaque colonie suspectée a été mise en suspension dans un tube contenant 5 mL de bouillon coeur-cervelle

20 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

qui a été incubé à 37°C pendant 24 heures. Ensuite 0,5 ml de chaque culture a été prélevé et mélangé à 0,5ml de plasma de lapin dans des tubes à hémolyse stériles. Après agitation, les tubes ont été incubés à 37°C pendant 24 heures. Des lectures ont été effectuées toutes les heures pendant les cinq premières heures. La coagulation de plasma de lapin (formation d’un caillot ferme et distinct) indique que le test de coagulase est positif tel que le montre la figure 5 (Riegel et al., 2006).

Figure 5 : Aspect des tubes de staphylocogulase positive et négative.

3.2.2.5.3. Recherche de la D-Nase

Ce test a consisté à ensemencer les colonies suspectes sous forme de strie sur la gélose à l’ADN, puis incuber à 37°C pendant 24 heures. Après culture, le milieu a été inondé à 70%

d’acide chlorhydrique normal. L’apparition d’une zone claire autour de la strie d’ensemencement indique une réaction positive (Figure 6). L’absence d’une zone claire traduit une réaction négative (Riegel et al., 2006).

Figure 6: Aspect des boîtes DNase positive et négative.

-

+

-

21 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

3.2.2.5.4. La galerie API® STAPH

Les microtubes sont inoculés avec une suspension bactérienne réalisée dans le Medium API Staph Medium. Les tests étudiés par cette galerie sont : les sucres, la recherche de nitrate réductase, de phosphatase, d’arginine dihydrolase et d’uréase (Chaala, 2013). La technique a consisté à réunir fond et couvercle d’une boite d’incubation et répartir environ 5ml d’eau distillée dans les alvéoles pour créer une atmosphère humide. Un inoculum bactérien d’opacité égale à 0,5 de McF est préparé dans le Medium API Staph à partir d’une culture pure de 18 heures obtenue sur gélose nutritive. À l’aide d’une pipette stérile, les tubes de la galerie à l’exception des cupules ont été remplis par la suspension bactérienne sans pour autant dépasser le niveau des tubes. Ensuite une anaérobiose a été créé dans les tests ADH et URE, en remplissant leurs cupules d’huile de paraffine puis la boite d’incubation a été refermé et incuber à 37°C pendant 18h à 24h (Figure 6). La lecture a été effectuée après transformation des résultats en code chiffré dont la signification est donnée par un indice numérique (API web) (Afissa, 2014).

Figure 6 : Aspect d’une galerie APIStaph après 18h d’incubation.

3.2.2.6. Recherche des facteurs de virulence produits par les souches de staphylocoques (Leucotoxines et épidermolysines)

Les différentes leucotoxines à savoir la Leucotoxine de Panton et Valentine (PVL), la leucotoxine LukE-LukD et les épidermolysines (ETA, ETB) ont été recherchées sur les souches de staphylocoques isolées par la technique d’immunoprécipitation radiale encore appelée méthode d’OUCHTERLONY (Gravet et al., 1998).

Les souches bactériennes ont été repiquées sur la gélose MH et les colonies fraîches ont été mises en culture dans 500µl du bouillon YCP (Yeast Casamino-acid Pyruvate) dans des plaques de culture à 12 puits et sont incubées à 37°C pendant 18h à 24 h sous agitation (200 tours/min). Le contenu de chaque puits est versé dans les tubes eppendorf et les surnageants de culture sont récupérés (à l’aide d’une micropipette) après centrifugation à 5.000 tours/minute pendant 5 min. Le gel d’agarose a été préparé à 0,6 % de PBS puis coulé dans des boîtes de Pétri carrées à raison de 70 ml/boîte. Après solidification du gel, des puits

22 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

espacés de 8mm en rosace ont été creusés (7puits/rosace) à l’aide d’un tuyau métallique (Figure 7). Environ 30µl de chaque surnageants est déposé dans le puits externe correspondant suivi des anticorps de lapin anti-leucotoxine purifiés (DO=3) qui sont déposés dans le puits central de la rosace et des antigènes témoins (DO=0,2) dans les puits du haut et du bas tout en respectant le sens de l’aiguille d’une montre. Après les dépôts des échantillons la boite est fermée et laissée sur la paillasse jusqu’au lendemain. Après une diffusion de 16 heures, les arcs de précipitation ont été visionnés directement à l’œil nu ou après une coloration au bleu de Coomassie et une décoloration au méthanol (Gravet et al., 1998).

Figure 7 : Technique d’immunoprécipipitation radiale ou méthode d’OUCHTERLONY (S1 à S4 : surnageant disposés dans le sens de l’aiguille d’une montre, Ac : anticorps spécifique de la toxine recherchée, Ag : antigène témoin).

