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réponse à des variations de disponibilité en eau chez le peuplier
Anne-Laure Le Gac
To cite this version:
Anne-Laure Le Gac. Méthylation de l’ADN et plasticité phénotypique en réponse à des variations de disponibilité en eau chez le peuplier. Sciences agricoles. Université d’Orléans, 2017. Français. �NNT : 2017ORLE2014�. �tel-01713124�
UNIVERSITÉ D’ORLÉANS
ÉCOLE DOCTORALE SANTE, SCIENCES BIOLOGIQUES ET CHIMIE DU VIVANT
UPRES EA 1207 LABORATOIRE de BIOLOGIE des LIGNEUX et des GRANDES CULTURES – INRA USC 1328 ARBRES et REPONSES aux CONTRAINTES
HYDRIQUES et ENVIRONNEMENTALES
THÈSE
présentée par :Anne-Laure LE GAC
soutenue le : 16 Juin 2017
pour obtenir le grade de : Docteur de l’université d’Orléans
Discipline/ Spécialité : Physiologie, Biologie des organismes, populations, interactions
Méthylation de l’ADN et plasticité
phénotypique en réponse à des variations de disponibilité en eau chez le peuplier
THÈSE dirigée par :
Franck BRIGNOLAS Professeur, Université d’Orléans Stéphane MAURY Professeur, Université d’Orléans
RAPPORTEURS :
Etienne BUCHER Directeur de Recherche, INRA Angers Christoph GRUNAU Professeur, Université de Perpignan
____________________________________________________________________
JURY :
Franck BRIGNOLAS Professeur, Université d’Orléans Etienne BUCHER Directeur de Recherche, INRA Angers Christoph GRUNAU Professeur, Université de Perpignan Stéphane MAURY Professeur, Université d’Orléans
REMERCIEMENTS
Avec la rédaction de ces remerciements une aventure riche, une leçon de vie de 3 ans et demi avec ses moments de joie, de doutes, de stress, d’angoisse, se terminent … Une page de ma vie va se tourner et m’ouvrir, je l’espère, des portes qui me permettront de poursuivre dans ce domaine. La thèse n’est pas seulement un défi mais est aussi une expérience enrichissante au cours de laquelle j’ai fait de belles rencontres et partagé de bons moments : elle est une étape de construction et de développement de l’intéressé. Aujourd’hui, j’éprouve une sensation de malaise : rédiger une, deux, trois pages voire les 460 que je présente a constitué un exercice qui ne m’a pas effrayée. En revanche, l’écriture de ces pages liminaires me pèse quelque peu. En effet, la principale difficulté réside, pour moi, dans le fait de n’oublier personne. C’est pourquoi, je remercie par avance tous ceux qui ont apporté, d’une manière ou d’une autre, une pierre à l’élaboration de ce travail et dont le nom n’apparaîtrait pas ici. Ils se reconnaîtront !
Mes premiers remerciements vont aux membres du jury ETIENNE BUCHER Directeur de Recherche et le Professeur CHRISTOPH GRUNAU qui ont bien voulu se charger de la lourde tâche de rapporteurs.
Merci à CHRISTOPHE PLOMION Directeur de Recherche pour son implication en tant qu’examinateur.
Sensible à l’honneur qu’ils me font, je leur exprime mon entière gratitude. Je tiens également à remercier le Ministère de l'Education Nationale et de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche pour avoir financé ce projet.
Je tiens à remercier tout particulièrement mes directeurs de thèse, Messieurs les Professeurs FRANCK BRIGNOLAS et STEPHANE MAURY. Ils m’ont donné la chance de réaliser une thèse au sein de leur laboratoire - le LBLGC à Orléans - malgré mon parcours peu traditionnel via une école d’ingénieur en agronomie. Merci à eux d’avoir cru en moi, de m’avoir orientée, conseillée, épaulée, encouragée, poussée et permis de réaliser mes premiers pas dans le domaine de la recherche tels que mon premier dispositif expérimental, ma première publication, mon premier colloque international, ma première séance d’enseignement … Merci pour le temps qu’ils m’ont consacré du début jusqu’à la correction de « mon annuaire téléphonique »… Merci pour m’avoir rassurée, réconfortée lorsque j’avais une petite baisse de moral. Lors de cette expérience à la fois professionnelle et humaine ils m’ont transmis leur passion pour la recherche tant en épigénétique qu’en écophysiologie. Ils m’ont communiqué leurs connaissances dans bien d’autres domaines … fins gourmets qu’ils sont…
Merci à Monsieur le Professeur STEEVE THANY, le directeur de m’avoir accueillie au sein du laboratoire et autorisée à prolonger la durée de ma thèse.
Un immense merci à RÉGIS FICHOT pour son aide précieuse tout au long de cette thèse. Je ne le remercierai jamais assez … Régis a toujours été présent pour m’aider à tout moment, de jour comme de nuit ou le week-end. Il m’a également accompagnée et soutenue lors de ma première communication orale au cours d’un colloque international à Bordeaux. Ce moment n’a pas été le plus agréable pour lui surtout au petit-déjeuner du jour J…compte-tenu de mon état de stress... Il a été là aussi pour l’aventure Cavitron semée d’imprévus… et pour la rédaction et la correction de cette thèse. Je lui dois également ma première bière… Bref, tout ça pour dire combien il est exceptionnel aux plans professionnel et humain.
Qu’il ne change surtout rien en lui ! Très sincèrement, merci Régis.
Merci à ALAIN DELAUNAY de m’avoir accompagnée sur le terrain des collectes sylvabiom, de m’avoir rassurée lors de la réception des vitro-plants. Je pense que l’expression de mon visage ce jour-là restera gravée dans son esprit … Merci pour son aide en serre jusqu’à des heures improbables, pour les multiples séries de PCR, pour les coupes histologiques, pour les micro-pesées … Son aide et son implication m’ont été précieuses, je lui en suis extrêmement reconnaissante.
Merci à ANNIE et CLAUDE JOSEPH, pour la relecture de mon « français bretonnant ». Sans leur ultime relecture et leurs conseils le manuscrit ne serait pas ce qu’il est aujourd’hui. Et bien sûr une bretonne digne de ce nom va arroser ça !
Merci à SYLVAIN CHAMAILLARD d’avoir toujours eu un petit mot pour me remonter le moral, me soutenir ... J’ai beaucoup apprécié sa bonne humeur et son humour lors des pauses café.
