Chapitre 4: Etude experimentale
3. Résultats et discussion
3.2. Dosage des polyphénols totaux, flavonoïdes et tannins
Les polyphénols végétaux regroupent une grande variété de composés comprenant entre autres les flavonoïdes et les tannins. Ce sont des composés ubiquistes que l’on retrouve dans tous les parties des plantes (racine, tiges, feuilles, fleurs et fruits). Ils sont caractérisés par la présence d’au moins un noyau phénolique, auquel est directement lié au moins un groupe hydroxyle libre ou engagé dans une autre fonction éther, ester ou hétéroside (Khadiy et al., 2010; Achat, 2013).
Dans cette étude, le contenu phénolique total a été estimé en utilisant le réactif Folin- Ciocalteu et les résultats ont été résumés dans le tableau 23. Les composés phénoliques totaux varient considérablement dans les différents extraits aqueux. Les teneurs allant de 20,8 ± 0,22 jusqu’à 169,40 ± 0,33 mg EAG /g extrait. En outre, les extraits d’A. ferox présentent les plus hautes teneurs avec les valeurs de 169,40 ± 0,33 mg EAG /g extrait (Dc.) et 115,85 ± 0,25 mg
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EAG /g extrait (If.), suivies par les extraits de Z. vulgaris avec les valeurs de 119,11 ±0,22 mg EAG /g extrait (If.) et 96,96 ± 0,16 mg EAG /g extrait (Dc.).Les flavonoïdes sont des composés possédant un squelette de base à quinze atomes de carbone, constitués de deux noyaux aromatiques et d'un hétérocycle central de type pyrane, formant une structure C6-C3-C6 (Ghedira, 2005). Ce sont les composés les plus abondants parmi tous les composés phénoliques (Crozier, 2003). Ils sont considérés comme des pigments quasiment universels des végétaux, souvent responsables de la coloration des fleurs, des fruits et parfois des feuilles. Il existe plusieurs classes de flavonoïdes, dont les principales sont les flavones, les flavonols, les flavan-3-ols, les isoflavones, les flavanones et les anthocyanidines. La structure de base de ces différents flavonoïdes peut subir de nombreuses substitutions, les groupements hydroxyles étant généralement en positions 4, 5 et 7. Ces substances existent généralement sous forme de glycosides (Chira et al., 2008).
Le contenu de flavonoïdes a été quantifié en utilisant la méthode AlCl3. Les résultats montrent que les teneurs varient considérablement mais aussi la pauvreté de nos extrais aqueux en flavonoïdes totaux. La décoction de Z. vulgaris présente la plus forte quantité de flavonoïde trouvé par 0,4097 ± 0,0028 mg EQ /g extrait (tab. 23).
Les tannins hydrolysables sont des oligo ou des polyesters d’un sucre (ou d’un polyol apparenté) et d’un nombre variable d’acide phénolique. Le sucre est très généralement le glucose. L’acide phénolique est soit l’acide gallique dans le cas des tannins galliques, soit l’acide hexahydroxydiphénique (HHDP) et ses dérivés dans le cas des tannins éllagiques. Ce sont des esters du D-glucose et de l’acide gallique ou de ses dérivés, en particulier (Sereme et al., 2010).
Le test de précipitation de l’hémoglobine est effectué pour estimer la quantité des tannins dans les extraits et leur tannante. Les extraits L. inermis contiennentt la concentration la plus élevée en tannins avec les valeurs de 176,13 ± 0,46 mg EAT /g extrait (If.) et 168,4 ± 0,692 mg EAT /g extrait (Dc.). La plus faible teneur en tannins a été remarquée pour la décoction de M. vulgare d'une valeur de 40,8 ± 0,6 mg EAT /g extrait.
