Le domaine apical des cellules épithéliales est composé des modules Crumbs et Par (Figure
16). Ces modules établissent et maintiennent l’axe apico-basal notamment grâce à la mise
en place de la ZA. La membrane apicale des cellules folliculaires de la chambre ovarienne est en contact avec la membrane plasmique des cellules nourricières et de l’ovocyte.
Le module Crumbs est composé de la protéine Crumbs (CRB) et de ses partenaires Stardust (SDT), ou PALS1 chez les Mammifères, et Pals1-Associated Tight Jonction (PATJ). CRB contrôle l’extension de la surface apicale et/ou, selon l’organisme, la formation des jonctions les plus apicales (Tepass et al., 1990). Un mutant crb entraine donc des défauts de la polarité apico-basale. Cependant, dans les cellules folliculaires de la chambre ovarienne de
Drosophile, le mutant crb induit des défauts seulement lorsque la mutation est induite
précocement (épithélium stratifié et/ou discontinu) (Tanentzapf et al., 2000). Dans les cellules folliculaires, la localisation de CRB est dépendante d’Armadillo (ARM, homologue
18 chez la Drosophile de la β-Caténine), protéine de AJs (Tanentzapf et al., 2000). La fonction de Crumbs repose sur ses interactions avec de nombreuses protéines telles que la βH -spectrin ou la Moésine grâce à son domaine FERM et avec SDT et PATJ grâce à son domaine ERLI (Assémat et al., 2008) (Figure 17). Ainsi le mutant sdt, comme le mutant
crmb, affecte la polarité apico-basale des cellules induisant la présence d’épithéliums
stratifiés et la désintégration des tissus (Hong et al., 2001; Tepass and Knust, 1993). SDT est important pour la stabilité de CRB car dans un mutant sdt, CRB est localisé en apical mais est rapidement endocyté (Tepass and Knust, 1993). Inversement, CRB stabilise SDT à la membrane apicale (Hong et al., 2001). PATJ est quant à lui requis pour le maintien du module Crumbs dans certains épithéliums, dont celui que forme les cellules folliculaires (Pénalva and Mirouse, 2012).
Le module PAR est composé des protéines PAR3, PAR6, aPKC et CDC42. La mutation de chacune de ces protéines induit une perte de la polarité apicale et une localisation non polarisée du module baso-latéral (Harris and Peifer, 2005; Hutterer et al., 2004; Petronczki and Knoblich, 2001; Wodarz et al., 2000). La Rho GTPase CDC42 est localisée au niveau du domaine apical. Chez les Mammifères, l’Annexine2 permet à CDC42 de se localiser dans le domaine apical, elle même localisée grâce au phosphoinositide PI(4,5)P2 (Martin-Belmonte et al., 2007). Ce processus n’a cependant pas été décrit chez la Drosophile. CDC42, interagit ensuite physiquement avec PAR6 et le recrute dans le domaine apical (Garrard et al., 2003; Hutterer et al., 2004). De même, PAR6 en interagissant avec aPKC permet de le localiser dans le domaine apical (Atwood et al., 2007; Hutterer et al., 2004). L’interaction avec PAR6 permet à aPKC d’interagir et de phosphoryler ses substrats. Les phosphorylations par aPKC sont fondamentales pour établir l’identité apicale des cellules. Ainsi, la phosphorylation de CRB semble être requise pour la polarité apico-basale dans les cellules de Drosophile (Sotillos et al., 2004). La phosphorylation de LGL et PAR1 entraine leur exclusion de la membrane apicale et leur