Les diverses expériences, tant en situation de terrain qu’en laboratoire, qui ont été exécutées lors de ces projets de recherche ont permis de comprendre un peu mieux les patrons de dispersion des aérosols et plus spécifiquement des aérosols viraux. Toutefois, c’est par les mises au point d’instruments, les optimisations de protocole et les adaptations de concepts que les informations divulguées dans le présent document pourront permettre à d’autres scientifiques intéressés par l’aérovirologie de mieux comprendre les aérosols viraux et de développer des outils appliqués de détection rapide.
Des méthodes sophistiquées, telle que celle du «DNATrax» développée au Lawrence Livermore National
Laboratory en Californie qui permet l’étude des aérosols à l’aide de particules de sucre marquées d’ADN
spécifique selon les tailles, seront utilisées en recherche sur les bioaérosols sous peu (https://str.llnl.gov/october-2013/farquar). Toutefois, ces outils demeurent exclusivement à l’usage des scientifiques et ne peuvent pas, du moins dans un avenir rapproché, aider directement les producteurs agricoles. Les aérovirologistes néanmoins utiliser ces outils moléculaires pour l’étude des comportements des virus en substituant, par exemple, ces particules marquées aux des poussières. Ces particules marquées pourraient, en plus de cibler la localisation des virus dans l’espace, permettre d’étudier plus précisément les tailles préférentielles de ces derniers selon leurs propriétés structurales.
Dans le but de déterminer l’endroit le plus stratégique pour la détection des particules virales dans l’air d’un bâtiment agricole mécaniquement ventilé, et en connaissance des résultats des expériences de la saison d’été du chapitre I, une méthode simplifiée pourrait être envisagée. Si un technicien plaçait à tous les mètres, 3 mètres ou 10 mètres carrés dans un bâtiment des feuillets de papier numérotés du genre «Post-It» sur les surfaces (au sol, sur les piliers des parcs, sur les mangeoires, etc.), et nébulisait directement dans le système de ventilation une solution de concentration élevée de colorant fluorescent, il pourrait quelques heures plus tard observer les feuillets avec une lampe de poche UV (ou d’une longueur d’onde compatible) et déterminer l’endroit où les aérosols provenant du système sont le plus susceptibles de se retrouver. D’autres avenues sont aussi possibles mais quoi qu’il en soit, il faudra déterminer l’endroit le plus stratégique pour placer les dispositifs de détection commerciaux lorsqu’ils seront disponibles et cet endroit sera différent selon la configuration du bâtiment. Cette méthode simple et à faible coût pourrait répondre à cette question cruciale afin d’éviter des pertes de temps, d’énergie et d’investissements.
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Annexes
Annexe A : Protocole d’amplification du bactériophage phi6
Matériel :TSB broth
TSB 0,75% agar (gélose molle) TSB 1,5% agar (TSA, gélose) JOUR 1 :
Ensemencer 3 ml de TSB à partir d’une colonie de Pseudomonas syringae ou d’une anse de fil à boucle d’une culture liquide.
JOUR 2 :
Diluer les phages jusqu’à 10-8 dans du tampon de phage 1X (50 µl dans 450 µl de tampon de phage 1X, la dilution n’est pas en triplicata).
Ajouter 100 µl des phages dilués à 3 ml de milieu de gélose molle (TSB 0,75% agar) conservée à 50oC et y ajouter 100 µl de la souche hôte Pseudomonas syringae.
Suite à l’ajout des phages et de la souche hôte, verser immédiatement la gélose molle sur une gélose TSA.
Une fois solidifiée, la gélose est incubée toute la nuit à 25oC. Faire en triplicata.
JOUR 3 :
À partir des boites de Pétri présentant une bonne croissance de phages Phi6 (plages de lyse sont distinctes + tapis bactérien présent), racler la gélose molle (top agar) à l’aide d’un râteau stérile et mettre dans un tube stérile de 50 ml.
Ajouter 30 ml de TSB pour 6 boites de Pétri. Agiter pendant 6 heures sur une plaque agitatrice. Centrifuger 3,500 rpm pendant 10-15 minutes. Filtrer le surnageant sur une membrane 0,45 µm. Conserver la suspension de phages à 4oC.