Merci à XAVIER PINEAU mon copain de galère ! Il m’a soutenue de nombreux week-ends et nous avons travaillé dur ... Pendant ces longues discussions il m’a transmis ses passions pour les plantes étranges, les orchidées, les abeilles … Il a su m’écouter parler de ma thèse, être présent dans les bons et les mauvais moments. Je suis heureuse d’avoir partagé cette aventure avec lui et je lui souhaite bon vent ! Merci à ALISON CARTEREAU, ma voisine de bureau, rencontrée la veille de mon comité de thèse ! Partager cette dernière année avec elle a été une vraie chance pour moi ! Une belle rencontre … mais pour elle de vraies « montagnes russes » ! Elle a toujours su me remonter le moral avec ses
« HAKUNAMATATA », m’aider quand je n’arrivais pas à ouvrir un fichier ce qui m’a coûté une bière … On a pu partager de nombreux moments sportifs (mes premiers footings …), des expériences culinaires (Eh
Un grand merci également aux personnes qui ont collaboré à la réalisation de cette thèse :
A VINCENT SEGURA pour son aide précieuse lors de mes premiers pas sur R, les analyses de False Discovery Rate, la mise en place de boucles, mais aussi pour les analyses de « spectroscopie moyen infrarouge ». Il a toujours été disponible pour répondre à toutes mes questions et je l’en remercie.
A DIDIER CHAUVEAU pour sa patience à expliquer à une biologiste des statistiques pures et dures
… et il en faut…
A ISABELLE LE JAN et FLORIE MIARD d’avoir participé aux nombreuses mesures réalisées en serre et pour m’avoir aidée lors des colorations histologiques. A CARINE MARTIN pour ses conseils avisés sur l’utilisation du microtome.
A JEAN-CHARLES LEPLE pour m’avoir permis d’utiliser certains de ses fichiers. Aux membres du plateau technique GénoBois, en particulier, à JEAN-PAUL CHARPENTIER, à NATHALIE BOIZOT et à KÉVIN ADER pour leur contribution à l’acquisition des spectres infrarouge. Merci aux membres de l’unité expérimentale GBFOr, PATRICK POURSAT, GUILLAUME BODINEAU, CHRISTOPHE BOREL et BENJAMIN DIMOURO, pour l’aide apportée en serre.
A HERVÉ COCHARD qui nous a accueillis, Régis et moi, lors de notre séjour cavitation et qui nous a expliqué cette technique.
A MARIE MIROUZE et SOPHIE LANCIANO qui nous ont reçus, Stéphane et moi, lors de notre séjour mobilome. Merci d’avoir consacré de votre temps pour m’expliquer, me montrer les expériences, discuter de notre projet et réaliser les premières analyses des éléments transposables.
A CRISTIAN CHAPARRO, RODOLFO RODON merci de m’avoir aidée, écoutée et orientée lors de mes premiers pas dans le monde de la bio-informatique. Merci à DAVID ROQUIS alias « p’tit québécois » de m’avoir fait découvrir son laboratoire à Perpignan, de bons petits restaurants dans des endroits insolites et des personnes formidables, merci pour tout. Je suis heureuse d’avoir croisé son chemin lors de l’école thématique RTP3E, je lui souhaite un très bel avenir, il le mérite.
Merci au réseau thématique RTP3E de m’avoir donné une bourse de mobilité qui m’a permis de découvrir un autre laboratoire et de nouvelles techniques.
Et enfin, un grand MERCI :
AUX MEMBRES DE L’OPENSPACE, de passage ou permanents, à « P’TIT MOUTON » pour la découverte d’un groupe d’amis et de la ville d’Orléans, à « LEOPOPO », ROMAIN JERGER pour de multiples
conversations… Merci aussi à tous ceux qui m’ont subie à la fin de cette thèse DANIEL CONDE, MANHATTAN LE BRUN, LAURE BOUYER et à NOUR HATTAB-HAMBLI. Une mention spéciale peut être décernée aux tous nouveaux membres de l’équipe épigénétique AUDREY GIBERT et MAMADOU DIA SOW qui m’ont grandement épaulée et soutenue lors de cette dernière ligne droite. Eh oui avec un peu de recul la thèse peut être vue comme un marathon. Merci aussi aux anciens et plus particulièrement à CLEMENT LAFON-PLACETTE de m’avoir répondu, conseillée… même lors de mes multiples sollicitations.
A TOUS LES MEMBRES DU LABORATOIRE avec qui j’ai pu partager les repas du midi et de nombreuses conversations :FRANÇOISE CHEFDOR « framboise » pour les petites gourmandises bretonnes, FRANÇOIS HERICOURT pour le partage de sa culture cinématographique et l’initiation aux mots fléchés, DOMENICO MORABITO « monsieur horoscope » et son humour débordant, à STEPHANIE BANKHEAD, CECILE BARBAROUX, MATHILDE BAUDE, SYLVAIN BOURGERIE, SABINE CARPIN, CHRISTIANE DEPIERREUX, MURIEL FEINARD-DURANCEAU, AURELIEN SALLE toujours là pour discuter le midi et partager leur bonne humeur, FREDERIC LAMBLIN l’expert pour trouver le personnage du jour, et à RICHARD BOUCEFFA et à LAURENT LEGUAY pour leur disponibilité.
Je tiens à remercier aussi TOUS LES MEMBRES DE L’EQUIPE D’ENSEIGNEMENT qui m’ont permis de réaliser du monitorat pendant mes deux premières années de thèse, expérience très enrichissante.
Merci à VERONIQUE BOUILLANT et à ESTELLE BOULMIER, pour avoir participé à la dernière phase cruciale, l’impression de la thèse !
Merci à MES PARENTS, MA SŒUR et toute MA FAMILLE qui n’ont pas toujours compris tout ce que je faisais …. Mais, ils ont su être là malgré la distance pour me réconforter et m’encourager. Ils ont su me soutenir et m’aider à rester fidèle au chemin que je m’étais tracé. C’est dans cet esprit de droiture et de fidélité qu’ils m’ont éduquée : on va jusqu’au bout de ce qu’on engage ! On donne le meilleur de soi, on s’accroche et on évite ainsi tout regret.