3.2.2.7. Formation de Biofilm

A partir d’une culture de 18 heures dans du Bouillon Cœur Cervelle (BCC), les puits d’une microplaque de 48 puits (polystyrène) ont été inoculés avec 10 μl de suspension diluée de bactéries à laquelle sont ajoutés 150 µl de BCC. Les microplaques sont incubées pendant 24 heures à 37°C. Les puits ont été lavés trois fois avec 0,2 ml de l’eau physiologique stérile afin d'éliminer les bactéries libres (planctoniques). Les biofilms formés par l’adhérence des organismes sessiles au support de polystyrène dans chacun des puits ont été colorés avec du cristal violet (0,1%) pendant 10 min. L'excès de colorant a été ensuite rincé par un lavage en profondeur avec de l’eau distillée stérile et les plaques sont laissées à température ambiante pour séchage (Figure 8). Les résultats ont été comparés aux témoins positif et négatif

23 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

Figure 8 : Aspect d’une plaque de lecture des biofilms (T- : témoin négatif, T+ : témoin positif).

3.2.2.8. Antibiogramme des souches de staphylocoques isolées

L’antibiogramme a été réalisé pour chaque souche de staphylocoque isolée, par la méthode de diffusion (Kirby Bauer) à partir de disques chargés d’antibiotiques sur les milieux gélosés de Mueller-Hinton II (MH) coulés dans des boîtes de Pétri d’au moins 4 mm d’épaisseur (CASFM, 2019).

Les antibiotiques testés sont : Pénicilline G (P 10µg), Amykacine (AK 30µg), Fosfomycine (FOS 50µg), Céfoxitine (FOX 30µg), Gentamycine (GEN 10µg), Erythromycine (E 15µg), Lincomycine (MY 15µg), Ciprofloxacine (CF 5µg), Ofloxacine (OFX), Amoxicilline (AMO), Cefotaxime (CTX 30µg), Tétracycline (TET 30µg), triméthoprimesulfaméthoxazole (Sxt 23,75µg), Amoxicilline-clavulamic acid (AMC 20/10µg) et Acide fucidique (FD 10 µg).

Tous les disques d’antibiotiques utilisés sont de la marque BioRad. La réalisation de l’antibiogramme a été faite en 3 étapes :

 Inoculum

Une à deux colonies bien isolées de staphylocoques ont été émulsionnées dans un tube à vis contenant 2 ml d’eau distillée stérile (la turbidité a été ajustée à celle du standard de 0,5 Mc Farland). Ensuite, l’inoculum a été ensemencé par écouvillonnage sur la gélose MH II préalablement coulée dans des boîtes de Pétri.

 Dépôt de disques d’antibiotique et incubation

A l’aide d’une pince stérile, des disques d’antibiotiques ont été délicatement déposés à la surface de la gélose. Les boîtes ont été laissées à la température ambiante pendant 15 min, puis incubées à 37°C pendant 18 à 24 heures.

T- T+

24 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

 Lecture

Le diamètre de la zone d’inhibition (Figure 9) a été mesuré à l’aide d’un pied à coulisse appliqué au contact de la face de la boîte. Il a été ensuite comparé aux diamètres de référence d’inhibition de disque d’antibiotiques en fonction du diamètre figurant sur l’abaque. Cette comparaison a permis de déduire la susceptibilité de la souche aux antibiotiques testés.

Figure 9: Présentation d'une boîte d'antibiogramme.

3.2.3. Analyses des données

Le tableur Microsoft office Excel 2010 a été utilisé pour le traitement des données et pour la réalisation des graphes. Le logiciel GraphPad Prism 8 a permis de faire le test de Chi-carré et le test statistique de p-value. Le test est considéré comme statistiquement significatif si p <

0,05.

Résistance

Diamètre d’inhibition

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RESULTATS

26 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

4. Résultats

4.1. Environnement des lieux de vente des produits laitiers fermentés

Certaines vendeuses sont installées dans un espace de vente insalubre avec quelques fois des ordures et des caniveaux ouverts à proximité (Figure 10a) des stands de vente. Les produits laitiers sont préparés à la maison et le reste des activités menées dans le cadre de la vente, se fait sur les lieux, avec l’utilisation de l’eau disponible sur ledit site. Certaines vendeuses ne disposent pas d’un éclairage suffisant sur les lieux de production; ce qui pourrait favoriser la contamination des produits laitiers. Les mains de certains vendeurs sont souvent en contact avec l’aliment vendu (Figure 10b).