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Annexe B : Protocole de purification du bactériophage phi6
1. Préparer un gradient linéaire de sucrose de 10% à 35% et laisser diffuser toute la nuit à 4°C. 2. Ajouter 100 g de PEG 8000 (concentration totale de 10%) et 29,22 g de NaCl (concentration finale
de 0,5 M). Dissoudre complètement à température pièce et garder à 4°C avec agitation pendant un maximum de 3 heures.
3. Centrifuger à 8000 rpm (GSA) à 4°C pour 15 minutes.
4. Resuspendre le culot de phages dans 10 ml de «tampon A» (10 mM KH2PO4, 10 mM MgSO4∙7 H2O, pH 7,1) à l’aide d’une pipette de 10 ml stérile et d’un mouvement de va-et-vient. Il est possible que le culot soit trop gros et important et qu’il faille le resuspendre dans un volume plus grand. Vous pouvez aussi choisir de centrifuger dans plusieurs flacons GSA et resuspendre dans 5 ou 3 ml selon la concentration de votre amplification.
5. Déposer la solution sur un gradient linéaire de sucrose de 10% à 35% (préalablement fait la veille, par tranche de 5%) dans un tube pour le rotor SW 41ti.
6. Équilibrer les tubes avec leur godet à l’aide du «tampon A».
7. Centrifuger le tout à 20 300 rpm (rotor SW 41ti) à 15°C pendant 1 heure et 15 minutes.
8. Prélever la bande de phages avec une seringue stérile de 5 ml et une aiguille de 18 gauge par 1 pouce en perçant le tube sous la bande.
9. Placer la bande sur gradient linéaire de sucrose de 30% à 65% (préalablement fait la veille) dans un tube pour le rotor SW 41ti et équilibrer de la même façon que l’étape 6.
10. Centrifuger à 15 300 rpm.
11. Prélever la bande de la même façon qu’à l’étape 8.
12. Dialyser la bande (Spectra/Por® Membrane, MWCO = 6-8000 Da) contre le «buffer A» toute la nuit avec au moins trois changements de tampon. S’il est techniquement difficile de changer de tampon 3 fois, favoriser un très grand contenant de tampon.
13. Prélever les phages purifiés, les mettre dans un tube 1,5 ml et les conserver à 4°C. Vidaver et coll. 1973 J Virol
Modifié par Bruno Martel le 18/03/2011 Modifié par Martyne Audet en mai 2013
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Annexe C : Conditions environnementales lors des essais.
Tableau III. Valeurs des mesures de température et d’humidité relative de l’air.Saison Essai Date Température extérieure (°C)* Température BAE (°C) ** Humidité relative BAE (%)** Moyennes Hiver 2013 1 2013-01-23 -30,2 16,1 9.8 2 2013-02-06 -13,1 14,8 12,6 3 2013-02-13 -4,4 16,9 18,9 T°BAE = 16,6 °C 4 2013-02-25 -2,7 16,5 24,9 HR BAE=19,2% 5 2013-03-01 -1,5 17,5 24,3 6 2013-03-06 1,4 17,8 24,9 Été 2013 1 2013-07-25 20,1 20,3 49.2 2 2013-07-26 10,0 19,9 52,4 3 2013-07-29 21,9 22,8 63,7 T°BAE = 21,0 °C 4 2013-08-22 19,9 21,0 76,5 HR BAE=59,2% 5 2013-08-23 12,6 21.0 54,3 Hiver 2014 1 2013-12-09 -10,4 18,5 18.2 2 2013-12-10 -4,7 20,8 12,9 3 2013-12-11 -11,5 19,9 n/a T°BAE = 17,3 °C 4 2013-12-27 -15,7 13,9 18,5 HR BAE=15,5% 5 2014-01-08 -17,4 14,5 14,4 Hauteurs 2013-12-16 -16,4 15,9 13,7
*Sources: www.Weather Underground.com, CWHQ Deschambault Historical Weather.
**Valeurs moyennes durant l’essai; les écarts type dans l’environnement intérieur sont variables entre 0,2 et 1.2°C et 0,4 et 2,9 %. Les incertitudes intrinsèques aux instruments ne sont pas considérées.