A ANTHONY qui a su me supporter, m’écouter, parfois d’une seule oreille…tellement j’étais soûlante… me faire rire quand il était difficile de le faire. Nous aurons vécu ensemble cette période intense
Table des matières
Liste des principales abréviations ... 11
Préambule : Les forêts face aux changements climatiques ... 15
Introduction générale ... 21
I. Plasticité phénotypique ________________________________________________________ 23 1 Notion de la plasticité phénotypique ... 23
2 Mesure de la plasticité phénotypique ... 25
3 Plasticité phénotypique des arbres en réponse aux changements climatiques ... 25
4 Composante épigénétique de la plasticité phénotypique ... 27
II. L’épigénétique _______________________________________________________________ 29 1 Du concept à la définition moderne de l’épigénétique ... 29
1.1 Origines de l’épigénétique ... 29
1.2 Epigénétique moléculaire ... 31
2 Processus moléculaires ... 35
2.1 Définition de la chromatine et changements structuraux ... 35
2.2 Marques de la chromatine ... 37
2.2.1 Modifications et variants des histones ... 37
2.2.2 ARN non codants ... 37
2.2.3 Méthylation de l’ADN ... 39
2.2.3.1 Découverte de la méthylation des cytosines ... 39
2.2.3.2 Réaction de méthylation des cytosines ... 41
2.2.3.3 Distribution de la méthylation ... 41
2.2.3.4 Mécanismes de méthylation et de déméthylation ... 43
2.2.4 Domaines de la chromatine ... 47
3 Méthylation de l’ADN chez les plantes ... 49
3.1 Méthylome : dix ans d’analyses ... 49
3.1.1 Méthylation des gènes ... 51
3.1.2 Méthylation et activité des éléments transposables ... 53
3.1.3 Méthylations et petits ARN ... 55
3.2 Méthylation et développement ... 57
3.3 Méthylation et réponse à des changements de l’environnement ... 59
3.4 Méthylation, processus transgénérationnels et évolutifs ... 63
III. Problématique de l’équipe d’accueil et objectifs de la thèse ___________________________ 69 1 Epigénomique chez les arbres : une des dix avancées majeures de ces dernières années (Plomion et al ., 2016 - Publication 1)... 69
2 Le peuplier un modèle de plante pérenne séquencé ... 71
3 Travaux de l’équipe ARCHE et hypothèse de travail ... 71
4 Objectifs de la thèse et stratégies ... 75
Chapitre 1 : Impact de variations de la disponibilité en eau sur le méthylome et le transcriptome
du méristème apical caulinaire actif ... 81
I. Présentation synthétique de la publication 2 : Lafon-Placette, Le Gac et al. (soumis) _______ 83 II. Publication 2 : Lafon Placette, Le Gac et al. (soumis) _________________________________ 89 III. Limites, perspectives et transition _______________________________________________ 135 Chapitre 2 : Impact de l’environnement et stabilité du methylome dans le méristème apical caulinaire dormant ... 141
I. Présentation synthétique de la publication 3 : Le Gac et al. ___________________________ 143 II. Publication 3 : Le Gac et al. ____________________________________________________ 151 III. Limites, perspectives et transition _______________________________________________ 195 Chapitre 3 : Etude de la réponse de lignées hypométhylées à des variations de la disponibilité en eau ... 197
I. Introduction ________________________________________________________________ 199 1 L’utilisation de la stratégie de génétique inverse pour étudier le rôle de la méthylation de l’ADN chez les plantes ... 199
2 DDM1 (Decrease in DNA Methylase 1) : un remodeleur de la chromatine de type SWI2 / SNF2 ... 213
2.1 Le rôle de DDM1 chez la plante modèle : Arabidopsis thaliana ... 213
2.2 Le rôle de DDM1 chez les autres plantes herbacées est-il conservé ? ... 219
2.3 Le cas du Peuplier : obtention des lignées RNAi ddm1 ... 223
3 Objectifs des travaux ... 225
II. Matériels et méthodes ________________________________________________________ 227 1 Matériel végétal et dispositif expérimental ... 227
2 Induction et quantification de la contrainte hydrique et suivi de l’état hydrique des plants ... 229
3 Phénotypage ... 231
3.1 Croissance et caractéristiques foliaires... 231
3.2 Echanges de gaz foliaires et paramètres photosynthétiques ... 235
3.3 Efficience d’utilisation de l’eau et teneurs en azote ... 237
3.4 Caractérisation structurale et fonctionnelle du bois ... 239
3.4.1 Densité du bois ... 239
3.4.2 Anatomie du bois ... 239
3.4.3 Vulnérabilité à la cavitation du bois ... 243
5.3 Analyse du méthylome par Whole Genome Bisulfite Sequencing ... 253
5.4 Analyses bioinformatiques pour la caractérisation du méthylome ... 255
5.4.1 Contrôle qualité et nettoyage des données brutes ... 255
5.4.2 Alignement des séquences ... 255
5.4.3 Analyse comparative des méthylomes ... 257
5.4.4 Annotation des DMR ... 259
5.4.5 Mobilome ... 259
III. Résultats ___________________________________________________________________ 265 1 Caractérisation de la sécheresse ... 265
2 Croissance et caractères associés ... 265
3 Fonctionnement foliaire ... 271
4 Caractéristiques du bois ... 275
4.1 Relations structure-fonction en lien avec la conduction de la sève brute ... 275
4.2 Composition biochimique ... 275
5 Symptômes nécrotiques et modifications de la morphologie de la feuille ... 283
6 Suivi des teneurs en phytohormones dans les apex de peuplier ... 283
7 Etude de la méthylation de l’ADN des lignées RNAi ddm1 ... 283
7.1 Niveau de méthylation globale ... 283
7.2 Méthylome et ses variations ... 285
7.3 Identification des DMR ... 289
7.3.1 Description synthétique des DMR ... 289
7.3.2 Analyse des DMR communes entre lignées RNAi versus Contrôle ... 291
7.4 Premiers résultats de la caractérisation du mobilome des lignées RNAi ddm1 ... 295
IV. Discussion, limites et perspectives_______________________________________________ 299 En condition hydrique non limitante, les lignées hypométhylées présentent-elles un phénotype spécifique ? . 299 Le cycle sécheresse / ré-arrosage conduit-il à l’émergence de phénotypes lignées spécifiques? ... 303
Quel est l’impact de la stratégie RNAi DDM1 sur le méthylome des lignées ? ... 307
Quelles sont les caractéristiques des DMR induites par la contrainte hydrique « DMR stress spécifiques » ? ... 311
Quelles sont les caractéristiques des DMR inter-lignées « DMR lignées spécifiques » ? ... 311
Les relations entre les DMR, l’expression des gènes et la mobilité des ET peuvent-elles expliquer l’impact d’une hypométhylation artificielle sur le phénotype? ... 313
Limites et perspectives de cette étude ... 317
Conclusion générale, discussion et perspectives ... 323
Références bibliographiques ... 337
Annexes ... 365
LISTE DES PRINCIPALES ABREVIATIONS
Lorsque l’abréviation provient du terme anglais, le terme anglais est indiqué afin de faciliter la compréhension si aucun lien ne peut être réalisé avec la correspondance en français
A : Adénine
A ou Anet : assimilation nette de CO2 ABA : Acide abscissique « ABscissic Acid »
A-Ci : Courbe de réponse de l’assimilation nette de CO2 en fonction de la concentration interne en CO2
ACP ou PCA : Analyse à Composante Principale ADN – T : ADN de transfert
ADN : Acide DésoxyriboNucléique AGO4 : ARGONAUTE 4
AGPF: Amélioration, Génétique et Physiologie Forestières ANOVA : Analyse de variance « ANalysis Of VAriance » ANR : Agence nationale de la recherche
ARCHE : Arbres et Réponses aux Contraintes Hydriques et Environnementales
ARN / RNA : Acide RiboNucléique ARNm : Acide RiboNucléique messager At : Arabidopsis thaliana
ATP : Adénosine TriPhosphate ATPase : hydrolise l'ATP
ATR : module permettant d’atténuer la réflectance totale ou
« module attenuated total reflectance »
BER : réparation de l’ADN par excision de base ou « Base Excision Repaire »
BET : Bromure d'éthidium
BS-seq : séquençage bisulfite ou « Bisulfite sequencing » C : Cytosine
Ca : concentration extérieure en CO2
CC : Concentration en CO2 au site de carboxylation
cds : séquence codante d'un gène ou « coding DNA sequence » CEA : Institut de Génomique (Genoscope & CNG)
ChiP-array : Biomarqueurs à puces à ADN
Ci : Concentration en CO2 dans la chambre sous stomatique.