Figure 10: Environnement de vente des certains vendeurs fixes de yaourts, dèguè mil et couscous.

b a

27 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

4.2. Evaluation de la qualité microbiologique des produits laitiers fermentés

4.2.1. Dénombrement des germes de staphylocoques et des Coliformes totaux dans les produits laitiers fermentés analysés

Les résultats de dénombrement des germes dans les produits laitiers fermentés analysés exprimés en UFC/ml sont présentés, dans le tableau 3. Ils représentent la charge microbienne des différents microorganismes recherchés dans le yaourt, le Dèguè mil et le Dèguè couscous analysés. Il ressort de l’analyse de ce tableau que les charges microbiennes varient en fonction du type d’échantillons. En ce qui concerne les coliformes totaux ce sont les échantillons de dèguè mil qui étaient les plus contaminés (23,77.10³UFC/ml) et les moins contaminés étaient les échantillons de yaourt. Pour les staphylocoques, les échantillons les plus contaminés étaient ceux dèguè mil et les moins contaminés étaient ceux de dèguè couscous (0,95.10³ UFC/ml). Pour les coliformes fécaux ce sont les échantillons de dèguè mil qui étaient les plus contaminés (30,7.10³UFC/ml) et les moins contaminés étaient les échantillons du yaourt.

Tableau 3: Charge bactérienne en coliformes totaux, en coliformes fécaux et en staphylocoques des échantillons collectés à Cotonou et à Abomey-Calavi.

Echantillons Coliformes Totaux Coliformes Fécaux

Staphylocoques

Yaourt 1,88.10³UFC/ml 12,04.10³UFC/ml 0,95.10³ UFC/ml Dèguè Mil 23,77.10³ UFC/ml 30,7.10³UFC/ml 4,08.10³ UFC/ml Dèguè Couscous 7,57.10³ UFC/ml 24,9.10³UFC/ml 0,56.10³ UFC/ml 4.2.2. Différentes espèces de staphylocoques retrouvées dans les produits laitiers fermentés analysés

Un total de 77 souches de staphylocoques étaient isolées des 180 échantillons analysés d’où une prévalence de 42,77%. Les trois espèces les plus représentées étaient les souches de S.

aureus, S. capitis et de S. xylosus avec les taux respectifs de 36,3%, 19,5% et 19,5%. Alors que les souches de S. auricularis, S. cohnii spp cohnii, S. cohnii spp urealyticus et S.warneri étaient les moins isolées avec un taux respectif de 1,3% (Figure 11). S. aureus était la seule espèce à coagulase positive identifié dans nos échantillons.

28 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

Figure 11 : Taux des différentes espèces de staphylocoques retrouvées.

4.2.3. Répartition des souches de staphylocoques isolées en fonction des produits laitiers fermentés analysés

Tableau 4 : Répartition des souches de staphylocoques en fonction des produits laitiers fermentés.

Produits Espèces Laitiers Dèguè couscous Dèguè mil Yaourt

Staphylococcus xylosus 25% 14,3% 18,8%

Staphylococcus aureus 20,8% 47,6% 40,6%

Staphylococcus capitis 12,5% 19% 25%

Staphylococcus lentus 12,5% 0% 3,1%

Staphylococcus hemolyticus 8,3% 0% 0%

Staphylococcus auricularis 4,2% 0% 0%

Staphylococcus caprae 4,2% 0% 3,1%

Staphylococcus hominis 4,2% 0% 6,3%

Staphylococcus sciuri 4,2% 4,8% 0%

Staphylococcus warneri 4,1% 0% 0%

Staphylococcus cohnii spp cohnii 0% 0% 3,1%

Staphylococcus cohnii ssp urealyticus 0% 4,8% 0%

36,3%

29 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

Staphylococcus schleiferi 0% 9,5% 0%

Le tableau 4 présente les différentes souches de staphylocoques obtenues en fonction des produits laitiers fermentés analysés. Au total, 13 espèces de staphylocoques ont été identifiées dans nos échantillons. Il en ressort que les souches de S. aureus étaient la plus présente dans les échantillons de dèguè mil, de yaourt et de dèguè couscous avec les taux respectifs de 47,6%, 40,6% et 20,8%. Nous avions remarqué que la présence de 10 différentes espèces dans le dèguè couscous, 7 espèces dans le yaourt et 5 espèces dans le dèguè mil. Les souches de S.

xylosus, S. aureus et de S. capitis étaient à la fois présentes dans le dèguè couscous, le dèguè mil et le yaourt. La répartition des espèces en fonction des différents types d’échantillons n’est pas statistiquement significative (p>0,05).