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Annexe D : Série d’expériences « Génome Survie »
A l’hiver 2013, les résultats de l’analyse en biologie moléculaire n’avaient pas été concluants. Aucun signal n’avait été détecté au-dessus du dernier point de la courbe standard, alors que les essais préliminaires avaient démontré que pour une intensité de fluorescence suffisamment élevée pour être détectée à un gain de 3000, avec un temps d’exposition de 1s, des génomes de phi6 pouvaient être détectés par qPCR. Comme l’élution des filtres avait toujours eu lieu quelques minutes après l’échantillonnage, nous avons questionné le fait que les essais à l’échelle finissant tard en soirée, ils étaient gardés sur la paillasse à la température de la pièce jusqu’au lendemain matin, soit entre 12 et 16 heures. L’expérience présentée ci- dessous fut exécutée afin de vérifier si la période allongée entre l’expérience et l’élution avait une influence sur la récupération des génomes.
1ml phi6 (7.8E10)
500 ul /22.5 ml tampon de phage (1,7E9/ml) 500 ul /22.5 ml tampon + Fluo 50X (1,7E9/ml)
Sur lame (50ul =8.5E7 phages) Sur filtre (50ul =8.5E7 phages) Sur lame (50ul =8.5E7 phages) Sur filtre (50ul =8.5E7 phages)
0 h 8 h 24h 48h 0 h 8 h 24h 48h 0 h 8 h 24h 48h 0 h 8 h 24h 48h
Chaque condition réservée pour les temps mentionnés avec conservation à 4°C, -20°C et TP Élution des filtres dans 500 ul de tampon de phage.
Pour les lames, des plaques de culture cellulaires de 24 puits sont utilisées. 500 ul de tampon de phage utilisé pour récupérer le matériel séché.
Élution après 0, 8, 24 et 48 heures. Tout est conservé @ -80 °C Toutes les extractions sont effectuées en même temps.
Extraction avec trousse Qiagen Viral RNA
Contrôle des deux solutions de base (+), tampon de phage (-), tampon plus fluo (-), RT (-), 4X t=0 (+).
Toutes les quantités relatives de génomes récupérés ont été calculées en divisant le nombre de copies de génomes récupérés dans l’échantillon par le nombre de copies de génomes récupérés au temps = 0 (contrôle). Les résultats présentés à la figure 18 démontrent que les quantités de génomes récupérés diminuent avec le temps, quel que soit le substrat utilisé. Le colorant fluorescent n’a eu aucune influence sur la perte de signal. À l’hiver 2013, comme les filtres étaient conservés dans les casettes pendant 12 à 16 heures à la température de la pièce avant le prétraitement, l’absence de signal en PCR quantitative pourrait être expliquée. La procédure fut adaptée pour les essais d’été 2013. Les échantillons élués furent conservés à -80 °C jusqu’au traitement.
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Figure 18. Quantité relative de génomes détectés. Toutes les quantités relatives de génomes récupérés ont été calculées en divisant le nombre de copies de génomes récupérés dans l’échantillon par le nombre de copies au temps = 0 (contrôle). Les résultats démontrent que les quantités de génomes récupérés diminuent avec le temps, quel que soit le substrat utilisé. Le colorant fluorescent n’a eu aucune influence sur la perte de signal.
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Bibliographie
Adams, D. J., et al. (1982), 'Aerosol stability of infectious and potentially infectious reovirus particles', Appl
Environ Microbiol, 44 (4), 903-8.
Alexandersen, S., Brotherhood, I., and Donaldson, A. I. (2002), 'Natural aerosol transmission of foot-and- mouth disease virus to pigs: minimal infectious dose for strain O1 Lausanne', Epidemiol Infect, 128 (2), 301-12.
Alonso, C., et al. (2012), 'An evaluation of interventions for reducing the risk of PRRSV introduction to filtered farms via retrograde air movement through idle fans', Vet Microbiol, 157 (3-4), 304-10. Alonso, C., et al. (2013a), 'Epidemiological study of air filtration systems for preventing PRRSV infection in
large sow herds', Prev Vet Med, 112 (1-2), 109-17.
Alonso, C., et al. (2015), 'Concentration, size distribution, and infectivity of airborne particles carrying swine viruses', PLoS One, 10 (8), e0135675.
Alonso, C., et al. (2013b), 'Financial implications of installing air filtration systems to prevent PRRSV infection in large sow herds', Prev Vet Med, 111 (3-4), 268-77.