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Tableau 23. Les teneurs en polyphénols totaux, en flavonoïdes et la teneur en tannins respectivement.Plantes Extraits Polyphénols (a) Flavonoïdes (b) Tannins (c)
A. ferox If. 115,85 ±0,25 0,0494 ±0,0028 82,6 ±0,34 Dc. 169,40 ±0,33 0,0555 ±0,0007 98,9333 ±0,11 C. spinosa If. 26,13 ±0,39 0,0067 ±0,0063 59,6666 ±0,83 Dc. 37,89 ±0,62 0,0066 ±0,0027 42,53 ±0,80 L. sativum If. 83,81 ±0,27 0,1118 ±0,0027 64,06 ±0,80 Dc. 74,77 ±0,61 0,0590 ±0,0002 67,13 ±0,80 C. erythraea If. 60,04 ±0,26 0,2086 ±0,0025 82,73 ±0,83 Dc. 49,62 ±0,27 0,1599 ±0,0010 82,93 ±0,50 M. vulgare If. 72,66 ±0,50 / 93,33 ±1,00 Dc. 41,48 ±0,27 0,0278 ±0,0138 40,8 ±0,6 L. usitatissimum I 20,8 ±0,22 0,1022 ±0,0007 47,06 ±0,80 D 26,51 ±0,02 0,0346 ±0,0002 79,73 ±0,50 L. inermis I 46,96 ±0,19 0,0922 ±0,0021 176,13 ±0,46 D 79,22 ±0,33 0,0731 ±0,0020 168,4 ±0,69 Z. vulgaris I 119,11 ±0,22 0,2109 ±0,0006 44,73 ±0,23 D 96,96 ±0,16 0,4097 ±0,0028 71,93 ±0,80
(a) mg EAG/g d’extrait ; (b) mg EQ/ g d’extrait ; (c) mg EAT/g d’extrait ; les valeurs représentent la moyenne de 3 mesures ± SD.
Le dosage des polyphénols totaux est fait par la méthode de Folin-Ciocalteu. Cette méthode est considérée comme la meilleure méthode de détermination du taux des polyphénols totaux des extraits de plantes (Djeridane et al., 2006) car elle est standardisée, simple, reproductible et les interférences avec la matrice de l’échantillon qui est souvent coloré sont minimisés à la grande longueur d’onde d’absorption (765 nm) utilisée (Huang et al., 2005). Si ce type de dosage est simple à mettre en œuvre et très sensible, il n’est cependant pas spécifique des polyphénols car il réagit avec les sucres, colorants, les acides aminées tyrosines et tryptophane des protéines. De telles interférences peuvent être négligés car ces acides aminés aromatiques sont en proportions trop faibles par rapport aux composés phénoliques non protéiques dans les extraits
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(Boizot et Charpentier, 2006; Djeridane et al., 2006). Ce test, basé sur une réaction-réduction, peut être également considéré comme une méthode permettant d’évaluer l’activité antioxydante (Prior et al., 2005). De ce fait, les extraits les plus riches en composés phénoliques peuvent être également considérés comme les plus antioxydants (Beddou, 2015).De même, le contenu phénolique d’une plante dépend d’un certain nombre de facteur intrinsèque et extrinsèque tels que les facteurs climatique, la maturité, les pratiques culturales et les conditions de stockage après la récolte (Bourgou et al., 2008).
La répartition inégale des polyphénols dans les différents organes d’une même plante a été rapportée par plusieurs auteurs (N’Guessan et al., 2011; El-Haci et al., 2012)
En définitif, il est difficile de comparer nos résultats avec ceux de la bibliographie, a cause de plusieurs facteurs qui peuvent influencer sur la répartition qualitative et quantitative des composées phénoliques dans nos extraits, parmi ces facteurs : Les facteurs climatique et envirommentaux (Ebrahimi et al., 2008) et la période de récolte et conservation (Miliauskas et al., 2004). Ainsi, la méthode d’extraction et de quantification, et aussi la sélectivité du solvant utilisée peuvent également influencer sur la teneur en polyphénols et en flavonoïdes totaux (Lee et al., 2003).
Au vu des résultats présentés ci –dessus, il ressort que l’extraction des composés phénoliques est une étape cruciale pour la valorisation des principes actifs. Elle dépond à la fois des solvants d’extraction et de la nature de l’organe étudié. Pour cela, la sélection d’un système de solvant approprié reste d’une des étapes les plus importantes dans l’optimisation d’extraction des polyphénols; des flavonoïdes et autres composés antioxydants (Bebdou, 2015).