CLSY1 : Remodeleur de la chromatine CLASSY 1
CMT2 : Chromométhyltransférase 2 ou
« CHROMOMETHYLASE 2 »
CMT3 : Chromométhyltransférase 3 ou
« CHROMOMETHYLASE 3 »
CNV : Variations du nombre de copie ou « Copy Number Variation »
CO2 : Dioxyde de carbone
CpG ou CG: Cytosine-phosphate-Guanine
CpHpG ou CHG : Trinucléotide cytosine-H-guanine (où H est A, T ou C)
CpHpHp ou CHH : Trinucléotide cytosine-H-H (où H est A, T ou C)
CTAB : Extraction au bromure de céthylméthyl ammonium cv. : Cultivar
dCas9 : nucléase Cas9 faiblement désactivée DCL3 : Protéine similaire à DICER « DICER-LIKE 3 »
DDM1 : Remodeleur de la chromatine « DECREASE DNA METHYLATION 1 »
DEG : Gène Différentiellement Exprimé ou « Differentially Expressed Gene »
DME : ADN glycosylase « DEMETER »
DML : Insertion d’une cytosine non méthylée ou « DEMETER LIKE »
DML2 : Déméthylase « DEMETER-LIKE 2 » DML3 : Déméthylase « DEMETER-LIKE 3 »
DMR : Région différentiellement méthylée ou « Differentially Methylated Region »
DNMTase : ADN méthyltransférases
DOC : Pourcentage de couverture ou « Depth Of Coverage » DRD1 : ARN polymérase « RNA-DEPENDENT RNA POLYMERASE 1 »
DRM1 : ADN méthyltransférase 1 aux domaines réarrangés
« DOMAINS REARRANGED METHYLTRANSFERASE 1 »
DRM2 : ADN méthyltransférase 2 aux domaines réarrangés
« DOMAINS REARRANGED METHYLTRANSFERASE 2 » dsRNA : ARN double brins
EEF : Ecologie et Ecophysiologie Forestière EMS : méthanesulfonate d'éthyle
ENCODE : Encyclopedia of DNA Elements epiQTL : QTL épigénétique « epigenetic QTL »
epiRIL : Lignée recombinante épigénétique « epigenetic Recombinant Inbred Line »
eQTepiL : eQTL épigénétique eQTL : QTL d’expression ET : éléments transposables
FDR : Taux de faux positifs « False Discovery Rate »
FoResTTraC : Recherche sur la génomique des écosystèmes forestiers ou « Forest ecosystem genomics Research:
supporTing Transatlantic Cooperation »
FRB : Fondation pour la recherche sur la biodiversité
FT ou TF : Facteur de transcription ou « Transcriptional Factor »
GBFOR : Génétique et Biomasse Forestières Orléans GIS : Groupement d’Intérêt Scientifique
gm : Conductance mésophylienne
GO : Ontologie de gène « Gene Ontology »
gs : Conductance stomatique de la feuille à la vapeur d’eau InDel : sites d’insertion / délétion
H1 : Histone de liaison
H2A : Histone « de cœur » H2A H2ABbd : Variant histone H2A H2B : Histone « de cœur » H2B H3 : Histone « de cœur » H3
H3K27me2/ H3K27me2 : di-, tri- méthylation la lysine 27 de l’histone H3
H3K4me / H3K4me2 / H3K4me3 : méthylations mono- , di- et tri- sur la lysine 4 de l’histone H3
H3K4me3 : triméthylation la lysine 4 de l’histone H3 H3K9me2 : diméthylation la lysine 9 de l’histone H3 H4 : Histone « de cœur » H4
H4K20me1 : monométhylation la lysine 20 de l’histone H4 HEN1 : HUA ENHANCER 1
hetsiRNA : petit ARN interférent hétérochromatique
HPLC : Chromatographie Liquide à Haute Performance ou
« High Pressure Liquid Chromatography »
HR : Homologous Repair ou réparation par recombinaison homologue
IHPE : Interactions Hôtes Pathogènes Environnement INRA : Institue Nationale de Recherche Agronomique IRGA : analyseur de gaz infrarouge
Jmax : Flux maximal d’électrons
kmax : Conductance hydraulique maximale de l’échantillon ks : Conductivité hydraulique spécifique théorique du xylème KTF1 : KOW DOMAIN-CONTAINING TRANSCRIPTION FACTOR 1 KYP : KRYPTONITE
kΨ : Conductance hydraulique de la tige a été mesurée LA : surface foliaire de chaque feuille ou « Leaf Area »
m6A : N6-Methyladenosine
MAC : Méristème Apical Caulinaire
MAPMO : Laboratoire de Mathématiques-Analyse, Probabilités, Modélisation
MBD : Domaine de liaison à un groupement méthyl « Methyl Binding Domain »
mCG : méthylation au niveau du contexte CG mCHG : méthylation au niveau du contexte CHG mCHH : méthylation au niveau du contexte CHH
MeDIP – chip : Immunoprécipitation de l’ADN suivie d’une hybridation microarray « MethylDNA
MeDIP : Methylated DNA immunoprecipitation MET1 : méthyltransférase 1
miRNA : micro RNAs MIRS : spectrométrie
MIRS : Spectroscopie moyen infra-rouge MMS : Methyl Methane Sulfonate MOM1: MORPHEUS' MOLECULE 1 Mpb : Million de paire de base
MSAP : Methylation Sensitive Amplification Polymorphism n : nombre d’individu
ɳ : viscosité dynamique de l’eau NIRS : Spectroscopie proche infrarouge nt : nucléotide
OGM : Organisme Génétiquement Modifié Os : Oryza sativa
OVCM : Observatoire du Végétal – Chimie, métabolisme P50 : Tension de sève induisant 50 % de cavitation PAR : Photosynthetically Active Radiation PAV : Presence Absence Variation pb : paire de base
PcG : Polycomb
PIAF : Physique et Physiologie Intégrative de l’Arbre en environnement Fluctuant
PLC : Pourcentage de perte de conductance hydraulique PLS : Régression des moindres carrés partiels
Pol IV : ARN polymérase IV Pol V : ARN polymérase V
RDD : activité de la methylation de l’AND ou “DNA methylation activity »
RdDM : voie des RNA-directed DNA Methylation RDR1 : ARN polymérase ARN-dépendante 1 « RNA- Dependent RNA polymerase 1 »
RDR2 : ARN polymérase ARN-dépendante 2 « RNA-Dependent RNA polymerase 2 »
RISC : « RNA-Induced Silencing Complex » RNA seq : séquençage de l’ARN
RNAi : ARN interférent
ROS1 : ADN glycosylase « REPRESSOR OF SILENCING 1 » RT-qPCR : «Reverse Transcription Quantitative Polymerase Chain Reaction »
SAM : « Shoot Apical Meristem »
SHH1 : « SAWADEE HOMEODOMAIN HOMOLOGUE 1 » shRNA : courte hairpine ARN ou « shot hairpin RNA »
SINE : Famille de rétrotransposons « Short INterspersed Elements »
siRNA : Petits ARN interférent ou « small interfering RNAs » SLA : Surface massique de la feuille « Specific Leaf Area » SMP : Variant de la méthylation de l’ADN ou « Single DNA methylation Polymorphism »
SNP : Variant unique des nucléotides ou « Single Nucleotide Polymorphism »
SR : read coupé ou « Split-Reads » sRNA : Petit ARN ou « small RNA »
SWI / SNF : Famille de remodeleur de la chromatine
« SWItch/Sucrose Non-Fermentable » Sx : Pente de la courbe au point d’inflexion T : Thynine