Alonso, C., et al. (2014), 'Evidence of infectivity of airborne porcine epidemic diarrhea virus and detection of airborne viral RNA at long distances from infected herds', Vet Res, 45, 73.
Bonifait, L., et al. (2015), 'Detection and quantification of airborne norovirus during outbreaks in healthcare facilities', Clin Infect Dis, 61 (3), 299-304.
Bonlokke, J. H., et al. (2009), 'Seasonal variations in work-related health effects in swine farm workers',
Ann Agric Environ Med, 16 (1), 43-52.
Bourgueil, E., et al. (1992), 'Experimental infection of pigs with the porcine respiratory coronavirus (PRCV): measure of viral excretion', Vet Microbiol, 31 (1), 11-8.
Bowman, A. S., et al. (2015), 'Investigating the introduction of porcine epidemic diarrhea virus into an Ohio swine operation', BMC Vet Res, 11, 38.
Brito, B., et al. (2014), 'Genetic diversity of PRRS virus collected from air samples in four different regions of concentrated swine production during a high incidence season', Viruses, 6 (11), 4424-36. Brockmeier, S. L., et al. (2008), 'Coinfection of pigs with porcine respiratory coronavirus and Bordetella
bronchiseptica', Vet Microbiol, 128 (1-2), 36-47.
Burge, Harriet A et William r. Solomon (1987), 'Sampling and analysis of biological aerosols', Atmos Env, 21 (2), 451-86.
Canadian Pork, Council 'Hog at a glance', <http://www.cpc-ccp.com/hog_statistics.php>, accessed 2015- 09-09.
CDPQ (2012), 'Filtration d'air à la ferme: des moyens efficaces pour réduire les infiltrations d'air par les ventilateurs en arrêt', Fiche technique (Québec: Centre de développement du porc du Québec). Chen, Y., et al. (2015), 'The effect of active pharmaceutical ingredients on aerosol electrostatic charges
from pressurized metered dose inhalers', Pharm Res, 32 (9), 2928-36.
Cole, E. C. and Cook, C. E. (1998), 'Characterization of infectious aerosols in health care facilities: an aid to effective engineering controls and preventive strategies', Am J Infect Control, 26 (4), 453-64. Cormier, Y., et al. (2000), 'Farming practices and the respiratory health risks of swine confinement
buildings', Eur Respir J, 15 (3), 560-5.
Cormier, Y., et al. (1997), 'Effects of repeated swine building exposures on normal naive subjects', Eur
Respir J, 10 (7), 1516-22.
Corn, J. L., et al. (2009), 'Pathogen exposure in feral swine populations geographically associated with high densities of transitional swine premises and commercial swine production', J Wildl Dis, 45 (3), 713-21.
Corzo, C. A., et al. (2013), 'Airborne detection and quantification of swine influenza a virus in air samples collected inside, outside and downwind from swine barns', PLoS One, 8 (8), e71444.
Corzo, C. A., et al. (2014), 'Detection of airborne influenza a virus in experimentally infected pigs with maternally derived antibodies', Transbound Emerg Dis, 61 (1), 28-36.
60
Cox, C. S. (1989), 'Airborne bacteria and viruses', Sci Prog, 73 (292 Pt 4), 469-99.
Cutler, T. D., et al. (2012), 'Effect of temperature and relative humidity on ultraviolet (UV 254) inactivation of airborne porcine respiratory and reproductive syndrome virus', Vet Microbiol, 159 (1-2), 47-52. Dee, S., Otake, S., and Deen, J. (2010), 'Use of a production region model to assess the efficacy of various
air filtration systems for preventing airborne transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus and Mycoplasma hyopneumoniae: results from a 2-year study', Virus Res, 154 (1- 2), 177-84.
Dee, S., et al. (2009), 'Evidence of long distance airborne transport of porcine reproductive and respiratory syndrome virus and Mycoplasma hyopneumoniae', Vet Res, 40 (4), 39.
Dee, S. A., et al. (2006), 'Further evaluation of alternative air-filtration systems for reducing the transmission of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus by aerosol', Can J Vet Res, 70 (3), 168-75.
Desrosiers, R. (2011), 'Transmission of swine pathogens: different means, different needs', Anim Health
Res Rev, 12 (1), 1-13.
Dillon, M. B. (2011), 'Skin as a potential source of infectious foot and mouth disease aerosols', Proc Biol
Sci, 278 (1713), 1761-9.