relocalisation au niveau du domaine baso-latéral (Nance and Zallen, 2011). Enfin, la phosphorylation de la Ser980 de PAR3 permet de le restreindre au niveau de la ZA (Harris and Peifer, 2005; Morais-de-Sá et al., 2010; Walther and Pichaud, 2010). PAR3, quant à lui, interagit avec PAR6 et aPKC (Assémat et al., 2008; Suzuki, 2006) permettant ainsi leur localisation apicale lors de la formation de l’épithélium de l’embryon et des cellules folliculaires de Drosophile (Franz and Riechmann, 2010; Harris and Peifer, 2005; Horikoshi et al., 2009). Enfin, d’autres protéines sont également impliquées dans la localisation de ces protéines. En effet, dans les cellules folliculaires de Drosophile, la E3 Ubiquitine Ligase Slimb (SLMB), régule la quantité de PAR6 et aPKC au niveau de la membrane apicale des cellules, participant ainsi à leur organisation épithéliale (Morais-de-Sa et al., 2014). La kinase LKB1 (Liver kinase B1), homologue de PAR4, contrôle également la
19 polarité des cellules folliculaires en régulant notamment la localisation de aPKC et des AJs (Haack et al., 2013; Martin and St Johnston, 2003). LKB1 est de plus impliqué dans la polarité des cellules folliculaires en activant la voie AMPK (AMP-activated protein kinase) qui permet ainsi de réguler la polarité de leurs cellules souches dans le germarium après activation par EGFR (Castanieto et al., 2014). LKB1 semble également impliqué dans la même voie que PAR1 dans l’ovocyte de Drosophile (Martin and St Johnston, 2003) et ce dernier peut être phosphorylé par PAR1 in vitro (Martin and St Johnston, 2003) et régule, à la fois chez les Mammifères et chez la Drosophile, l’activité de PAR1 par phosphorylation (Mohseni et al., 2013; Wang et al., 2007).
Les modules Crumbs et PAR ont tous deux une action redondante. En effet, il a été montré dans l’embryon de Drosophile, que seule l’association de la mutation sdt avec la mutation
par3 permettait d’induire une perte totale du domaine apical (Tanentzapf and Tepass, 2002).
A cette interaction génétique, s’ajoutent de multiples interactions physiques. Ainsi, lors de la mise en place de la polarité épithéliale de l’embryon et des cellule folliculaires de Drosophile, PAR3 est requis en amont de CRB pour sa localisation apicale (Bilder et al., 2002; Franz and Riechmann, 2010). De plus, PAR6 et aPKC interagissent avec le module Crumbs. En effet, SDT et CRB se lient au domaine PDZ de PAR6 et tous deux co-immunoprécipitent avec PAR6 et aPKC à la fois chez les Mammifères et chez la Drosophile (Hurd et al., 2003; Kempkens et al., 2006; Lemmers, 2003; Nam and Choi, 2006; Wang et al., 2004). Les interactions entre CRB et aPKC, PAR6 et CDC42 maintiennent la polarité apicale (Fletcher et al., 2012). Ils assurent notamment la maturation de la ZA. Enfin, chez la Drosophile, et notamment dans les cellules folliculaires, la séparation de PAR3 du complexe aPKC/PAR6 nécessite à la fois la phosphorylation d’aPKC mais également CRB. CRB empêche alors PAR3 de se lier avec PAR6 tandis que la phosphorylation de PAR3 par aPKC empêche son interaction avec PAR6 (Franz and Riechmann, 2010; Morais-de-Sá et al., 2010). Cette séparation est alors essentielle pour l’établissement de la ZA par PAR3 qui se relocalise au niveau de la région sub-apicale.