T0 : Initiation de la sécheresse sur les lignées RNAi PtDDM1 T1 : Ré-arrosage sur les lignées RNAi PtDDM1
T2 : Collecte sur les lignées RNAi PtDDM1
TALE : Protéine effectrice de type activateur de transcription
TET : Protéine qui hydrolyse l’ADN et promouvoit la déméthylation « Ten-Eleven-Translocation »
TLA : Surface foliaire totale ou « Total Leaf Area » TPase : Enzymes transposases
TRT : Transcription ininterrompue trxG : thrithorax
TSS : site d’initiation de la transcription ou « Transcription Start Site »
TTS : site de la fin de la transcription ou « Transcription Terminaison Site »
UTR : région non traduite « UnTranslated Region » UV : Ultra-Violet
UVB : Ultra-Violet de longueur d’onde moyenne UVC : Ultra-Violet de Courte longueur d’onde Vcmax : Vitesse maximale de carboxylation VIM1 : VARIATION IN METHYLATION 1 VPD : Déficit de pression de vapeur d’eau WD : Déficit hydrique ou « Water Deficit »
WD-RW : Déficit hydrique suivi du ré-arrosage ou « Water Deficit followed by ReWatering »
WGBS : séquençage bisulfite génome entier ou « Whole Genome Bisulfite Sequencing »
WT : Lignée Contrôle pu « Wild Type »
WUE : Efficience de l’utilisation de l’eau ou « Water Use Efiiceincy »
WUEi : Efficience intrinsèque d’utilisation de l’eau WW : Condition hydrique optimale ou « Well Watered » δ13C : Composition isotopique
θCC : Capacité au champ ρ : Densité de l’eau
Ψmin : Potentiel hydrique foliaire minimum Ψpd : Potentiel hydrique foliaire de base
Ψx:: Représente la tension du xylème (Ψ) ou x% de la cavitation
PREAMBULE
Les forêts face aux changements climatiques
Les forêts face aux changements climatiques
Figure 1 : Evolution de la température moyenne à l’échelle du monde (A) et des précipitations moyennes (B) fondées sur les prédictions de deux scénarios : à gauche un scénario intermédiaire (RCP2,6) et à droite un scénario extrême (RCP8,5) (Intergovernmental Panel on Climate Change, 2014)
Tempête Klaus en 2009 dans le Sud-Ouest
Tempête Martin en 1999 dans le Nord-Est A
B
Les changements climatiques et leurs multiples conséquences sont une thématique au cœur de l’actualité à la fois dans les revues scientifiques mais aussi dans la presse générale et la société. Ces changements climatiques en cours sont d’ores et déjà caractérisés par une augmentation moyenne de la température au niveau des continents et des océans de 0,85 °C. Selon les projections, cette augmentation devrait atteindre 1,1 à 6,4 °C au cours du 21ème siècle (Figure 1A et B ; Intergovernmental Panel on Climate Change, 2014). D'une façon générale, l’augmentation des températures devrait avoir différents effets dépendants de la localisation géographique, de la saison, du moment de la journée.
Par conséquent, le régime hydrologique va être modifié par l'accélération du cycle évaporation- précipitation. Les deux principales conséquences attendues sont un déplacement vers les pôles des zones climatiques tropicales (d'environ 100 km par degré d'élévation de température) et l'accentuation de la dynamique et des contrastes climatiques (GIEC, 2013). Si les prédictions les plus pessimistes sont correctes alors le réchauffement climatique générera d’importants changements de la température, mais aussi une augmentation de la fréquence et de l’intensité d’évènements extrêmes.
Ces évènements extrêmes peuvent alors être découpés en deux grandes catégories : i) ceux causés par des températures extrêmement élevées et des vagues de chaleur, ii) ceux causés par des épisodes de fortes précipitations (Figure 2). Une préoccupation est l’impact de ces changements sur les organismes vivants (Intergovernmental Panel on Climate Change, 2014; Fondation pour la recherche sur la biodiversité, 2015) et notamment sur les forêts dont le dépérissement est déjà observé en relation avec des épisodes de canicule et de sécheresse (Figure 1 et 2 ; Adams et al., 2010; Anderegg et al., 2013; Allen et al., 2010; IGN, 2014). En effet, la forêt couvre à ce jour 30 % des terres émergées à l’échelle mondiale et son altération peut avoir de nombreuses conséquences sur la biodiversité, et la perte de milieux considérés comme des « puits de carbone ». De fait, la forêt rend de nombreux services : écologiques et écosystémiques avec l’entretien de la fonctionnalité du cycle carbone, de l’eau, de régulation du climat et hydrologique, d’approvisionnement en bois et fibres, et de services culturels (d’ordre esthétiques ou récréatifs). Dans ce contexte, il est nécessaire de mieux comprendre les changements en cours et de réfléchir à l’avenir des forêts (Commission on Genetic Resources for Food and Agriculture, 2014).
Les changements climatiques globaux vont avoir différents effets sur la foret tels que i) le dépérissement des arbres âgés menant à une réduction du nombre de reproducteurs et de la variabilité génétique, ii) des incendies engendrant la perte de grandes surfaces de forêts mais aussi iii) l’impact sur les ravageurs qui indirectement accentuent dans ce cas la mortalité des forêts affaiblies (Figure 2 ; Anderegg et al., 2015). Afin de faire face à ces changements, différentes stratégies sont envisageables pour les arbres qui sont des organismes sessiles et pérennes sujets aux fluctuations de l’environnement. A l’échelle de l’individu une acclimatation est possible grâce à l’apparition de
Les forêts face aux changements climatiques
Figure 3 : Exemples des interactions existantes entre des sources de flexibilité et leurs conséquences pour la réponse des socio-écosystèmes dans le contexte des changements climatiques globaux (Fondation pour la recherche sur la biodiversité, 2015)
différents phénotypes développés en fonction des variations environnementales, on parle alors de plasticité phénotypique (Nicotra et al., 2010; Bräutigam et al., 2013; Vitasse et al., 2014). A l'échelle des populations, une adaptation, une migration et / ou une modification de l’aire de répartition des espèces sont attendues (Lande, 2009; Nicotra et al., 2010). Cependant compte tenu de la vitesse des changements climatiques cela reste discutable.
