EZH2 associée aux autres composants du PRC2 triméthyle H3K27 (Kirmizis et al. 2004), à partir du substrat S-adenosylméthionine (SAM) (Joshi et al. 2008). Cette marque épigénétique permet de recruter le complexe PRC1, empêche l’accès à des facteurs comme SWI/SNF et conduit à la formation d’hétérochromatine (Cao et al. 2002). La présence de la marque H3K27me3 bloque l’initiation de la transcription par l’ARN polymérase II (Dellino et al. 2004). L’ensemble de ces événements contrôle ainsi l’expression génique (Papp et al. 2006).
Ajout/suppression de la marque H3K27me3. La présence des marques H3K4me3 et H3K26me2/3 sur la même histone inhibe l’activité du complexe PRC2 (Schmitges et al. 2011). Ainsi H3K4me3 et H3K36me2/3 fonctionnent comme barrière pour l’ajout de H3K27me3. Cependant, dans les cellules souches embryonnaires, des do- maines bivalents H3K27me3/H3K4me3 sont trouvés. Deux hypothèses peuvent ex- pliquer la formation de ces domaines. Premièrement, l’inhibition du complexe PRC2 dans les cellules embryonnaires est différente, et deuxièmement, H3K27me3 peut être
Figure 3: Organisation des domaines protéiques d’EZH2, EED et SUZ12 composant le complexe PRC2 chez le champignon filamenteux Chaetomium thermophilium. EZH2 est composée de différents domaines. Le domaine SBD pour SANT1L
Binding Domain est un élement en hélice qui se lie au domaine SANT1L au
niveau de la partie N-terminal. Le domaine suivant, EBD est le domaine de liaison à la protéine EED. Il est composé de petites hélices suivies d’une région fléxible en boucle. Ce domaine intéragit à la surface d’EED au niveau du domaine
β-propeller. Le domaine BAM est composé de 3 feuillets β. Le domaine SAL
pour SET Activation Loop, ce domaine permet de connecter le domaine SET, MCSS et SUZ12vefs. Le domaine SRM est une hélice mobile fonctionnelle en pré-
sence de H3K27me3. SANT1L intéragit avec le domaine SBD pour former une boucle autour de EED. MCSS est un domaine contenant des motifs de liaison au zinc. Le domaine SANT2L contient également des motifs de liaison au zinc et participe à la liaison avec SUZ12vefs. Le domaine CXC, permet le contact direct
avec SUZ12vefs, MCSS, SANT2L et le domaine SET. Le domaine SET possède
l’activité méthyltransférase. La protéine EED est composée de 7 β-propeller. Ces structures composent les domaines WD40. Les β-propeller sont des structures ter- tiaires. Ils sont organisés en 7 feuillets β en forme de lame autour d’un axe central. SUZ12vefs est composée d’un domaine de 160 acides aminés proches du domaine
C-terminal de la protéine totale. Ce domaine est formé de 5 hélices. SUZ12vefsest
indispensable à la conformation correcte d’EZH2. Adapté de Jiao et al. 2015 et Ciferri et al. 2012.
déposée avant H3K4me3 ou H3K36me2/3. L’histone méthyltransférase NSD2 cata- lyse la méthylation au niveau de H3K36, elle n’est pas inhibée par la présence de H3K27me3 (Schmitges et al. 2011). Ainsi l’activité du complexe PRC2 est favori- sée par la présence de H3K27me3 et est inhibée par la présence de H3K4me3 et H3K36me2/3.
téines du complexe PRC2 de drosophile sont liées à la protéine polycomblike (Pcl), l’activité histone méthyltransférase est améliorée (Nekrasov et al. 2007).
La protéine polycomblike (PHF1) chez les mammifères est l’orthologue de Pcl, elle intéragit avec EZH2 et favorise l’ajout de la marque H3K27me3 (figure 4) (Sarma et al. 2008).
La marque H3K27me3 peut également être régulée par les déméthylases. La démé- thylase UTX de la famille JumonjiC, se trouve au niveau des promoteurs des gènes du locus HOX et régule leur expression en modulant le recrutement du complexe PRC1 par la marque H3K27me3 (Lee et al. 2007).