c. Le domaine sub-apical : la Zonula Adherens
Les ZA sont un type de jonctions entre cellules dites d’ancrage car elles assurent le maintien entre les cellules du tissu grâce à une structure sous forme de ceinture. Dans les tissus épithéliaux, cette ceinture est composée d’actine et de jonctions adhérentes (AJs). Les AJs sont des complexes protéiques permettant la jonction entre deux cellules. Elles sont principalement composées de la protéine E-Cadhérine. Les Cadhérines sont des protéines transmembranaires contenant un domaine extracellulaire composé de répétitions de
20 domaines appelés EC. Ces domaines permettent l’interaction avec d’autres molécules de Cadhérine : avec une Cadhérine provenant soit d’une cellule voisine soit de la même cellule. Les Cadhérines contiennent également un domaine cytoplasmique contenant entre autres, un site de fixation à la β-Caténine. Lorsque la E-Cadhérine et la β-Caténine se retrouvent au niveau de la membrane plasmique, la Caténine recrute l’α-Caténine. α-Caténine et β-Caténine permettent alors de relier les MFs d’actine avec la E-Cadhérine. Un autre type de protéines transmembranaires peut également être présent au niveau des AJs. Ces protéines, appelées Nectine (Echinoide chez la Drosophile), établissent également des liaisons entre cellules via leur domaine extracellulaire. Leur domaine intracellulaire est quant à lui, reconnu par des protéines appelées Afadine (Canoe chez la Drosophile) qui sont également capable de lier l’actine (Harris and Tepass, 2010).
Chez la Drosophile, la ZA des cellules épithéliales est située au niveau du domaine sub-apical et contient la protéine PAR3 (Figure 15). Comme nous l’avons vu, PAR3 est tout d’abord exclu du domaine baso-latéral par la kinase PAR1, puis est ensuite exclu du domaine apical par CRB et par la phosphorylation d’aPKC après plusieurs phosphorylations. Cette exclusion est primordiale pour définir les AJs. Il est intéressant de noter que dans les MDCK, il a été montré que la phosphatase, PP1α déphosphorylait les sites de PAR3 phosphorylés par aPKC et PAR1, au niveau des jonctions pour permettre leur formation (Traweger et al., 2008). PAR3 est une protéine de « scafold », qui interagit avec de nombreuses protéines et composants cellulaires. Ainsi, PAR3 interagit avec la β-Caténine et Echinoide, (Wei et al., 2005), des protéines majeures des AJs. Lors de la cellularisation de l’embryon de Drosophile, PAR3 est nécessaire à la formation des AJs alors que l’accumulation de PAR3 aux AJs n’est pas dépendante des AJs (Harris and Peifer, 2004; McGill et al., 2009) mais de l’actine et de la Dynéine (Harris and Peifer, 2005). Lors de la formation de l’épithélium folliculaire de la chambre ovarienne de Drosophile, les AJs se forment via l’association de E-Cadhérine et β-Caténine indépendamment de PAR3 mais leur localisation sub-apicale nécessite cependant PAR3. PAR3 nécessite également la présence des AJs pour s’accumuler dans la région sub-apicale (Franz and Riechmann, 2010).
Chez les Mammifères, PAR3 se localise également au niveau de la zone sub-apicale mais qui contient cette fois-ci une TJ. Il y recrute de nombreuses protéines, notamment les JAM (junctional adhesion molécules) nécessaires à la formation de ces jonctions (Johnston and Ahringer, 2010).
La localisation sub-apicale de PAR3 dépend donc de nombreux facteurs, qui peuvent être différents selon le type de cellules. Ainsi, il est intéressant de noter que les
Figure 18 : Modèle de l’organisation du cytosquelette et du rôle de Shot et de Patronine dans les cellules folliculaires de Drosophile
Adaptée de Khanal et al., Journal of cell Science, 2016
Dans les cellules folliculaires de Drosophile, la protéine Patronine (Camsap3/Nezha chez les
Mammifères), qui lie et stabilise les extrémités (-) des MTs et la Spectraplakin (SHOT chez la Drosophile) sont requis pour l’organisation des MTs et la formation des microvillis. Ces protéines
pourraient alors y jouer le rôle ncMTOC et permette ainsi l’adressage des endosomes de recyclage en apical via la Dynéine. Les endosomes contiennent notamment la protéine Cad99C nécessaire à la formation des microvillis.
21 phosphoinositides qui composent la membrane plasmique semblent également requis pour sa localisation membranaire (Voir chapitre II.3. ).