Dans ce contexte, la communauté scientifique s’interroge sur : i) la diversité génétique des arbres forestiers actuelle sera-t-elle suffisante pour permettre à nos forêts de faire face aux changements climatiques via des processus d’adaptation et / ou de migration ? ii) quel est le potentiel à court terme de réponse / acclimatation des arbres ?
A ce jour, les études publiées envisagent différentes réponses des arbres face aux changements climatiques. A l’échelle des individus, la plasticité phénotypique leur permet de s’ajuster aux conditions environementales changeantes, on parle d’acclimatation. A l’échelle des populations, la sélection des génotypes les plus performants permet de s’adapter aux conditions environnementales changeantes à un pas de temps transgénérationnel, on parle d’adaptation (Hoffmann & Sgrò, 2011). L’association de plusieurs réponses est également envisageable (Figure 3 ; Davis & Shaw, 2001; Ghalambor et al., 2007). Récement, des travaux ont été inititiés sur des organismes modèles et à l’échelle moléculaire afin de mieux comprendre les sources éventuelles de flexibilité comme le propose les rapporteurs du dossier FRB intitulé « RÉPONSES ET ADAPTATIONS AUX CHANGEMENTS GLOBAUX : QUELS ENJEUX POUR LA RECHERCHE SUR LA BIODIVERSITÉ ? » (Nicotra et al., 2010; Fondation pour la recherche sur la biodiversité, 2015). Dans ce contexte, les études actuelles ont principalement porté sur la contribution de la variation génétique à l'adaptation locale. Ces dernières années, de nombreuses études sur la plante modèle Arabidopsis thaliana et sur des espèces cultivées ont montré le rôle important des mécanismes épigénétiques sur l'expression des gènes et le déterminisme du phénotype. Ces mécanimes épigénétiques pourraient ainsi participer à l’adaptation des plantes aux conditions climatiques d’origine (Kawakatsu et al., 2016; Rey et al., 2016). A ce jour, ces mécanismes épigénétiques sont restés peu étudiés chez les arbres (Commission on Genetic Resources for Food and Agriculture, 2014; Plomion et al., 2016) et cette question fait partie des priorités soulevées dans le cadre du projet financé par l’Union européenne intitulé « FoResTTraC » (http://www.foresttrac.eu/index.php/project). Les travaux de thèse décrits dans ce manuscrit portent ainsi sur le rôle possible de la méthylation de l’ADN dans la plasticité phénotypique d’un arbre modèle, le peuplier, lors de variations de la disponibilité en eau du sol. L’introduction générale qui suit présentera d’abord brièvement la notion de plasticité phénotypique et les mécanismes épigénétiques notamment la méthylation de l’ADN de façon non exhaustive car la littérature à ce sujet est devenue extrêmement riche ces dernières années pour aboutir à la présentation du sujet de thèse.
INTRODUCTION GENERALE
Figure 1 : Exemples de plasticité phénotypique chez différents organismes. (A) La Daphnia cucullata sans prédateur (à gauche) et avec prédateur (à droite) posséde un phénotype divergent caractérisé par l’apparition d’une crête et d’une épine, (B) Le papillon Precisoctavia exprime un phénotype dépendant des saisons (saison humide (en haut), saison sèche (en bas)) (C) Le têtard de Spea multiplicata se caractérise par une forme omnivore (en haut) et carnivore (en bas) (D) Le coléoptère Onthophagus nigriventris a une forme à courte (à gauche) et longue corne (à droite) (E) L’Anunculus aquatilis possède un phénotype foliaire dépendant de son environnement, milieu aérien (à gauche) ou aquatique (à droite) (Pfennig et al., 2010).
I. Plasticité phénotypique 1 Notion de la plasticité phénotypique
La plasticité phénotypique est une notion qui ne cesse d’évoluer depuis les années 1900. Cette notion de plasticité phénotypique est fondée sur le terme « norme de réaction » qui a été définie pour la première fois par Woltereck (1909) (cité par Whitman & Agrawal, 2009). La norme de réaction permet d’évaluer la plasticité phénotypique d’un individu en réponse aux variations environnementales. Il faudra attendre les années 1940 pour que Schmalhausen (1949) et Waddington (1942a) proposent que les normes de réaction soient héritables et puissent donc évoluer comme d’autres phénotypes.
C’est en 1965 que Brashaw propose la première définition moderne de la plasticité phénotypique : « la quantité de variations de l’expression d’un caractère particulier pour un génotype donné en fonction de différents environnements correspond à la plasticité de ce caractère ». Cette définition sera reprise par Pigliucci (2001) comme étant « la capacité d’un génotype donné à produire différents phénotypes en réponse à des conditions environnementales distinctes ». Puis West-Eberhard (2003) propose de la caractériser comme étant un individu capable de se développer en conditions défavorables ou possédant la capacité à réagir aux fluctuations environnementales en induisant des modifications morphologiques, physiologiques, etc (DeWitt & Scheiner, 2004; Phillips & Kingsland, 2015).
De nos jours, la plasticité phénotypique, représente la capacité d’un génotype à prendre plusieurs phénotypes dans différents environnements (Figure 1 ; Metcalf et al., 2003; Nicotra et al., 2010). Ce processus est fréquent chez les organismes vivants (en particuliers chez les insectes et les plantes) et est souvent adaptatif (augmentation de la valeur sélective). Toutefois, elle peut aussi être inadaptée (valeur sélective diminuée), neutre (aucune effet sur la valeur sélective), continue / discontinue, réversible (plasticité phénotypique comportementale) ou irréversible (plasticité phénotypique développementale). La plasticité phénotypique pourrait servir de tampon des risques liés aux changements climatiques à l’échelle de l’individu mais aussi être soumise à la sélection naturelle à l’échelle de l‘espèce (Nicotra et al., 2010).
Toutefois l’existence d’une composante génétique dans la plasticité phénotypique comme dans la définition du phénotype augmente la possibilité qu’un ou plusieurs individus possèdent un phénotype proche de l’optimum dans le nouvel environnement. Dans ce contexte la plasticité phénotypique aussi appelée variance phénotypique correspond à :
Var(P) = Var(G) + Var(E) + Var (G × E)
où Var(G) représente la variance génotypique dans la population, Var(E) la variance environnementale et leur interaction Var (G × E).