4.2.3. Répartition des souches de staphylocoques isolées en fonction des villes

La figure 12 présente la répartition de staphylocoques isolées en fonction des villes. Les échantillons de yaourt collectés dans la ville d’Abomey-Calavi étaient les plus contaminés par les souches de staphylocoques. En ce qui concerne les échantillons de dèguè couscous et de dèguè mil, ceux collectés dans la ville de Cotonou sont plus contaminés que ceux collectés dans la ville d’Abomey-Calavi. La répartition des souches de staphylocoques en fonction des deux villes est statistiquement significative (p<0,0001).

11,8%

30 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

Figure 12 : Répartition des souches de staphylocoques en fonction des villes.

4.2.4. Répartition des souches de staphylocoques isolées en fonction du moment de prélèvement

La figure 13 montre que parmi les échantillons de dèguè-couscous étaient plus contaminés le matin que le soir avec des proportions respectives de 35,1% et de 27,5%. Les échantillons de yaourt étaient plus contaminés le soir (45%) que le matin (37,9%).

Figure 13 : Répartition des souches de staphylocoques en fonction du moment de prélèvement.

4.3. Répartition de la formation de biofilm en fonction des espèces de staphylocoques isolées

La figure 14 montre la capacité de production de biofilm par les souches de staphylocoques isolées. Les souches de S. aureus étaient les plus formatrices de biofilm avec une proportion de 27,6% suivies des souches S. capitis et S. xylosus avec les proportions respectives suivantes de 24,1% et de 20,7%. Aucune des souches de S. cohnii spp cohnii, S. cohnii ssp urealyticus et de S. schleiferi n’étaient productrices de biofilm. La production de biofilm par les différentes espèces isolées n’est pas statistiquement significative (p>0,05).

35,1%

31 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

Figure 14 : Taux de production de la biofilm en fonction des différentes espèces.

4.4. Répartition de la production de toxines par les souches de staphylocoques isolées Les souches de staphylocoques isolées étaient majoritairement productrices d’Epidermolysine B (ETB) à un taux de 32,14%. En ce qui concerne les leucotoxines, la leucotoxine de Panton et Valentine (LPV) ou Luk-S/F étaient produites par les souches de staphylocoques à un taux de 7,14%. Aucune des souches n’étaient productrices de Luk-E/D (Figure 15).

Figure 15 : Taux de production de toxines par les souches de staphylocoques.

27,6%

32 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

4.5. Susceptibilité aux antibiotiques des souches de staphylocoques isolées

Les souches de staphylocoques étaient résistantes à 100% à la Pénicilline suivies de 91% de résistance à la Lincomycine. La plus faible résistance était observée avec la Ciprofloxacine (24%). Des résistances supérieures à 50% étaient observées aux antibiotiques de la famille des β-lactamines testés. Une proportion de 69% des souches étaient résistantes à la Céfoxitine (Figure 16).

Légende : Pénicilline G (P 10μg), Amykacine (AK 30μg), Fosfomycine (FOS 50μg), Céfoxitine (FOX 30μg), Gentamycine (GEN 10μg), Erythromycine (E 15μg), Lincomycine (MY 15μg), Ciprofloxacine (CF 5μg), Ofloxacine (OFX), Amoxicilline (AMO), Cefotaxime (CTX 30μg), Tétracycline (TET 30μg), triméthoprimesulfaméthoxazole (Sxt 23,75μg), Amoxicilline-clavulamic acid (AMC 20/10μg) et Acide fucidique (FD 10 μg).

Figure 16 : Taux de résistance des souches staphylocoques isolées aux antibiotiques.

4.6. Susceptibilité aux antibiotiques des souches de staphylocoques à coagulase négative isolées

Figure 17 : Profil d’antibiorésistance des souches de staphylocoques à coagulase négative isolées des produits laitiers.

33 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

La figure 17 présente la susceptibilité aux antibiotiques des souches de staphylocoques à coagulase négative isolées. Il a été constaté que les plus grandes résistances ont été observées avec les antibiotiques suivants : Pénicilline, lincomycine et Céfotaxime. La plus petite résistance a été observée avec la Ciprofloxacine de la famille des fluoroquinolones.

4.7. Susceptibilité aux antibiotiques des souches de Staphylococcus aureus isolées

Les souches de S. aureus étaient résistantes à la Ciprofloxacine à un taux 25%. La résistance des S. aureus à la Céfoxitine était de 71,4% donc résistante à la méthicilline (SARM). Une résistance de 82,1% a été observée à l’Acide Fusidique (Figure 18).

Figure 18 : Taux de résistance aux antibiotiques des souches de S. aureus isolées.

71,40%

Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

DISCUSSION

34 Réalisé par Mme. AZA-GNANDJI Akoua Tania Laurelle

5. Discussion

L’environnement des sites de vente prospectés au cours de notre étude nous a permis d’observer la présence d’ordures et de caniveaux à ciel ouvert drainant les eaux usées sur

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