Ce sujet a fait l’objet d’une revue par le laboratoire (annexe).
1.4.1
EZH2 dans les cancers hématologiques
L’expression d’EZH2 est altérée dans les cancers hématologiques (perte de fonc- tion). La perte d’expression d’Ezh2 dans les cellules souches hématopoïétiques de souris est suffisante pour causer une leucémie lymphoblastique aigüe T aggressive (Simon et al. 2012).
La capacité d’EZH2 à triméthyler H3K27 est augmentée dans les lymphomes (gain de fonction). EZH2 est retrouvée mutée à l’état hétérozygote au niveau de la tyrosine 641 (Y641) présente dans le domaine SET (Morin et al. 2010).
1.4.2
EZH2 dans les tumeurs solides
EZH2 est sur-exprimée dans les cancers de la prostate métastatique (Varambally et al. 2002). Elle est facteur de mauvais pronostic dans les cancers gastriques et est
associée à l’augmentation de la taille de la tumeur, l’invasion, l’angiogénèse et les métastases (Matsukawa et al. 2006). EZH2 est retrouvée sur-exprimée dans les tissus de cancer de sein invasif et est un marqueur d’aggressivité de ces cellules cancéreuses (Kleer et al. 2003). Cependant Wassef et al. 2015, montrent que la dérégulation de l’expression d’EZH2 dans le cancer du sein est une conséquence et non pas une cause du développement cancéreux.
Le séquençage de 48 échantillons de tumeurs de glioblastome multiforme pédiatrique (GBM) met en évidence des mutations dans le gène H3F3A codant pour un variant de l’histone H3, l’histone H3.3. Cette mutation est retrouvée dans 31% des tumeurs. La lysine 27 est remplacée par une méthionine (K27M). La mutation H3.3K27M est retrouvée dans les tissus avant tout traitement. Cette mutation empêche l’ajout de la méthylation et de l’acétylation (Wu et al. 2012). La mutation H3.3K27M induit une réduction drastique des marques H3K27me2 et H3K27me3 (Justin et al. 2016).
1.4.3
Cibler EZH2 dans les cancers
EZH2 joue un rôle important lors de la tumorigénèse et est retrouvée dérégulée dans de nombreux cancers. La recherche d’inhibiteurs spécifiques d’EZH2 est donc un enjeu important dans la découverte de nouveaux anti-cancéreux.
Suite à ces résultats, de nombreuses études cherchent à mettre en place des inhibi- teurs d’EZH2 spécifiques et de faible toxicité, figure 7.
DZNep. Historiquement Glazer et al. 1986, montrent le rôle du DZNep, un in- hibiteur de l’hydrolase S-adénosylhomocystéine comme anti-cancéreux. Depuis, le DZNep est largement étudié afin d’inhiber EZH2 dans les cancers. Cependant le DZNep n’est pas spécifique d’EZH2 (Richon et al. 2011). Le DZNep inhibe la cata- lyse de H3K27me3 et H4K20me3, il permet la ré-expression de gènes réprimés dans le cancer (Miranda et al. 2009). Dans les tissus de tumeurs mammaires de souris déficientes en BRCA1, EZH2 est sur-exprimée. Le DZNep est 20 fois plus efficace pour tuer les cellules déficientes en BRCA1 en comparaison aux cellules exprimant BRCA1. Malheureusement, cette étude met également en évidence la toxicité du
DZNep dans le traitement des souris (Puppe et al. 2009).
La famille des GSK (GlaxoSmithKline). Diaz et al. 2012, identifient un com- posé dans la collection GlaxoSmithKline, le GSK-A qui est un inhibiteur compé- titif du S-adenosyl-L-methionine (SAM). Cet inhibiteur diminue l’abondance de la marque H3K27me3 dans des cellules cancéreuses de sein. Cette molécule peut servir de base afin de développer d’autres composés compétiteurs du SAM dans le cadre de chimiothérapie.
Le GSK126 inhibe la prolifération des cellules de lymphome à larges cellules B portant la mutation Y641. Le GSK126 est 1000 fois plus spécifique d’EZH2 que d’autres histones méthyltransférases et 150 fois plus spécifique d’EZH2 que d’EZH1 qui possède un domaine SET identique à 96%. Le GSK126 diminue les marques H3K27me3 et H3K27me2 mais n’affecte pas fortement la marque H3K27me1. Cette molécule, contrairement au DZNep, n’entraîne pas la dégradation d’EZH2. Elle peut être utilisée pour comprendre le rôle d’EZH2 dans la progression tumorale et le dé- veloppement (McCabe et al. 2012).