Figure 2 : Les normes de réaction permettent l’étude de la plasticité phénotypique et peuvent être appréhendées par deux approches mathématiques : (A) l’approche d’état (character state, CS) et (B) la construction de fonctions polynomiales (NR) (DeWitt & Scheiner, 2004).
Figure 3 : Schémas des différentes formes de normes de réaction (NR) (adaptée de DeWitt & Scheiner, 2004).
A B
NR
2 Mesure de la plasticité phénotypique
La plasticité phénotypique peut être étudiée via les normes de réaction qui peuvent-elles mêmes être appréhendées mathématiquement de deux manières, soit par l’approche d’état « characters state », soit par la construction de fonctions polynomiales (Figure 2).
L’approche d’état proposée par Falconer (1952) se base sur la génétique quantitative classique. Elle consiste à définir le même caractère phénotypique mesuré dans différents environnements comme un ensemble de caractères (d’état). La plasticité dans ce cas est donc considérée comme caractéristique d’un caractère (Lefevre et al., 2016)
La norme de réaction, quant à elle, est modélisée par une fonction polynomiale et a l’avantage de simplifier grandement ce paramètre car elle est décrite essentiellement par le coefficient du polynôme. Les paramètres obtenus de cette fonction permettent de relier les variations des phénotypes produits par un individu aux changements continuels des paramètres environnementaux tels que la disponibilité en eau du sol, en nutriment ou la température de l’air (Schlichting & Pigliucci, 1998). Dans cette approche, les normes de réaction sont propres à chaque caractère qui participe à la mise en place du phénotype. Une norme de réaction est caractérisée à la fois par sa forme (non- plastique ou plastique) et son amplitude (degré de plasticité) (Figure 3). De ce fait, au sein d’une population chaque individu sera caractérisé par sa propre norme de réaction pour un caractère donné (Schlichting & Pigliucci, 1998; Sarkar, 1999).
Chez les organismes hétérozygotes, afin de mesurer la plasticité phénotypique pour un caractère donné chez un génotype, il est utile de pouvoir travailler à partir de clones comme chez le peuplier. Dans le cas contraire, l’évaluation est réalisée à l’échelle de la population comme par exemple chez le frêne ou le hêtre (Vitasse et al., 2014).
3 Plasticité phénotypique des arbres en réponse aux changements climatiques
La plasticité phénotypique des arbres est aujourd’hui cruciale pour prédire les changements de la répartition des espèces, la composition des populations mais aussi leur productivité lors de l’exposition à des changements environnementaux. Les arbres peuvent aussi agir sur la plasticité d’une large gamme de caractères autant impliqués dans des fonctions moléculaires, des processus développementaux, des caractères morphologiques et physiologiques en réponse à un stress environnemental (Nicotra et al., 2010).
Figure 4 : Schéma illustrant la définition moderne de l’épigénétique et le lien existant avec la plasticité phénotypique. Un génome pouvant donner des épigénomes via l’action de différents mécanismes épigénétiques. Les états chromatiniens sont parfois transmis via la mitose aux cellules filles et / ou via la méiose aux générations futures (adaptée de Allis et al., 2007; Roudier et al., 2009).
Génétique
Epigénétique Mécanismes?
ADN + histones =
Méthylation de l’ADN Histones
sRNA
Remodeleur de la chromatine remodeleur
ARN
non
ARN non codant
Phénotypes et plasticité
Epigénomiques
Epigénétiques UN GENOTYPE
DES PHENOTYPES
P las tic it é p h én otypiq u e
La plasticité phénotypique de divers caractères écophysiologiques comme la surface massique foliaire, la régulation stomatique, l’efficience de l’utilisation de l’eau, la phénologie, la vulnérabilité à la cavitation, a été étudiée chez différents arbres en réponse à différentes variations climatiques (Tyree
& Zimmermann, 2002; Marron et al., 2003; Monclus et al., 2006; Aranda et al., 2007; Monclus et al., 2009; Corcuera et al., 2010; Fichot et al., 2010; Vitasse et al., 2010; de Miguel et al., 2011; Toillon et al., 2013; Viger et al., 2016). D’autres caractères plastiques tels que l’induction de la formation de nouvelles pousses, la tolérance des cellules à la dessiccation, l’architecture de la plante mais aussi la prolifération racinaire ont également été étudiés (Marron et al., 2006; McDowell et al., 2008;
Markesteijn et al., 2011).
Dans ce contexte, la plasticité phénotypique permettrait de faciliter, limiter, tamponner ou même accélérer les processus d’adaptation génétique et d’évolution (West-Eberhard, 2003; Pigliucci
& Murren, 2003; Pigliucci, 2006; Nicotra et al., 2010). Enfin, ces modifications du phénotype par l’environnement peuvent parfois être transmises à travers les générations. Au-delà de la variation génétique, d’autres sources de flexibilité sont envisagées et notamment celles de nature épigénétique (Nicotra et al., 2010; Fondation pour la recherche sur la biodiversité, 2015; Rey et al., 2016).
4 Composante épigénétique de la plasticité phénotypique
De nos jours, il est bien établi qu’en plus de l’information génétique portée par la séquence de l’ADN, une autre information affecte le phénotype d‘un individu : c’est l’épigénétique (Bossdorf et al., 2008;
Allis et al., 2015). En effet, les différents mécanismes épigénétiques engendrent des modifications de la structure de la chromatine et / ou de l’expression de gènes qui permettent l’élaboration à partir d’un génome de plusieurs épigénomes. Ces épigénomes seraient impliqués dans le déterminisme du phénotype via une transmission par méiose et / ou mitose (Figure 4 , Pikaard & Mittelsten Scheid, 2014). Il est possible alors d’établir un lien logique entre l’épigénétique et la plasticité phénotypique (Figure 4).
Divers travaux réalisés sur la plante modèle Arabidopsis thaliana ont apporté des arguments expérimentaux solides sur l’importance des mécanismes épigénétiques : dans la plasticité phénotypique (Baulcombe & Dean, 2014; Kooke et al., 2015), la transmission des caractères aux générations suivantes (Boyko & Kovalchuk, 2008) ou plus généralement à l’adaptation locale (Kawakatsu et al., 2016). Plus récemment, des études ont commencé à proposer l’intervention de mécanismes épigénétiques dans la plasticité des arbres en réponse aux changements climatiques (Blödner et al., 2007; Bräutigam et al., 2013; Conde et al., 2013; FoResTTraC (http://www.foresttrac.eu/index.php/project)).
Figure 5 : Théorie de la préformation c’est-à-dire du développement à partir de minuscules corps déjà pré-formés (Hartsoeker, 1694).