Donham, K. J., et al. (1986), 'Characterization of dusts collected from swine confinement buildings', Am Ind
Hyg Assoc J, 47 (7), 404-10.
Duchaine, C., Grimard, Y., and Cormier, Y. (2000), 'Influence of building maintenance, environmental factors, and seasons on airborne contaminants of swine confinement buildings', AIHAJ, 61 (1), 56-63.
Dufour, Valérie (2013), 'Bioconfinement en quarantaine: Un nouveau concept donne de bons résultats',
Porc Québec, 34-35.
Dungan, R. S. (2010), 'Board-Invided Review: Fate and transpport of bioaerosols associates with livestock operations and manures', J Anim Sci, (88), 3693-706.
Ellis, L. F. and Schlegel, R. A. (1974), 'Electron microscopy of Pseudomonas phi 6 bacteriophage', J Virol, 14 (6), 1547-51.
Fahrion, A. S., et al. (2014), 'Evaluating perspectives for PRRS virus elimination from pig dense areas with a risk factor based herd index', Prev Vet Med, 114 (3-4), 247-58.
Fajardo-Cavazos, P., Schuerger, A. C., and Nicholson, W. L. (2010), 'Exposure of DNA and Bacillus subtilis spores to simulated martian environments: use of quantitative PCR (qPCR) to measure inactivation rates of DNA to function as a template molecule', Astrobiology, 10 (4), 403-11. Flint, M., et al. (2009), 'Selection and characterization of hepatitis C virus replicons dually resistant to the
polymerase and protease inhibitors HCV-796 and boceprevir (SCH 503034)', Antimicrob Agents
Chemother, 53 (2), 401-11.
Flint, S. J., V.R. Racaniello et al (2009), Principles of Virology, 2 vols. (2; Washington D.C.: ASM press) 419.
Fournie, G., et al. (2012), 'Identifying live bird markets with the potential to act as reservoirs of avian influenza A (H5N1) virus: a survey in northern Viet Nam and Cambodia', PLoS One, 7 (6), e37986.
Garten, J. F., Charles E. Schemm, and Arthur R. Croucher (2003), 'Modeling the transport and dispersion of airborne contaminants: A review of techniques and approaches', Johns Hopkins Applied
Technical Digest, 24 (4), 368-75.
Geden, C. J., Lietze, V. U., and Boucias, D. G. (2008), 'Seasonal prevalence and transmission of salivary gland hypertrophy virus of house flies (Diptera: Muscidae)', J Med Entomol, 45 (1), 42-51.
Gendron, L., et al. (2010), 'Evaluation of filters for the sampling and quantification of RNA phage aerosols',
Aero Sci and Techn, 44 (10), 893-901.
Gloster, J., Sellers, R. F., and Donaldson, A. I. (1982), 'Long distance transport of foot-and-mouth disease virus over the sea', Vet Rec, 110 (3), 47-52.
Godbout, S., et al. (2009), 'Swine production impact on residential ambient air quality', J Agromedicine, 14 (3), 291-8.
61
Goldberg, L. J., et al. (1958), 'The use of a rotating drum for the study of aerosols over extended periods of time', Am J Hyg, 68 (1), 85-93.
Gouriou, F (2004), 'On-road measurements of particle number concentrations and size distributions in urban and tunnel environments', Atmos Env, 38, 2831-40.
Gustin, K. M., et al. (2013), 'Comparison of the levels of infectious virus in respirable aerosols exhaled by ferrets infected with influenza viruses exhibiting diverse transmissibility phenotypes', J Virol, 87 (14), 7864-73.
Hahn, R. H. (1993), American Society fo Agricultural Engineers 1993: Standards Enginering Practices Data (16 march 2011 edn., 40) 800.
Hermann, J. R., et al. (2006), 'Optimization of a sampling system for recovery and detection of airborne porcine reproductive and respiratory syndrome virus and swine influenza virus', Appl Environ
Microbiol, 72 (7), 4811-8.
Hinds, William C. (1999), Aerosol Technology: Properties, Behavior and Measurement of Airborne
Particles (2nd edn.; Department of Environmental Health Sciences. Center for Occupational and
Environmental Health. UCLA School of Public Health. Los Angeles, California) 483.