Figure 4: Modulation de l’activité du complexe PRC2 en fonction de la présence de PHF1. En haut de la figure, si PHF1 est absente, le complexe PRC2 ne se fixe pas stablement au niveau des promoteurs. Cet état peut permettre la catalyse de H3K27me2 mais pas de H3K27me3. H3K27me2 peut être une marque inter- médiaire à la répression. En bas de la figure, PHF1 est exprimée et permet de stabiliser la liaison du complexe PRC2 à la chromatine. Lorsque le complexe est lié, la triméthylation est catalyée et permet la répression génique. Figure de Sarma et al. 2008.
EZH2, rôle dans les cellules souches et le développement. Par son activité histone méthyltransférase ciblée, EZH2 contrôle le devenir cellulaire. Ezh2 régule le développement des cellules B (Su et al. 2003), réprime l’expression de Wnt durant l’adipogénèse (Wang et al. 2010a) et régule la différenciation des cellules musculaires squelettiques. Le déclin d’expression d’EZH2 permet l’expression des gènes impli- qués dans la différenciation cellulaire.
EZH1 et EZH2 sont indispensables à la différenciation des cellules de muscle sque- lettique. Le complexe PRC2 contenant EZH2 (PRC2-EZH2) lie le promoteur de la myogénine et celui de la créatine kinase dans les myoblastes en prolifération. Après mitose, le complexe PRC2 contenant EZH1 (PRC2-EZH1) remplace le PRC2-EZH2 au niveau des ces promoteurs. La phosphorylation de la sérine 28 de l’histone H3 (H3S28) régulée par Msk1 contrôle ce changement PRC2-Ezh2/PRC2-Ezh1 (Stojic et al. 2011). Son et al. 2013, montrent que dans les myoblastes, EZH2 est important pour l’établissement de la marque H3K27me3 dans les cellules prolifératives alors que EZH1 permet la maintenance dans des cellules non prolifératives.
L’existence de domaines bivalents (contenant H3K27me3 et H3K4me3) dans les cel- lules pluripotentes permet de tenir l’expression génique prête à la différenciation (Bernstein et al. 2006a). En effet, le complexe PRC2 joue un rôle dans le main- tien de la pluripotence et la plasticité des cellules souches embryonnaires lors du développement (Boyer et al. 2006 Ezhkova et al. 2009 Leeb et al. 2010), SUZ12 est associée à plus de 200 gènes impliqués dans la régulation du développement (Lee et al. 2006, Mohn et al. 2008). Ezh2 est indispensable au développement précoce de la souris (O’Carroll et al. 2001) ; elle est essentielle à la différentiation des cellules du trophectoderme (couche externe de la morula) et au maintien de la pluripotence des cellules de l’épiblaste (Erhardt et al. 2003).
Ainsi, dans les cellules souches le PRC2 réprime l’expression des gènes impliqués dans la différencation. Puis, lors de la différenciation, le complexe PRC2 est relo- calisé afin de réprimer les gènes associés à la pluripotence. Le complexe PRC2 est indispensable au développement.
Régulation de l’expression d’EZH2. EZH2 régule l’expression génique, son ex- pression est également régulée, notamment par les microARN (miR). Le miR let-7 régule l’expression d’EZH2 en se liant directement à son UTR3’. L’inhibition de let-7 cause une surexpression d’EZH2 (Kong et al. 2012).
EZH2 est aussi régulée négativement par d’autres miR comme le miR-141 dans le cancer de la prostate (Liu et al. 2017a), le miR-138 dans les cellules d’ostéosarcome
(Zhu et al. 2016b).
Dans les astrocytes le transcrit EZH2 est régulé négativement par les miR26a, miR26b, miR27a et miR498.
La régulation d’EZH2 par les miR est complexe, c’est le cas notamment avec le miR26a. EZH2 régule négativement l’expression du miR26a en ajoutant la marque H3K27me3 au niveau de son promoteur, ceci crée une boucle de rétro-contrôle entre EZH2 et le miR26a (figure 5)(Sharma et al. 2016). Le miR26a permet de contrôler la progression du cycle cellulaire via Myc dont l’expression est régulée positivement par EZH2 ; Myc réprime le miR26a. Ce mécanisme permet une boucle de rétro-contrôle positif de l’expression d’EZH2 (Sander et al. 2008).
Figure 5: Boucle de rétro-contrôle positif d’Ezh2. Ezh2 est régulée négativement le miR26a. Le miR26a est régulé négativement par Ezh2 via deux mécanismes, la triméthylation de H3K27 au niveau du promoteur ou la répression par Myc.