II. L’épigénétique
1 Du concept à la définition moderne de l’épigénétique
1.1 Origines de l’épigénétique
Au début des années 1930 Conrad Hal Waddington (1905-1975) se questionne sur la régulation génétique du développement. Dans ce contexte, Waddington prend l’initiative d’enrichir et d’expliciter le développement embryonnaire en y ajoutant le concept de gène considéré comme « unité de l’hérédité » non matérialisée, sans pour autant exclure d’autres facteurs comme ceux liés au cytoplasme (Waddington, 1939). Néanmoins, il entreprend tout d’abord de clarifier différentes notions telles que celle du gène comme « séquence d’ADN ». En effet, avant le courant de pensée de Waddington, le développement d’un embryon était abordé via le « champ embryonnaire » (région spatiale initiant le développement d’une structure complète) et non pas via le concept de gène. Afin d’établir un modèle cohérent Waddington se repose sur les deux grands dogmes de l’époque : la théorie de la préformation (organes préformés) (Figure 5) et de l’épigenèse (désignant la croissance et la différenciation embryonnaires) (Figure 6 ; Waddington, 1966; Van Speybroeck, 2002; Felsenfeld, 2014). Ces visions lui ont permis de mélanger à la fois les concepts existants et les connaissances naissantes en embryologie. Il conçoit donc la préformation comme la génétique alors que l’épigenèse explique les idées de la biologie du développement, mettant en avant les interactions entre les éléments du zygote incluant les gènes. Waddington décide d’utiliser un néologisme afin d’illustrer sa façon de penser :
« Epigenesis + Genetics = Epigenetics »
Ainsi, la notion d’« épigénétique » fut-elle inventée et définie comme étant «tous les évènements menant à la mise en place du programme génétique du développement» (Waddington, 1942b; Holliday, 2006). Puis il redéfinie l’épigénétique comme «branche de la biologie qui étudie les interactions causales entre les gènes et leurs produits établissant le phénotype» (Waddington, 1942b).
D’après les pensées de Waddington, le phénotype est le produit d’une interaction complexe entre le génotype et l’épigénétique. De cette manière, l’épigénétique décrit le comportement des gènes lors du développement du zygote jusqu’à l’adulte, aboutissant à une nouvelle composante du phénotype, l’« épigénotype »:
« Génotype + Epigénotype + Environnement = Phénotype particulier »
Cette définition du terme « épigénétique », se focalise donc sur le rapport entre génotype, phénotype, et l’ensemble des processus environnementaux formant l’épigénotype. En 1957, il émet des suggestions sur le rôle de la génétique dans la régulation du développement (Waddington, 1957).
Figure 7 : Paysage épigénétique selon Waddington. Les billes de couleurs représentent le destin cellulaire qui va descendre la pente du paysage via différentes vallées possibles. Ce relief est façonné par l’interaction de gènes (cubes de couleur en bas) et de l’environnement (adaptée de Waddington, 1957).
D’après son hypothèse, une population de cellules se différenciaient sous l’action des gènes et des constituants épigénétiques pour former un organisme lors du développement (Waddington, 1966). Il représente cette hypothèse sous la forme du « paysage épigénétique » ou « epigenetic landscape » (Figure 7). Dans cette illustration, le destin de la cellule est imagé par une bille et le terrain dont le relief est vallonné sur lequel la bille descend n’est pas défini clairement, mais modulé par les gènes et leurs mutations. Les « collines » représentent l’irréversibilité de la différentiation cellulaire.
Waddington fait un parallèle évolutif, montrant que la mutation, par son action sur le développement et la morphologie, joue un rôle important dans l’évolution et la sélection naturelle (Van Speybroeck, 2002). Malgré tout, le concept d’épigénétique de l’époque est loin de celui d’aujourd’hui. Certes, Waddington était conscient que l’«épigénotype» participait à la différentiation des cellules et pensait que la structure du chromosome était impliquée dans la modulation de l’expression des gènes (Waddington, 1962). Cependant, l’épigénétique de Waddington était centrée autour des gènes, « séquences d’ADN », tandis que l’épigénétique moderne allait nuancer cette importance. Il faudra attendre le début des années 1980, pour que les liens moléculaires entre génotype et phénotype commencent à être véritablement élucidés.
1.2 Epigénétique moléculaire
Depuis Waddington, les définitions du terme épigénétique ne cessent d’évoluer. Dans les années 1990, l’engouement important pour la biologie du développement permet la découverte de cas d’hérédité ne respectant pas les lois de Mendel, la paramutation par exemple. Celle-ci est le fruit d’une interaction entre les allèles d’un gène qui engendre un changement dans l’expression d’un des deux allèles héritable par mitose et / ou méiose (Holliday, 2006; Chandler, 2010). Le terme inventé quelques 50 ans plus tôt d’épigénétique allait être remis au gout du jour. Dans les année 1990, Hollyday puis Russo et Riggs vont lui donner une vision plus large en la définissant comme « l’étude des modifications de la fonction des gènes, héritable lors de la mitose ou la méiose, et qui ne peuvent être expliquées par des changements de la séquence d’ADN » (Russo et al., 1996). Dans les années 2000, Andrew Bird en désaccord avec cette vision, tente de redéfinir la discipline en parlant « d’adaptations structurelles de régions chromosomiques de manière à inscrire, signaler ou perpétuer des états d’activité altérés » (Bird, 2007). Récemment l’épigénétique a été définie comme l’étude des modifications héritables dans l’expression des gènes et non expliquées par des changements dans la séquence de l’ADN (Bird, 2007;
Bossdorf et al., 2008).
La définition de l’épigénétique constitue un perpétuel débat (Bird, 2007). Certains considèrent que l’épigénétique englobe tous les processus mis de côté par la séquence de l’ADN qui engendrent la production d’un phénotype héritable ou non (Hallgrímsson & Hall, 2011). D’autres défendent la nécessité de la notion de l’héritabilité car l’épigénétique est associée à la « soft inheritance » (Ho &
Burggren, 2010). A cause de ces points de vue opposés, deux termes émergent : l’épigénétique (plasticité développementale et canalisation) et l’épigénétique héréditaire (transmission à la génération future) (Jablonka & Raz, 2009). Dernièrement, le consortium du « Roadmap Epigenomics Project » (http://www.roadmap epigenomics.org/overview) définit l’épigénétique comme « des modifications héritables dans l’activité et l’expression génique (cellule ou individu) mais aussi comme des altérations stables et de longue durée qui ne sont pas nécessairement héritables au niveau du potentiel transcriptionnel d’une cellule ». Dans notre cas, l’épigénétique sera définie comme l’étude de mécanismes qui, au niveau moléculaire affectent l’expression des gènes sans altérer la séquence de l’ADN et qui peuvent engendrer des changements potentiellement héritables dans le phénotype (Bossdorf et al., 2008; Richards, 2011; Ledón-Rettig, 2013). L’épigénomique correspond à l’analyse des changements de l’état de la chromatine et de ses marques au travers du génome autant à l’échelle de la cellule que celui de l’organisme (Xiao et al., 2014).