Hofmann, M. and Wyler, R. (1989), 'Quantitation, biological and physicochemical properties of cell culture- adapted porcine epidemic diarrhea coronavirus (PEDV)', Vet Microbiol, 20 (2), 131-42.
Holtkamp, D.J., et al. (2011), 'Assessment of the economic impact of porcine reproductive and respiratory syndrome virus on U.S. pork producers', International PRRS Symposium (Chicago), 86.
Hyslop, N. S. (1979), 'Observations on the survival and infectivity of airborne Rinderpest virus', Int J
Biometeorol, 23 (1), 1-7.
Järvinen, A (2014), 'Calibration of the new electrical low pressure impactor (ELPI+)', J Aerosol Sci, 69, 150- 59.
Jones, W., et al. (1984), 'Environmental study of poultry confinement buildings', Am Ind Hyg Assoc J, 45 (11), 760-6.
Kiupel, M., et al. (1998), 'Circovirus-like viral associated disease in weaned pigs in Indiana', Vet Pathol, 35 (4), 303-7.
Kjeldsberg, E. (1984), 'Demonstration of 7-nm projections on human and avian coronaviruses', Ultrastruct
Pathol, 7 (2-3), 201-5.
Kulkarni, P (2011) Aerosol measurement: principles, techniques and applications [online text],
Kwok, P. C., et al. (2010), 'Electrostatic charge characteristics of jet nebulized aerosols', J Aerosol Med
Pulm Drug Deliv, 23 (3), 149-59.
Larsson, K. A., et al. (1994), 'Swine dust causes intense airways inflammation in healthy subjects', Am J
Respir Crit Care Med, 150 (4), 973-7.
Letourneau, V., et al. (2010), 'Impact of production systems on swine confinement buildings bioaerosols', J
Occup Environ Hyg, 7 (2), 94-102.
Létourneau, Valérie (2015), 'Étude sur les particules transportant le virus du syndrome reproducteur et respiratoire porcin dans l'air', <http://www.agrireseau.qc.ca/documents/Document_90128.pdf>, accessed 2015-09-09.
Lowe, J., et al. (2014), 'Role of transportation in spread of porcine epidemic diarrhea virus infection, United States', Emerg Infect Dis, 20 (5), 872-4.
Lowen, A. C., et al. (2007), 'Influenza virus transmission is dependent on relative humidity and temperature', PLoS Pathog, 3 (10), 1470-6.
Mardassi, H., et al. (1994), 'Porcine reproductive and respiratory syndrome virus: morphological, biochemical and serological characteristics of Quebec isolates associated with acute and chronic outbreaks of porcine reproductive and respiratory syndrome', Can J Vet Res, 58 (1), 55-64. Marking, L. L. (1969), 'Toxicological assays with fish', Wildl Dis, 5 (3), 291-4.
Matthews, R. E. (1979), 'The classification and nomenclature of viruses. Summary of results of meetings of the International Committee on Taxonomy of Viruses in The Hague, September 1978',
Intervirology, 11 (3), 133-5.
McDevitt, J. J., Rudnick, S. N., and Radonovich, L. J. (2012), 'Aerosol susceptibility of influenza virus to UV-C light', Appl Environ Microbiol, 78 (6), 1666-9.
62
McNulty, M. S., et al. (1985), 'Isolation of a highly pathogenic influenza virus from turkeys', Avian Pathol, 14 (1), 173-6.
Moe, K. and Harper, G. J. (1983), 'The effect of relative humidity and temperature on the survival of bovine rotavirus in aerosol', Arch Virol, 76 (3), 211-6.
Mole, B. (2013), 'Deadly pig virus slips through US borders', Nature, 499 (7459), 388.
Morin, M. (2014), 'Proceedings of the 23rd International Pig Veterinary Society Congress', OPVS (Mexico). Nazaroff, W. W. (2014), 'Indoor bioaerosol dynamics', Indoor Air, 61-78.
Pillai, S. D. and Ricke, S. C. (2002), 'Bioaerosols from municipal and animal wastes: background and contemporary issues', Can J Microbiol, 48 (8), 681-96.
Pitkin, A., Deen, J., and Dee, S. (2009a), 'Use of a production region model to assess the airborne spread of porcine reproductive and respiratory syndrome virus', Vet Microbiol, 136 (1-2), 1-7.