La famille des EPZ (Epizyme). La protéine EZH2 mutée aux acides aminés tyrosine 641 (Y641) et Alanine 677 (A677) est hyperactive (hypertriméthylation de H3K27) et est retrouvée dans les lymphomes. L’utilisation de l’inhibiteur EPZ005687 réduit la marque H3K27me3, entraîne l’apoptose cellulaire des cellules mutantes et a peu d’action sur les cellules non mutées. EPZ005687 est 500 fois plus spécifique pour EZH2 que pour d’autres histones méthyltransférases et est 50 fois plus spéci- fique d’EZH2 que d’EZH1. Ce composé pourrait être utilisé pour traiter les patients portant les mutations activatrices d’EZH2 (Knutson et al. 2012).
EI1. L’EI1 est un inhibiteur compétitif d’EZH2. Cet inhibiteur diminue l’abon- dance de marque H3K27me3, ralentit la prolifération cellulaire et induit l’apoptose des cellules de lymphomes diffus à grandes cellules B, mutées pour EZH2 (Y641) (Qi et al. 2012).
UNC1999. Konze et al. 2013, ont développé un composé ciblant EZH2 et EZH1, l’UNC1999. Ce composé peut être ingéré, il est un compétiteur de SAM et permet la diminution de la marque H3K27me3 dans des cellules de lymphomes mutées EZH2- Y641.
Composés naturels. Certains composés trouvés dans notre alimentation pré- sentent également un pouvoir d’inhibition d’EZH2. C’est le cas des acides gras po- lyinsaturés riches en omega 3. Ce composé cause la dégradation d’EZH2 par le pro- téasome, il réduit l’abondance de la marque H3K27me3 et permet la ré-expressoin de la E-cadhérine et de IGFBP3 dans des cellules cancéreuses de sein (Dimri et al. 2010).
La curcumine contenu dans le curcuma réduit la prolifération cellulaire par une ac- cumulation des cellules en phase G1. La curcumine ne réduit pas l’expression de l’ARNm d’EZH2 mais diminue son abondance protéique ainsi que son activité (Hua et al. 2010). Un analogue synthétique permet également de diminuer la survie des cellules cancéreuses pancréatiques, de réduire l’invasion, la migration et réduit la population de cellules souches cancéreuses (moins de formation de sphères). Le trai- tement des cellules permet de retrouver l’expression de microARN suppresseurs de tumeurs (let7a, b, c ; miR26a, miR101, miR146a, miR200b, c) (Bao et al. 2012). Les isothiocyanates contenus dans les légumes crucifères causent une réduction de l’expression d’EZH2 en conduisant à sa dégradation par le protéasome, diminuent l’abondance de la marque H3K27me3 et arrêtent le cycle cellulaire en G2/M (Bala- subramanian et al. 2011).
Inhibition du complexe PRC2. La synthèse d’une hélice α qui mime le do- maine de liaison d’EED à EZH2 permet la dissociation d’EZH2 et EED, diminue l’abondance de H3K27me3 et diminue la présence de la protéine EZH2. L’utilisation de cette hélice α dans des cellules de leucémie entraîne un arrêt de la croissance cellulaire, la différenciation des macrophages et la ré-expression des gènes lignée- spécifiques (Kim et al. 2013).
de la marque H3K27me3 par EED, l’EED226. Cette molécule induit un changement de conformation d’EED et diminue l’activité du complexe PRC2. EED est 500 fois plus affin pour EED226 que H3K27me3. L’abondance de la marque H3K27me3 est réduite et permet la régression de tumeurs xénogreffées.
L’A-395 inhibe également la liaison de EED à H3K27me3. Ce composé réduit l’abon- dance de la marque H3K27me3, inhibe la prolifération cellulaire et possède une activité anti-tumorale (He et al. 2017).
Figure 7: L’inihibition d’EZH2. EZH2 peut être inhibée de différentes façons A. Uti- lisation de molécules compétitrices du SAM. Le DZNep est un inhibiteur de SAM pour toutes les histones méthyltransférases tandis que les molécules de la famille GSK et EPZ sont plus spécifiques de la protéine EZH2. B. Le complexe PRC2 peut être dissocié par un peptide en hélice α qui inhibe la liaison d’EZH2 avec EED. C. L’inhibition de la reconnaissance de H3K27me3 par EED permet de diminuer l’abondance de la marque épigénétique.