--- (2009b), 'Further assessment of fomites and personnel as vehicles for the mechanical transport and transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus', Can J Vet Res, 73 (4), 298- 302.
Poranen, M. M., Tuma, R., and Bamford, D. H. (2005), 'Assembly of double-stranded RNA bacteriophages', Adv Virus Res, 64, 15-43.
Reddy, T., et al. (2015), 'Nothing to sneeze at: a dynamic and integrative computational model of an influenza A virion', Structure, 23 (3), 584-97.
Robinson, S. R., et al. (2015), 'Broadly neutralizing antibodies against the rapidly evolving porcine reproductive and respiratory syndrome virus', Virus Res, 203, 56-65.
Rose, C. (1994), 'Bioaerosols', West J Med, 160 (6), 566.
Saif, L. J. (2010), 'Bovine respiratory coronavirus', Vet Clin North Am Food Anim Pract, 26 (2), 349-64. Samandoulgou, I., Fliss, I., and Jean, J. (2015), 'Zeta potential and aggregation of virus-like particle of
human norovirus and feline calicivirus under different physicochemical conditions', Food Environ
Virol, 7 (3), 249-60.
Sellers, R. F. and Parker, J. (1969), 'Airborne excretion of foot-and-mouth disease virus', J Hyg (Lond), 67 (4), 671-7.
Simones, M. P. (2014), 'Measurement of the size and charge distribution of sodium chloride particles generated by an Aeroneb Pro pharmaceutical nebulizer', Eur J of Nanomedicine, 6 (1).
Sirois, J. (2007), 'Préparer l'avenir de l'agriculture et de l'agroalimentaire québécois', Formation et
recherche en santé aminale, 15.
<http://www.caaaq.gouv.qc.ca/userfiles/File/Memoires%20nationales%20Quebec/44-Q- Faculte_medecine_veterinaire_Universite_Montreal.pdf>, accessed 2015-09-09.
Spekreijse, D., et al. (2011), 'Airborne transmission of a highly pathogenic avian influenza virus strain H5N1 between groups of chickens quantified in an experimental setting', Vet Microbiol, 152 (1-2), 88-95.
Spronk, G., Otake, S., and Dee, S. (2010), 'Prevention of PRRSV infection in large breeding herds using air filtration', Vet Rec, 166 (24), 758-9.
Stobart, C. C. and Moore, M. L. (2014), 'RNA virus reverse genetics and vaccine design', Viruses, 6 (7), 2531-50.
Tan, J. J., et al. (2014), 'An integrated lab-on-chip for rapid identification and simultaneous differentiation of tropical pathogens', PLoS Negl Trop Dis, 8 (7), e3043.
Tang, J. W. (2009), 'The effect of environmental parameters on the survival of airborne infectious agents', J
R Soc Interface, 6 Suppl 6, S737-46.
Tang, J. W., et al. (2006), 'Factors involved in the aerosol transmission of infection and control of ventilation in healthcare premises', J Hosp Infect, 64 (2), 100-14.
Thakur, K. K., et al. (2015), 'Simulation of between-farm transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in Ontario, Canada using the North American Animal Disease Spread Model', Prev Vet Med, 118 (4), 413-26.
Thorne, P. S., et al. (1992), 'Comparison of bioaerosol sampling methods in barns housing swine', Appl
63
Torremorell, M., et al. (1997), 'Airborne transmission of Actinobacillus pleuropneumoniae and porcine reproductive and respiratory syndrome virus in nursery pigs', Am J Vet Res, 58 (8), 828-32. Tsai, K. S. and Thomson, R. G. (1975), 'Bovine parainfluenza type 3 virus infection: virus replication in
bovine embryonic cell cultures and virion separation by rate-zonal centrifugation', Infect Immun, 11 (4), 770-82.
Turgeon, N., et al. (2014), 'Comparison of five bacteriophages as models for viral aerosol studies', Appl
Environ Microbiol, 80 (14), 4242-50.
Twomey, T., et al. (1995), 'Characterization of an acid-resistant mutant of foot-and-mouth disease virus',
Virology, 206 (1), 69-75.
USDA (2015), 'National Agricultural Statistics Services',
<http://www.nass.usda.gov/Statistics_by_Subject/result.php?C5318A79-677E-308E-84F6-